АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

В данной статье представлена подробная экспериментальная процедура восстановления нуклеосомных ДНК-тросов для одномолекулярной корреляционной силовой и флуоресцентной микроскопии. Далее описывается несколько последующих экспериментов, которые могут быть проведены для визуализации связывания белков, взаимодействующих с хроматином, и анализа изменений физических свойств нуклеосом.

Аннотация

Нуклеосомы являются первичной единицей эукариотического хроматина и были предметом многочисленных информативных исследований одномолекулярных соединений относительно их биофизических свойств и взаимодействия с хроматин-связывающими белками. Восстановление нуклеосом на ДНК для этих исследований обычно включает процедуру солевого диализа, которая обеспечивает точный контроль над размещением и количеством нуклеосом, образующихся вдоль троса ДНК. Тем не менее, этот протокол занимает много времени и требует значительного количества ДНК и гистоновых октамеров в качестве входных данных. Чтобы предложить альтернативную стратегию, описан метод восстановления нуклеосом in situ для одномолекулярной силовой и флуоресцентной микроскопии, в котором используется гистоновый шаперон Nap1. Этот метод позволяет пользователям собирать нуклеосомы на любой матрице ДНК без необходимости в строгом позиционировании нуклеосомных последовательностей, регулировать плотность нуклеосом по требованию и использовать меньшее количество реагентов. Образование нуклеосом in situ происходит в течение нескольких секунд, что упрощает экспериментальный рабочий процесс и удобный переход к измерениям на одной молекуле. Далее описываются примеры двух последующих анализов для зондирования механики нуклеосом и визуализации поведения отдельных белков на хроматине.

Введение

Первичной упаковочной единицей эукариотического хроматина является нуклеосома, в которой ~147 пар оснований (..) ДНК обернуты вокруг октамера белков ядра гистонов 1,2. В дополнение к упаковке генома, нуклеосомная архитектура служит еще одним богатым слоем биофизической регуляции, который может быть использован хроматин-связывающими белками при выполнении ими различных функций 3,4. Экспериментальный доступ к физическим характеристикам нуклеосом и их измерение были технически сложными, поскольку эти единицы работают в мельчайших масштабах (например, нанометровые длины, силы пиконьютонов), и, таким образом, их зондирование требует достаточной чувствительности и точности для осмысленного информирования о функции. Более того, хроматин-связывающие белки часто взаимодействуют со своими субстратами временно, и большинству подходов к ансамблю не хватает соответствующего временного разрешения для информирования кинетики этих взаимодействий. К счастью, появление одномолекулярных методов сделало возможным визуализировать и манипулировать отдельными белками и их взаимодействиями в режиме реального времени, раскрывая механистическую информацию об этих молекулярных событиях, происходящих на наноуровне. В частности, одномолекулярная корреляционная силовая и флуоресцентная микроскопия (smCFFM) использует как инструменты обнаружения флуоресценции с высоким разрешением, так и инструменты манипулирования силой для одновременного определения механики, состава и координации хроматина и хроматин-белковых комплексов 7,8.

В smCFFM, где в качестве метода манипулирования силой используется «оптический пинцет», плотно сфокусированный лазер используется для захвата диэлектрического объекта, обычно пластикового шарика микронного размера, втрех измерениях. Биополимер, такой как фрагмент ДНК, может быть конъюгирован с шариком (например, с помощью, например, связи стрептавидин-биотин, дигоксигенин-анти-дигоксигенин антитела), и пользователь может как применить калиброванную силу, так и измерить силу/смещение, генерируемое системой10. Добавленный флуоресцентный модуль позволяет одновременно получать многоцветную флуоресцентную визуализацию для отслеживания состава и поведения белка.

Основной метод восстановления нуклеосомных матриц для smCFFM включает сборку нуклеосом на пользовательских матрицах ДНК с помощью солевого диализа 11,12,13. В этой процедуре очищенные октамеры гистонов инкубируют с матрицами ДНК в буфере с высоким содержанием соли (~1 М хлорида натрия), и по мере медленного диализа соли нуклеосомы спонтанно собираются на ДНК в зависимости от последовательности позиционным образом14,15. Таким образом, обычно сильные нуклеосомные позиционирующие последовательности (например, Widom 60116, X. laevis 5S рДНК17) встраиваются в матрицы ДНК для создания пользовательских нуклеосомных массивов. Несмотря на то, что этот хорошо зарекомендовавший себя метод обеспечивает точный контроль над размещением и количеством нуклеосом в ДНК, он имеет ряд недостатков: (1) включение последовательностей ДНК с сильным позиционированием нуклеосом может привести к образованию искусственно стабильных нуклеосом, которые искажают активность хроматин-связывающих белков, (2) процесс солевого диализа для образования нуклеосом требует большого количества ДНК и октамеров. и (3) процедура требует от одного до нескольких дней работы, а также значительных усилий для титрования правильного соотношения ДНК и октамера для оптимальной плотности нуклеосомной матрицы.

В этой рукописи мы описываем альтернативный метод формирования нуклеосом вдоль ДНК in situ в одномолекулярном коррелятивном и флуоресцентном микроскопе с использованием рекомбинантного гистонового шаперона Nap1, который напоминает физиологический путь образования нуклеосом in vivo 18,19,20,21,22. Этот метод позволяет пользователям собирать нуклеосомы на неспецифических последовательностях ДНК, легко регулировать плотность нуклеосом и использовать значительно меньшее количество реагентов, и все это в течение нескольких минут. Кроме того, формирование связок нуклеосомной ДНК in situ упрощает экспериментальный рабочий процесс и делает его более удобным для визуализации и манипулирования одной молекулой. Таким образом, когда равномерное и специфическое позиционирование нуклеосом не является необходимостью, этот протокол предлагает полезный вариант для исследования механики нуклеосом или поведения белка на хроматине, для которого мы также описываем примеры анализов.

протокол

Подробная информация о реагентах и оборудовании, использованном в исследовании, приведена в Таблице материалов.

1. Получение биотинилированной ДНК

  1. Приготовьте объемную реакцию объемом 120 мкл, содержащую 20 мкг λ ДНК, 33 мкМ биотина-dCTP, 33 мкМ биотина-dUTP, 33 мкМ биотина-dATP, 33 мкМ dGTP, 10 единиц фермента Кленоу и 1x NEB Buffer 2.
    Примечание: В данной процедуре специально используется линейная двухцепочечная (ds) геномная ДНК бактериофага λ без метилирования (48 502.с.), которая содержит 12-нуклеотидную (nt) 5'-одноцепочечную (ss) ДНК23. Тем не менее, протокол может быть адаптирован для использования любой длины или последовательности линейной дцДНК при условии, что она содержит, по меньшей мере, несколько nt 5'-выступов, причем длина и последовательность nt определяют количество биотинилированных nts, установленных на каждом конце для последующего связывания между оптическими ловушками. Кроме того, реакцию можно уменьшить. Например, 5 г ДНК можно использовать в реакции объемом 30 мкл. Кроме того, полученные таким образом субстраты ДНК не ограничены на кручение. Для получения информации о протоколах создания ДНК, ограниченной на кручение, обратитесь к ранее опубликованным отчетам 24,25.
  2. Инкубируйте реакцию при комнатной температуре в течение 15 минут.
  3. Добавьте 10 мМ ЭДТА и инкубируйте при 75 °C в течение 20 минут.
  4. Выполнение осаждения этанола для получения биотинилированного продукта ДНК.
    1. Добавьте 0,1x объем 3 М ацетата натрия и 3x объем ледяного 100% этанола. Хранить при температуре -20 °C не менее 1 часа до ночи. Центрифуга при 13 500 x g в течение 30 мин при 4 °C.
    2. Осторожно удалите надосадочную жидкость, не потревожив гранулы, и добавьте 1 мл 75% этанола. Центрифугируйте при 13 500 x g в течение 1 минуты при 4 °C.
    3. Повторите этапы удаления надосадочной жидкости, добавления этанола и центрифугирования.
    4. Осторожно удалите всю надосадочную жидкость и дайте гранулам высохнуть на воздухе в течение 10 минут. Растворите гранулу в 100-200 μл буфера TE или ddH2O (может инкубироваться при 37 °C для облегчения растворения). Измерьте концентрацию с помощью спектрофотометра Nanodrop.

2. Подготовка каналов в проточной камере

ПРИМЕЧАНИЕ: Эта процедура основана на коммерчески доступном микрофлюидном чипе (см. Таблицу материалов), но может быть адаптирована к любому прибору smCFFM с многоканальной проточной ячейкой.

  1. Пассивируйте каналы (гл) 4 и 5 (или любые гл. , которые будут содержать белки) (см. схему каналов на рисунке 1А). Добавьте 500 μL 0,1% BSA в каждый канал и пейте со скоростью 0,8 бар (~0,45 μЛ/с для трубок с внутренним диаметром 0,010 дюйма) в течение 8 мин. Удалите раствор.
  2. Добавьте 500 мкл 0,05% Pluronic-F127 в каждый канал и пейте со скоростью 0,8 бар в течение 8 минут. Удалите раствор и промойте шприцы 1x PBS. Добавьте 2 мл 1x PBS в каждый канал и пейте со скоростью 0,8 бар в течение 27 минут.
  3. Вортексируйте исходный раствор шариков, покрытых стрептавидином (для этой процедуры используются шарики размером 3,13 мкм) и добавьте 2,15 мл раствора гранул к 1 мл 1x PBS. Добавить в гл. 1.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Размер и концентрация шариков, покрытых стрептавидином, могут быть отрегулированы в соответствии с предпочтениями пользователя.
  4. Добавьте 30-80 нг биотинилированной λ ДНК в 1 мл 1x PBS. Добавить в гл. 2.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Концентрация биотинилированной ДНК может быть отрегулирована в соответствии с предпочтениями пользователя. Большее количество ДНК увеличит частоту формирования ДНК-тросов, но также повысит частоту связывания нескольких молекул ДНК одновременно, что может усложнить эксперимент.

3. Nap1-опосредованное образование нуклеосом in situ

  1. Добавьте 500 мкл безбелкового буфера для изображения в гл. 3.
    Примечание: Буферная композиция в главе 3 является гибкой и должна быть подходящей как для нуклеосом, так и для конкретного белка (белков), представляющего интерес. По желанию пользователи могут выбрать добавление систем очистки кислорода для уменьшения фотообесцвечивания флуорофоров и/или конкурирующей ДНК для удаления октамеров гистонов, которые не упакованы должным образом в нуклеосомы.
  2. Добавьте 2 нМ S. cerevisiae Nap1 и 2-5 нМ меченого LD655 гистонового октамера (HO) H4 к 500 мкл 1x HR буфера18. Добавить в гл. 4.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Гистон-октамеры и Nap1 могут быть коммерчески приобретены или приготовлены на месте (см. Таблицу материалов). Количество нуклеосом, которые должны быть сформированы вдоль каждой привязанной ДНК, зависит от концентрации октамера, а также от времени, проведенного в этом канале. Желаемая и приближенная плотность нуклеосом пользователя вдоль каждой молекулы ДНК может быть модулирована путем регулировки одного или обоих этих параметров. Кроме того, пользователь может выбрать маркировку гистоновых октамеров предпочитаемым флуорофором.
  3. Необязательно: Добавьте хроматин-связывающий белок или другой белок, представляющий интерес, в главу 5 в соответствующий буфер.
  4. Протекайте все каналы со скоростью 1,0 бар (~0,55 мкл/с в текущей экспериментальной установке) в течение 30 с, чтобы промыть каналы проточной ячейки образцами.
  5. Установите расход на 0,2 бар (~0,16 μл/с в текущей экспериментальной установке). Переместите оптические ловушки (ОТ) в гл. 1 и поймайте подходящую пару шариков, покрытых стрептавидином.
  6. Переместите ОТ в главу 3, проведите силовую калибровку для пары шариков, включите красный конфокальный лазер (или другую линию лазера по выбору) и откалибруйте область визуализации.
  7. Установите расход на 0,2 бар и переместите ОТ на главу 2. Улавливайте биотинилированную ДНК.
  8. Переместите ОТ на гл. 3 и остановите поток. Увеличьте расстояние между ОТ, чтобы растянуть ДНК, и отслеживайте соответствующую кривую сила-расстояние (FD), чтобы подтвердить наличие одного троса ДНК (в отличие от нескольких тросов). Кривая должна следовать модели червеобразной цепи для дцДНК при заданной длине контура26.
  9. Отрегулируйте расстояние между ОТ так, чтобы напряжение ДНК составляло примерно 1 пН.
    Примечание: Напряжение в 1 пН достаточно низкое, чтобы нуклеосомы оставались обернутыми в ДНК27 , но достаточно высокое, чтобы поместить всю молекулу ДНК в ось визуализации линии.
  10. Включите линейное сканирование, чтобы начать сбор кимографа с включенным красным лазером.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Кимографы или 2D-сканирования привязанной ДНК могут быть получены, в соответствии с предпочтениями пользователя.
  11. Переместите ОТ на главу 4 с выключенным потоком. С помощью Nap1 HO загружаются в ДНК и оборачиваются для формирования нуклеосом в режиме реального времени. Загрузка нуклеосом визуализируется в виде флуоресцентных траекторий, появляющихся на ДНК внутри кимографов. В то же время, образование нуклеосом на ДНК можно контролировать по увеличению силы по мере того, как все больше НО нагружаются, когда положения ОТ остаются постоянными.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Лазер возбуждения флуоресценции может быть отключен на этапах формирования нуклеосом, чтобы избежать фотообесцвечивания флуорофоров. Кроме того, неспецифическое связывание гистоновых октамеров с ДНК, при котором октамеры не обернуты в нуклеосомы, может происходить с использованием этого протокола. Эти события связывания не приводят к «разрыву» при растяжении ДНК, как описано в приведенном ниже протоколе «Разворачивание нуклеосом» (шаг 4), и иногда могут быть смыты мягким потоком буфера, особенно если буфер содержит свободную конкурирующую ДНК.
  12. Когда будет сформировано примерное нужное количество нуклеосом, приступайте к сбору данных.

4. Раскрытие нуклеосом

  1. Выполните шаги 2 и 3.
  2. После формирования троса ДНК, содержащего нуклеосомы, переместите ОТ в главу 3.
  3. Подготовьтесь к экспериментам по раскрытию нуклеосом, сократив расстояние между ОТ до тех пор, пока сила не станет примерно равной нулю. Обнулите силу.
  4. Начните перемещение OT 1 от OT 2 с постоянной скоростью 0,1 мкм/с. На кимографе бусина в ОТ 1 будет визуально удаляться от бусины в ОТ 2. На кривой FD сила будет увеличиваться по мере увеличения расстояния. По мере раскрытия нуклеосом будут возникать «разрывы» или переходы в силе (~8-37 пН), которые означают распутывание внутренней оболочки отдельных нуклеосом 27,28,29.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Сила, с которой происходит разворачивание, зависит от скорости вытягивания, которая ожидается при неравновесных процессах. Иногда несколько нуклеосом разворачиваются одновременно, вызывая большее изменение расстояния при переходе по кривой FD. Кроме того, распущение внешней оболочки нуклеосомы не так хорошо видно в этих экспериментальных условиях (см. раздел «Обсуждение»).

5. Визуализация связывания белка с хроматином

  1. Выполните шаги 2 и 3.
  2. Добавьте 10 нМ меченого Cy3 линкера гистона H1.4 к 500 мкл буфера изображения в главе 5.
    Любой представляющий интерес белок может быть добавлен в гл. 5 в концентрации по выбору (обычно ниже 100 нМ для визуализации одной молекулы).
  3. После формирования троса ДНК, содержащего нуклеосомы, включите зеленый лазер в дополнение к красному лазеру и переместите OTs на главу 5 для визуализации связывания H1 с хроматином в режиме реального времени.
  4. Продолжайте собирать кимографы или сканы до тех пор, пока не будет достигнута достаточная статистика (не менее ~10-20 кимографов в зависимости от частоты событий и сложности эксперимента).

Результаты

С помощью схемы, описанной на шаге 3 (рис. 1A), формирование нуклеосом вдоль троса ДНК визуализировалось как появление красных флуоресцентных очагов на 2D-сканировании (рис. 1B, слева) или траекторий с течением времени на кимографе (

Обсуждение

Описанный протокол обеспечивает ряд преимуществ для восстановления нуклеосом, включая минимизацию реагентов и времени, а также возможность шаперон-зависимого формирования нуклеосом вдоль любой (потенциально нативной) последовательности ДНК. Кроме того, метод in si...

Раскрытие информации

Авторы заявляют об отсутствии конкурирующих интересов.

Благодарности

G.N.L.C. выражает признательность за поддержку со стороны Национального института психического здоровья Национальных институтов здравоохранения (NIH) в рамках гранта под номером F31MH132306. С. Л. поддерживается Фондом Робертсона, Международным фондом синдрома Ретта и NIH (награда No R01GM149862).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
1x HR bufferN/AN/A30 mM tris acetate pH 7.5, 20 mM magnesium acetate, 50 mM potassium chloride, 0.1 mg/mL BSA 
1x PBS (Phosphate-buffered saline)N/AN/A137 mM sodium chloride, 2.7 mM potassium chloride, 10 mM sodium phosphate dibasic, 1.8 mM potassium phophate monobasic 
Acetic acid, glacialMillipore SigmaAX0074-6Use to make tris acetate
Biotin-11-dUTPJena BioscienceNU-803-BIOX-S
Biotin-14-dATPJena BioscienceNU-835-BIO14-S
Biotin-14-dCTPJena BioscienceNU-956-BIO14-S
Bovine Serum AlbuminMillipore SigmaA9418-50GDissolve in H2O and run through 0.22 um filter
Cy3 Maleimide Mono-Reactive DyeCytivaPA23031Maleimide functionalized Cy3 fluorophore
dGTPNew England BiolabsN0442S
Eppendorf Centrifuge 5425 RFisher Scientific05-414-051Benchtop centrifuge with cooling
Ethyl alcohol, PureMillipore Sigma459844
Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA)Millipore SigmaE9884Dissolve in H2O to 0.5 M
Human histone octamer (H4, L50C; H2A, K119C) N/AN/ARecombinant histone proteins and those harboring labeling mutations were purified in-house as described previously (see refs. 33, 34, 35, 36). Briefly, recombinant histones were expressed in BL21 (De3) pLySS cells (Promega). Inclusion bodies were isolated after sonication, and histones were extracted under denaturing conditions. Histones were dialyzed into buffer A (7 M urea, 10 mM tris hydrochloride pH 8.0, 100 mM sodium chloride, 1 mM EDTA, and 5 mM 2-mercaptoethanol), and the solution was added to a gravity column loaded with Q Sepharose Fast Flow (Cytiva). The flow through was then added to a gravity column loaded SP Sepharose Fast Flow (Cytiva), and the histones were eluted from the column by adding buffer A supplemented with 600 mM sodium chloride. Histones harboring labeling mutations (H4, L50C; H2A, K119C) were purified and then conjugated to the desired fluorophore via maleimide-functionalized dyes (Cytiva, Lumidyne) using a 20:1 dye-to-protein molar ratio (see refs. 33, 34). Histone octamers were assembled by adding an equal molar ratio of each wild-type or fluorophore-labeled histone under denaturing conditions, dialyzed into a high-salt buffer containing 2 M sodium chloride, and then purified by size exclusion chromatography as described previously (see refs. 36, 37). Alternatively, individual histone proteins and ready-made histone octamers can be purchased commercially (e.g., Epicypher). 
Image bufferN/AN/A20 mM tris hydrochloride pH 8.0, 100 mM sodium chloride
Klenow Fragment (3' to 5' exo-)New England BiolabsM0212S
Lambda DNA (dam-, dcm-)Thermo Fisher ScientificSD0021Methylation-free λ DNA
LD655-MALLumidyne Technologies9Maleimide functionalized LD655 fluorophore
Linker histone H1.4 (A4C)N/AN/APurified recombinant protein made in-house (see ref. 38)
LUMICKS C-Trap DymoLUMICKSN/ADual-trap configuration; standard materials for instrument provided by manufacturer
Magnesium acetate solutionMillipore Sigma63052-100MLUse to make HR buffer
NEBuffer 2New England BiolabsB7002SIncluded with Klenow Fragment kit
Pluronic F-127Millipore SigmaP2443-250GDissolve in H2O and run through 0.22 um filter
Potassium chlorideMillipore SigmaP3911Use to make PBS and HR buffer
Potassium phosphate monobasicMillipore SigmaP0662Use to make PBS
S. cerevisiae Nap1N/AN/ANap1 was purified in-house as previously described (see refs. 33, 34). Alternatively, Nap1 can be purchased commercially (e.g., Active Motif).
Sodium acetateMillipore Sigma241245Dissolve in H2O to 3 M
Sodium chlorideMillipore SigmaS9888Use to make PBS and image buffer
Sodium phosphate dibasicMillipore SigmaS9763Use to make PBS
SPHERO Biotin Coated Particles (3.0-3.4 µm)SpherotechTP-30-5
Thermo Scientific NanoDrop 2000/2000c SpectrophotometerFisher ScientificND2000NanoDrop Spectrophotometer
Tris BaseFisher ScientificBP152-500Dissolve in H2O and adjust to appropriate pH; use to make image buffer and tris acetate

Ссылки

  1. Kornberg, R. D. Chromatin structure: A repeating unit of histones and DNA. Science. 184, 868-871 (1974).
  2. Luger, K., Mader, A. W., Richmond, R. K., Sargent, D. F., Crystal Richmond, T. J. structure of the nucleosome core particle at 2.8 A resolution. Nature. 389, 251-260 (1997).
  3. Zhou, K., Gaullier, G., Luger, K. Nucleosome structure and dynamics are coming of age. Nat Struct Mol Biol. 26, 3-13 (2019).
  4. McGinty, R. K., Tan, S. Principles of nucleosome recognition by chromatin factors and enzymes. Curr Opin Struct Biol. 71, 16-26 (2021).
  5. Fierz, B., Poirier, M. G. Biophysics of chromatin dynamics. Annu Rev Biophys. 48, 321-345 (2019).
  6. Selvin, P. R., Ha, T. . Single-molecule techniques: A laboratory manual. , (2008).
  7. Chua, G. N. L., Liu, S. When force met fluorescence: Single-molecule manipulation and visualization of protein-DNA interactions. Annu Rev Biophys. , (2024).
  8. Hashemi Shabestari, M., Meijering, A. E. C., Roos, W. H., Wuite, G. J. L., Peterman, E. J. G. Recent Advances in biological single-molecule applications of optical tweezers and fluorescence microscopy. Methods Enzymol. 582, 85-119 (2017).
  9. Ashkin, A., Dziedzic, J. M., Bjorkholm, J. E., Chu, S. Observation of a single-beam gradient force optical trap for dielectric particles. Opt Lett. 11, 288 (1986).
  10. Neuman, K. C., Block, S. M. Optical trapping. Rev Sci Instrum. 75, 2787-2809 (2004).
  11. Hansen, J. C., van Holde, K. E., Lohr, D. The mechanism of nucleosome assembly onto oligomers of the sea urchin 5 S DNA positioning sequence. J Biol Chem. 266, 4276-4282 (1991).
  12. Peterson, C. L. Salt gradient dialysis reconstitution of nucleosomes. CSH Protoc. , (2008).
  13. Leicher, R., Liu, S. Probing the interaction between chromatin and chromatin-associated complexes with optical tweezers. Methods Mol Biol. 2478, 313-327 (2022).
  14. Segal, E., et al. A genomic code for nucleosome positioning. Nature. 442, 772-778 (2006).
  15. Ioshikhes, I. P., Albert, I., Zanton, S. J., Pugh, B. F. Nucleosome positions predicted through comparative genomics. Nat Genet. 38, 1210-1215 (2006).
  16. Lowary, P. T., Widom, J. New DNA sequence rules for high affinity binding to histone octamer and sequence-directed nucleosome positioning. J Mol Biol. 276, 19-42 (1998).
  17. Chipev, C. C., Wolffe, A. P. Chromosomal organization of Xenopus laevis oocyte and somatic 5S rRNA genes in vivo. Mol Cell Biol. 12, 45-55 (1992).
  18. Crickard, J. B., Moevus, C. J., Kwon, Y., Sung, P., Greene, E. C. Rad54 drives ATP hydrolysis-dependent DNA sequence alignment during homologous recombination. Cell. 181, 1380-1394.e18 (2020).
  19. Vlijm, R., et al. Comparing the assembly and handedness dynamics of (H3.3-H4)2 tetrasomes to canonical tetrasomes. PLoS One. 10, e0141267 (2015).
  20. Mazurkiewicz, J., Kepert, J. F., Rippe, K. On the mechanism of nucleosome assembly by histone chaperone NAP1. J Biol Chem. 281, 16462-16472 (2006).
  21. Nakagawa, T., Bulger, M., Muramatsu, M., Ito, T. Multistep chromatin assembly on supercoiled plasmid DNA by nucleosome assembly protein-1 and ATP-utilizing chromatin assembly and remodeling factor. J Biol Chem. 276, 27384-27391 (2001).
  22. Andrews, A. J., Chen, X., Zevin, A., Stargell, L. A., Luger, K. The histone chaperone Nap1 promotes nucleosome assembly by eliminating nonnucleosomal histone DNA interactions. Mol Cell. 37, 834-842 (2010).
  23. Wu, R., Taylor, E. Nucleotide sequence analysis of DNA. II. Complete nucleotide sequence of the cohesive ends of bacteriophage lambda DNA. J Mol Biol. 57, 491-511 (1971).
  24. King, G. A., Peterman, E. J., Wuite, G. J. Unravelling the structural plasticity of stretched DNA under torsional constraint. Nat Commun. 7, 11810 (2016).
  25. Paik, D. H., Roskens, V. A., Perkins, T. T. Torsionally constrained DNA for single-molecule assays: An efficient, ligation-free method. Nucleic Acids Res. 41, e179 (2013).
  26. Bustamante, C. J., Chemla, Y. R., Liu, S., Wang, M. D. Optical tweezers in single-molecule biophysics. Nat Rev Methods Primers. 1, 25 (2021).
  27. Diaz-Celis, C., et al. Assignment of structural transitions during mechanical unwrapping of nucleosomes and their disassembly products. Proc Natl Acad Sci USA. 119, e2206513119 (2022).
  28. Leicher, R., et al. Single-molecule and in silico dissection of the interaction between Polycomb repressive complex 2 and chromatin. Proc Natl Acad Sci USA. 117, 30465-30475 (2020).
  29. Chua, G. N. L., et al. Differential dynamics specify MeCP2 function at methylated DNA and nucleosomes. bioRxiv. , (2023).
  30. Brower-Toland, B. D., et al. Mechanical disruption of individual nucleosomes reveals a reversible multistage release of DNA. Proc Natl Acad Sci USA. 99, 1960-1965 (2002).
  31. McCauley, M. J., et al. Human FACT subunits coordinate to catalyze both disassembly and reassembly of nucleosomes. Cell Rep. 41, 111858 (2022).
  32. Mihardja, S., Spakowitz, A. J., Zhang, Y., Bustamante, C. Effect of force on mononucleosomal dynamics. Proc Natl Acad Sci USA. 103, 15871-15876 (2006).
  33. Li, S., et al. Nucleosome-directed replication origin licensing independent of a consensus DNA sequence. Nat Commun. 13, 4947 (2022).
  34. Li, S., et al. Origin recognition complex harbors an intrinsic nucleosome remodeling activity. Proc Natl Acad Sci USA. 119, e2211568119 (2022).
  35. Harada, B. T., et al. Stepwise nucleosome translocation by RSC remodeling complexes. Elife. 5, e10051 (2016).
  36. Luger, K., Rechsteiner, T. J., Richmond, T. J. Expression and purification of recombinant histones and nucleosome reconstitution. Methods Mol Biol. 119, 1-16 (1999).
  37. Rogge, R. A., et al. Assembly of nucleosomal arrays from recombinant core histones and nucleosome positioning DNA. J Vis Exp. (79), e50354 (2013).
  38. Leicher, R., et al. Single-stranded nucleic acid binding and coacervation by linker histone H1. Nat Struct Mol Biol. 29, 463-471 (2022).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

211

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены