Эта работа была поддержана NIH грант DP2OD008470.

Процедуры для работы с данио эмбрионов, описанных в этом протоколе были одобрены Комитетом по уходу и использованию животных в институциональная в университете Нотр-Дам. Подготовка Решение 1. Рингера <ol><li> Сделайте раствор из 116 мм NaCl, KCl 2,9 мм, 3,6 мм CaCl 2, и 5 мм Hepes с сверхчистой H 2 O путем постоянного перемешивания, чтобы избежать какой-либо соли осадков. </li><li> После добавления соли и, пока раствор еще перемешивании, добавляют 100 ед / мл пенициллина за и 100 мкг стрептомицина на мл. </li><li> После добавления всех антибиотики и соли, выполнить фильтр стерилизации раствора и хранить в стерильный контейнер. Примечание: N-фенилтиомочевины (1-фенил-2-тиомочевины) или ПТУ может быть добавлен в раствор Рингера, чтобы блокировать образование пигмента в бортовых имплантированных эмбрионов без негативных последствий для здоровья эмбриона. Для подготовки / пигментации блокирующий раствор Рингера, использовать концентратрация 0,003% ПТУ. Из-за низкой концентрации ПТУ быть добавлены он сообщил, что более высокий объем раствора Рингера быть, по крайней мере, 1 л, чтобы избежать добавления незначительный количество ПТУ порошка. Добавить ПТУ на этапе 1.2, в то время как раствор перемешивании. </li></ol> 2. Подготовка Tricaine Решение <ol><li> Добавьте 2 г этил 3-аминобензойной кислоты и метансульфоновой кислоты (Tricaine) на литр раствора с 0,1 М Трис, с 1 М наличии сбалансированного до рН 9,5 и сделал сверхчистой H 2 O. Примечание: Tricaine будет использоваться для эвтаназии данио эмбрионов в нужной точке времени для анализа бортовых имплантации фенотипы. </li></ol> 3. Подготовка Е3 Решение <ol><li> Сделать раствор 0,25 М NaCl, 10 мМ KCl, 12,5 мМ CaCl 2, и 16,6 мМ MgSO 4 к 1 л воды высшей степени очистки, чтобы создать 1 л E3. </li><li> Добавить 200 мкл метиленового синего в растворе E3 ингибировать рост грибков. </li></ol>4. Тяговые Иглы для MicroBead передачи <ol><li> Используйте огонь полированной боросиликатного стекла с нити на OD: 1,0 мм, ID: 0,5 мм, при длине 10 см. </li><li> Поместите borosilicated стекло в микропипетки съемник для подготовки тонких игл. Примечание: Следующие четыре размеры могут быть использованы в качестве отправной точки, чтобы вытащить иглы: тепло = 540, Pull = 245, Скорость = 200, и времени = 125. </li><li> После извлечения достаточного количества игл, в крытых пластика не чашки Петри, расположенные на полосах пластилина или клейкой лентой, чтобы предотвратить нарушение кончик иглы, до использования. </li><li> Чтобы обрезать кончик до нужного размера отверстия иглы, используйте пару тонких щипцов забить конец иглы. Примечание: диаметр отверстия иглы будет меняться в зависимости от размера Microbead быть использованы, а также систему предпочтений пользователя. Хорошая отправная точка для размеров судов отверстие в диапазоне между 100 и 200 мкм, если будет использоваться микросферы, начиная от 50-100 мкм. </li><li> ПриоR Чтобы использовать вставьте обрезанную иглу в держатель капилляра моде заполненную передачи Microbead инструмент. </li></ol> 5. Баки / Лэш Подготовка инструмента <ol><li> Получить усом, хлестать, или другой небольшой, но фирма кусок натурального или синтетического волоса нити. Вырезать у основания нити под углом 45 °. Придерживайтесь ус к наконечником микропипетки P-1000 с использованием постоянного четкое клей клей. </li></ol> 6. Microbead Имплантация лоток Подготовка <ol><li> Смешайте 2 г агарозы с 100 мл раствора E3, чтобы сделать 2% агарозном геле E3. </li><li> Нагреть 2% -ный раствор агарозы в течение 1 мин и 30 сек в 250 мл колбу Эрленмейера, закрученной в колбу каждые 30 сек, чтобы избежать гель с барботированием через. </li><li> Возьмите крышку от 60 мм х 15 мм чашки Петри и поместите его в большем 150 мм х 15 мм блюдо с интерьера вверх. </li><li> Залить горячим агарозном геле в 150 мм х 15 мм чашки Петри, убедившись, что якорь внизКрышка сосуда с меньшим указательного пальца. Примечание: Разрешить тонкий слой агарозы ниже крышки меньшего тарелки для удаления конденсата, который будет образовывать при заливке геля; это сделает бусы легче увидеть под микроскопом рассечение. </li><li> В агарозном охлаждает, но прежде, чем он затвердевает, а поместить форму на геле. Это позволит легче размещения эмбрионов. </li><li> Примечание: Для того чтобы избежать пузырьков в лунках, разместить пресс-формы медленно под углом, пока она не плавает на верхней части геля. </li><li> Использование microspatula, тщательно удалить плесень хорошо, как только гель затвердевает. Добавить решение E3 и магазин на 4 ° C. </li></ol> 7. эмбрионов <ol><li> Подготовка спаривания камеры, разделенные перегородками, заполнив их с системой воды, а затем размещения взрослых данио мужчина (ы) и женщин (ы) пар в камерах O / N. </li><li> Сбор оплодотворенных яиц, используя фильтр тонкой проволочной сетки (эмбриональные стадии будет незначительно отличаться), </li><li> Депозит оплодотворенные яйца в чистом, диаметром 10 см Петри поворотом фильтр вниз и промывки его тонкой струйкой Е3 пока нет яиц осталось в сито, и примерно 25 мл Е3 раствора в блюдо. </li><li> После сбора, разделить яйца на несколько блюд (приблизительно 50-60 яиц на чашку), чтобы избежать переполненности, которая может привести к асинхронности развития в кладке и сделать сбор требуемых раз баллов трудно. </li><li> Выдержите эмбрионов в растворе E3 на 28,5 ° C, чтобы включить оценку с развитием в соответствии со стандартом данио промежуточной серии 40. Примечание: Эмбрионы должны быть переданы E3 / ПТУ на 24 ч после оплодотворения (ФВЧ), чтобы предотвратить развитие пигмента при манипуляции в старших возрастах необходимость оптическую прозрачность. </li></ol> 8. бисера имплантация <ol><li> Инкубируйте микрогранулы в требуемой концентрации тест молекулы или соответствующий автомобиль Sспособность по в течение необходимого времени в соответствующем объеме. Примечание: исследователь может использовать стерильные чашки Петри, начиная от 3-6 см в диаметре, или мульти-луночных, оба из которых позволяют визуализацию микросфер в растворе. Время может варьироваться в зависимости от типа и количества представляющей интерес молекулы, и исследователь должен обратиться к производителю или опубликованных рекомендаций по продолжительности инкубации и другие аспекты, такие как чувствительность к свету и температуре. </li><li> После того, как эмбрионы достигли желаемой точки времени развития, удалить эмбрионов из своих хорионов использованием тонких щипцов. </li><li> Инкубируйте эмбрионов в отфильтрованный раствор Рингера с антибиотиками в течение 10 мин, чтобы акклиматизироваться их к раствору. </li><li> В то время как эмбрионы акклиматизации, передавать микрошарики в микрогранулами пластины расположенный внутри имплантации лоток и промыть их в растворе Рингера в течение 10 мин. Примечание: Имплантат шарики в течение 50 мин после достижения этой точки. Это жболен уменьшить вероятность того, что один будет имплантировать шарик с меньшей концентрацией интерес молекулы. </li><li> Массив эмбрионы в лунки Microbead имплантации лоток, заботясь, чтобы ориентировать их так, область интереса, где Microbead будет имплантирован доступна. </li><li> Сделайте небольшой надрез на эмбрион, используя вольфрамовой иглы. </li><li> Передача MicroBead на эмбрион, используя передачи микрокапиллярных пипетки: Нажатие лампы пипетки, осторожно потяните MicroBead в капиллярной колонки, а затем отпустите давление на передачу MicroBead в нужное место. </li><li> Используйте инструмент ус / ресниц позиционировать MicroBead внутри эмбриона. Примечание: Убедитесь, что для размещения MicroBead в ткани от места разреза, так Microbead не будет исключен из эмбриона, как он лечит. </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

За последнее столетие, понимание плана тело паттерна и органогенеза претерпела монументальные достижения. Методы манипулирования тканей были решающее значение в раскрытии ключевой информации об этих жизненно важных процессов. Генетическая модификация является одним из наиболее часто используемых методов для установления функции гена и методы анализа мозаики, например, трансплантации клеток, обеспечивают полезные подходы, чтобы понять автономность функции гена. Microbead имплантация обеспечивает другое место, чтобы допросить, как молекулы частности изменить динамику развития, так как этот метод позволяет исследователю изменить среду местных тканей путем введения сигнальных молекул или ингибиторов. Диапазон различных микрогранул являются коммерчески доступными, что имеют различные размеры и другие физические свойства существуют (например, заряд), так что они могут быть использованы, чтобы для экспериментальных условий, представляющих интерес. Таким образом, путем имплантации микрогранулы, которые замачивают в белке или химикокал интерес в организме, исследователи могут исследовать локализованные эффекты во время разработки и найти связь между геном или интерес молекулы и конкретного биологического фенотипа (ов). Исследования, такие как один в исполнении Вада и его коллеги использовали MicroBead имплантации для того, чтобы оценить эффект повышения сигнализации Hedgehog в скелетных паттернов в передней мозгового (АНК) у рыбок данио 23. Предыдущие исследования показали, что Тсс требуется для формирования АНК 14. Использование Microbeads Тсс-с покрытием исследователи определили, что этот сигнал способствует формированию хряща в АНК. Процесс имплантации Microbead был использован, чтобы продемонстрировать четкую связь между сигнализацией Ежик и формирования хряща в АНК. Другим ключевым примером этого метода манипулирования ткани у рыбок данио наблюдается в исследованиях, где ученые исследовали транскрипционный контроль Erythroblastoma двадцати шести (ETS) домена еактеры ETS-родственная молекула (ERM) и энхансер полиомы активатор 3 (Pea3) с помощью передачи сигналов Fgf в начале данио развития мозга 19. Через MicroBead экспериментов имплантации, они были в состоянии показать, что Fgf8 и Fgf3 может эктопически активировать экспрессию ОУР и pea3. Эти примеры иллюстрируют полезность микрогранул, чтобы обеспечить понимание механизмов, которые взаимодействуют друг с развитием в процессе образования ткани, которые могут быть хорошо охарактеризованных с использованием методов оценки экспрессии генов 41. Таким образом, трансплантация Microbead может быть жизнеспособным методом исследовать другие ткани, такие как промежуточной мезодермы (IM), который приводит к образованию в почках. В частности, было бы помочь в почечных исследований развития, чтобы исследовать, как различные молекулы влияют нефрона сегментации 42 и тубулогенез 43,44, процессы, которые лишь поверхностно в настоящее время. Кроме того, имплантация Microbead начал использоваться для обиваютВосстановление у процессы в данио 29] и может быть адаптирован для использования с любым числом моделей регенерации органов, таких как следующий лазерной абляции эмбриональных тканей, таких как нефрона 45 или в сочетании с методами, которые были сформулированы для проведения исследований с соответствующими структурами взрослых 46-49. Наконец, Microbead имплантация имеет потенциал, чтобы быть использован в моделях болезни человека, такие как рак 50,51 или ткани дегенерации 52,53. В настоящем протоколе, мы демонстрируем метод микрогранулами имплантации в данио эмбрионов, который также был аналогичным описанному другими исследователями, но не показан через видео протоколов 1. С минимальным практике мы смогли имплантировать микрогранулы с приблизительной скоростью 8-10 эмбрионов / ч, которая относится к возможности этой процедуры один раз исследователь имеет некоторый опыт. Результаты, показанные здесь, демонстрируют, что бусы из различных гimensions могут быть имплантированы на ранних стадиях, и с осторожностью, этот метод манипуляции ткани могут быть реализованы с минимальным ущербом для физического эмбриона. Одно усовершенствование, что следует подчеркнуть, является использование инструмента усов / ресниц позиционировать Microbead в эмбрион. Это относительно недорогой и простой кусок оборудования примерно такая же диаметра, что и MicroBead, легко получить и помогает ускорить процесс имплантации. Ус / ресниц можно вырезать до желаемой длины, чтобы произвести фирма еще тонкий шарик обработки инструмент, в зависимости от исследователя ловкости и предпочтений. Наконец, в то время как мы описали здесь, как физически манипулировать микрогранулы и эмбрионов данио выполнить имплантацию, этот протокол не определены конкретные процедуры обработки для различных наркотиков или пептидов. В общем, химически обработанные микрошарики должны быть имплантированы в организм животного с целесообразностью, чтобы избежать нежелательных эффектов в других областях организма, и исследователи должны быть хорошоформируется о возможных проблем безопасности, связанных с любыми такими химикатами до начала учебы. В общем, мы продемонстрировали относительно простой и эффективный способ Microbead имплантации в широком диапазоне приложений, использующих материалы, которые легко доступны в лаборатории. В конечном счете, мы надеемся, что это руководство поможет исследователям деликатного характера данио манипуляции ткани.

Развивающие исследователи биологии используют широкий спектр клеточных, молекулярных и генетических методов, чтобы раскрыть механизмы, которые определяют, как формируется организм. Среди этих подходов, манипуляции ткани ключевым инструментом в расшифровке сложные вопросы о судьбе клеток, клеточное движение, и организации тканей. Один из способов, чтобы изменить среду местные ткани через хирургический применения микрогранул, которые используются для доставки фокусное источник белков или других сигнальных молекул 1. Этот тип экспериментальной манипуляции широко реализованы в классических позвоночных моделей эмбриологии, таких как лягушки и цыпленка 2. Данио стал важным позвоночных модельный организм для изучения органогенеза, а также предоставляет множество уникальных преимуществ для моделирования заболевания 3-5, поскольку они разделяют высокий генетический сохранение с людьми 6. В частности, оптической прозрачностью и эксвнешнее развитие зародыша данио предлагает непревзойденную зрения для наблюдения тканей онтогенеза 3-5. Реализация крупномасштабных вперед генетических экранов породила мощный хранилище данио мутантных штаммов для дальнейшего исследования 7,8 и выявлению альтернативных методов скрининга, которые могут быть эффективно проведенного в уменьшенном масштабе в отдельных лабораториях 9,10. Дальнейшая экспериментальная работа с данио способствовало благодаря достижениям в трансгенных методик и обратного генетические подходы 11,12, а также химические генетики 13-15. Методы манипулирования тканей, таких как осуществление микросфер, не было так широко используется в данио, но тем не менее является полезным инструментом для дальнейшего понимания клеточной сигнализации в процессе разработки. Microbead имплантация была использована, чтобы допросить процессы формирования органов в сетчатке рыбок данио16,17, сердце 18, мозг 19-22, нервного гребня 23 и плавник 24,25. В этих и других исследований, бусы были применены в процессе разработки, чтобы понять распространение сигнальных молекул 26, как градиенты влияют на миграцию клеток 27 и осевой паттерна 28. Совсем недавно, микросферы были использованы для оценки механизмов регенерации в данио взрослых 29. В исследованиях развития, например, рыбки данио Microbead работы была для понимания механизмов формирования конечностей через исследований грудного плавника 25. Данио грудной плавник бутон гомологичны передних конечностей почки в мыши 30 и 31 кур. Позвоночных конечности бутон имеет два существенных узлов сигнализации: зона поляризующей активности (ЗПА), который устанавливает ось передне-задней-на через выражение Еж Соник (Тсс) и нижестоящих мишеней гена Hox,и верхушечные эктодермальной хребет (AER) присутствует на кончике зачатка конечности, которая действует, чтобы установить проксимальнее дистальной идентичности конечности через выражение фибробластов факторов роста (Fgfs). По имплантации Fgf смоченные микрогранулы в данио Shh мутантов генетических, следователей определены, как Fgf необходимо прогрессии клеточного цикла и роста позвоночных конечности 25. В добавок к Fgf и Shh сигнальных каскадов, которые устанавливают личность позиционную, пионерские исследования с использованием куриных бутон конечностей определены ретиноевой кислоты (РА) в качестве молекулы, которые могут имитировать действие поляризационного региона создать спереди назад идентичность 32. Эти эксперименты, связанные размещения малых полосы РА-пропитанной ватмане в куриных конечности оценить значный паттерна 32. Кроме того, исследователи провели другие исследования с использованием элегантных использование микросфер, трансплантация клеток и экзогенныеЛечения РА у рыбок данио, чтобы определить, что действует РА, чтобы обеспечить долгосрочные позиционные сигналы в мозге рыбок данио и мезодермы 28. Тем не менее, в настоящее время многие вопросы остаются о роли таких факторов, как Fgf и РА сигнализации во время многочисленных аспектах развития позвоночных. Сигнальные эффекты RA, действуя в качестве морфогена, воздействовать на многие органы 33, например, развивающегося сердца 34 и почечных клеток-предшественников, где указывает РА проксимальные почечные клетки типа Fates 35-39. Дальнейшее понимание таких вопросов может существенно выиграть от экспериментальных исследований с использованием манипуляции ткани и Microbead имплантации методы. В то время как меньше были проведены исследования с микрогранулами имплантации у рыбок данио, по сравнению с моделями, как цыпленок, те, которые были проведены были весьма информативны. Одной из причин недостатка Microbead имплантации, основанной-исследований в данио эмбриона likelу понятие, что есть трудные технические проблемы, в зависимости от размера зародыша, которые составляют препятствие для успешного выполнения таких манипуляций. Тем не менее, Microbead имплантация эмбрионов данио в можно узнать с практикой и помощь путем визуального наблюдения техники, и, таким образом, может быть реализовано в качестве средства для допросить механизмы развития. Здесь мы показывают точное нанесение Microbead в данио эмбриона, которые могут быть использованы для проведения широкого спектра анализов на формирование ткани и клеточного морфогенеза.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Sodium Chloride</td>
			<td>American Bioanalytical</td>
			<td>AB01915</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Chloride</td>
			<td>American Bioanalytical</td>
			<td>AB01652</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium Chloride</td>
			<td>American Bioanalytical</td>
			<td>AB00366</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Sigma Life Science</td>
			<td>H4034</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin solution</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P4333-20ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N-Phenylthiourea (PTU)</td>
			<td>Aldrich Chemistry</td>
			<td>P7629</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethyl 3-aminobenzoate (Tricane)</td>
			<td>Fluka Analytical</td>
			<td>A5040</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Borosilicate glass</td>
			<td>Sutter Instruments Co.</td>
			<td>BF100-50-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flaming/Brown Micropipette puller</td>
			<td>Sutter Instruments Co.</td>
			<td>Mo. P097</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UltraPure Agarose</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>15510-027</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesium Sulfate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M7506</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methylene Blue</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M9140</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>250mL Erlenmeyer Flask</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>FB-500-250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon Diposable Petri Dishes, Sterile</td>
			<td>Corning</td>
			<td>430167</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>60mm x 15mm</td>
			<td>VWR</td>
			<td>25373-085</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100mm x 15mm</td>
			<td>VWR</td>
			<td>25373-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>150mm x 15mm</td>
			<td>VWR</td>
			<td>25373-187</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saint-Gobain Chemware Microspatula</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>21-401-50B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P-1000 Micropipette tips</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>2707402</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low Temperature Incubator</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>11 690 516DQ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dimethly Sulfoxide</td>
			<td>American Bioanalytical</td>
			<td>AB00435</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microbeads (45-106 &#181;m)</td>
			<td>Biorad</td>
			<td>140-1454 AG1-X8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microbeads (45 &#181;m)</td>
			<td>Polysciences</td>
			<td>7314</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Dissecting Tweezer</td>
			<td>Roboz Surgical Instruments Co.</td>
			<td>RS-5010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tungsten Needle</td>
			<td>Roboz Surgical Instruments Co.</td>
			<td>RS-6065</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Capillary tube holder</td>
			<td>Globe Scientific Inc.&#160;</td>
			<td>51674</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

microbead implantation in the zebrafish embryo

Данио стала ценным генетическим модельной системы для изучения биологии и болезни развития. Данио рерио имеют высокую степень геномной сохранения, а также сходство в клеточном, молекулярном и физиологических процессов, с других позвоночных, включая человека. Во время раннего онтогенеза, эмбрионы рыбок данио оптически прозрачны, что позволяет исследователям визуализировать динамику органогенеза, используя простой стереомикроскопа. Microbead имплантация метод, который позволяет манипуляции ткани через изменение факторов в местных условиях. Это позволяет исследователям для анализа последствий любого количества сигнальных молекул интереса, таких как, выделяемых пептидов, в определенных пространственных и временных точках в пределах развивающегося эмбриона. Здесь мы подробно протокол о том, как манипулировать и имплантатов шарики в начале данио развития.

Несколько видов инструментов манипуляции полезны для обработки микрогранулы во время исследовательских приложений (рисунок 1). Кроме того, простой в агарозном формы с небольшими скважин могут быть использованы для проведения данио эмбрион, который является жизненно важным для выполнения этих экспериментов в своевременной и эффективной (рис 1). Имплантация Microbead может быть выполнена в пространственном положении и временном этапе интерес, что позволяет исследователи, чтобы сузить конкретного окна действий для представляющей интерес молекулы. Вот, одиночные микросферы были имплантированы в данио эмбрионов на стадии хвостовой почки или на более поздних временных точках во время сомитогенеза этапов (рисунок 3). Два разных размеров микрошарики, промывают только раствор Рингера, были использованы в данном протоколе демонстрации (Фигура 3А, 3В и 3С). Это Microbead имплантации в отсутствие какого-либо конъюгированногомалые молекулы показывает, что шарик имплантация может быть достигнуто без грубых морфологических эффектов во время нормального развития эмбриона данио (рисунок 4). Экспериментатор может столкнуться с трудностями маневрирования MicroBead в отверстие прокола, сделанного вольфрамовой иглы на вершине эмбриона. Для достижения лучшей управляемости в MicroBead После размещения на эмбрион на микро-иглы, усов / ресниц инструмент может быть использован. Это может быть сделан с естественно пролить кошачьих или собачьих усы, хотя другие природные или синтетические волокна ресниц можно использовать (Рисунок 1). Нежный толчок в MicroBead либо с вольфрамовой иглы или инструмента усов должны увидеть Microbead погрузиться в растворе Рингера формы. После Microbead затонуло в форму его следует перенести на большие расстояния, если необходимо, с помощью вольфрамовой иглы и один раз на вершине эмбриона игла или бакенбард инструмент может быть использован, чтобы Positioп MicroBead в зародыше. Успех микрогранулами имплантации может быть измерена непосредственно с помощью визуализации на стереомикроскопа, как шарик будет оставаться стабильно позиционируется в ткани. Чтобы оценить положение шарика в течение долгого времени, каждый образец эмбрионов могут быть отображены с помощью живой времени курс фотографии или проверены в периодических интервалах (как показано на рисунке 4), чтобы гарантировать, что расположение борта не смещается по времени эксперимента за счет эндогенного ткани морфогенез. Понимание положение шарика с течением времени имеет решающее значение для наиболее информированного интерпретации результатов, таких как оценки эффекта малой молекулы на ткани-мишени или процесса развития. Использование этих вышеупомянутых шагов обеспечит идеальную обстановку, в которой вложить микрогранулы в данио эмбриона в нужное время и место. По нашему опыту, начинающие пользователи этого протокола Microbead имплантации обычно приобрел навык пеобходимости выполнять последовательную хирургической имплантации микросфер в данио эмбриона примерно через одну неделю практики. <img alt="Фигура 1" src="/files/ftp_upload/52943/52943fig1.jpg" /> Рисунок 1. Инструмент используется для выполнения Microbead имплантации. (А) Имплантация лоток шарика (слева, диаметр 15 см) с эмбриона формы (слева) и Microbead инкубации лоток (справа, 6 см в диаметре). Это работает лоток позволяет исследователю разместить эмбрионов в требуемом направлении для микрогранулами имплантации, и иметь подготовленные микрогранулы для имплантации в непосредственной близости в микроскоп станции. Microbeads должны быть инкубировали в небольшой молекулой (ами) и / или транспортного средства, а затем ополаскивают в отдельной пластине микрогранулами (справа) перед помещением их в бисерной имплантации лоток, который расположен под микроскопом станции. (В) Две пары тонких щипцов будут использоваться для удаления CHORIна окружающую каждую данио эмбриона, а также нарушить конец микрокапиллярной иглы. (С) вольфрамовой иглы будет использоваться, чтобы сделать очень тонкой прокол в данио эмбриона, в котором позиционировать MicroBead. (D), передачи пипетки микрокапиллярных будет использоваться, чтобы забрать и позиционировать MicroBead сверху данио эмбриона рядом с местом прокола. (Е) ус / ресниц инструмент позволит нежный позиционирование MicroBead в месте разреза в зародыше, который ранее был сделанного вольфрамовой иглы. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52943/52943fig1large.jpg" target="_blank">Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.</a> <img alt="Рисунок 2" src="/files/ftp_upload/52943/52943fig2.jpg" /> Рисунок 2. Схема процедуры Microbead имплантации. () Microbead имплантация поднос с Microbeads soakiнг в нужном промывочного раствора устанавливается под стереомикроскопа станции, и эмбрионы позиционируется ткани вверх. (Б) Использование вольфрама иглу, небольшой разрез в эмбрион может быть сделано с небольшим пока силового движения. (С) Использование передачи пипетки микрокапиллярных, желательно Microbead можно забрать из Microbead инкубационной камере в лоток, расположенный справа, и принес на левом отсеке, где рабочая зона эмбрион находится. Microbead должна быть переведена недалеко от места разреза, затем аккуратно позиционируется в месте разреза, сделанного вольфрамовой иглы, используя усов / ресниц инструмент. После Microbead маневрирует в месте разреза, оно должно быть заправлены в ткани (от разреза) стабильно позиционировать Microbead и предотвратить последующее движение из эмбриона, как развитие продолжается. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52943/52943fig2large.jpg" target="_blank">Р</a>аренды нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры. <img alt="Рисунок 3" src="/files/ftp_upload/52943/52943fig3.jpg" /> Рисунок 3. Microbeads могут быть имплантированы в эмбрионы на разных стадиях развития. (A) Эмбрионы рыбок данио были имплантированы с MicroBead (диаметр примерно 50 мкм) в багажнике на стадии хвостовой почки. При исследовании на 24 ч после борта имплантата (hpbi), эмбрионы были разработаны нормально и Microbead показал минимальное движение во время прохождения времени развития. (B) Эмбрионы рыбок данио, имплантированных микрогранул (с диаметром приблизительно 50 мкм) в желтка на стадии 3 сомитов (СС) отображается нормальное развитие с относительно небольшим движением шарика с течением времени. (С) Большие микрошарики (диаметр примерно 70 мкм) были имплантированы в 7 сс эмбриона аналогично показало нормальную последующее развитие, а также минимал, если любое движение от места имплантации. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52943/52943fig3large.jpg" target="_blank">Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.</a> <img alt="Рисунок 4" src="/files/ftp_upload/52943/52943fig4.jpg" /> Рисунок 4. Брутто развитие эмбриона данио невозмущенной присутствии Microbead через 72 hpbi. Эмбрионы рыбок данио были имплантированы микрогранул, пропитанных раствором Рингера (с диаметром приблизительно 50 мкм) на стадии 7 сомитов (SS). Каждый Microbead хирургически вставляется в ствол, между сомитов 3 и 4. Наличие борта не было связано с явными дефектами развития в 24 ч после борта имплантата (hpbi), 48 hpbi или 72 hpbi. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52943/52943fig4large.jpg" target="_blank">Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть крупная версия этой фигуры.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Microbead Implantation in the Zebrafish Embryo at JoVE.com

Microbead Implantation in the Zebrafish Embryo

The zebrafish is an excellent model system for genetic and developmental studies. Bead implantation is a valuable tissue manipulation technique that can be used to interrogate developmental mechanisms by introducing alterations in local cellular environments. This protocol describes how to perform microbead implantation in the zebrafish embryo.

Microbead Имплантация в данио рерио эмбрионов

The zebrafish has emerged as a valuable genetic model system for the study of developmental biology and disease. Zebrafish share a high degree of genomic ...

microbead-implantation-in-the-zebrafish-embryo

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

11.0K Views.  University of Notre Dame. The zebrafish is an excellent model system for genetic and developmental studies. Bead implantation is a valuable tissue manipulation technique that can be used to interrogate developmental mechanisms by introducing alterations in local cellular environments. This protocol describes how to perform microbead implantation in the zebrafish embryo.

Video: Microbead Implantation in the Zebrafish Embryo

Analysis of Zebrafish Larvae Skeletal Muscle Integrity with Evans Blue Dye

The zebrafish model is an emerging system for the study of neuromuscular disorders. In the study of neuromuscular diseases, the integrity of the muscle membrane is a critical disease determinant. To date, numerous neuromuscular conditions display degenerating muscle fibers with abnormal membrane integrity; this is most commonly observed in muscular dystrophies. Evans Blue Dye (EBD) is a vital, cell permeable dye that is rapidly taken into degenerating, damaged, or apoptotic cells; in contrast, it is not taken up by cells with an intact membrane. EBD injection is commonly employed to ascertain muscle integrity in mouse models of neuromuscular diseases. However, such EBD experiments require muscle dissection and/or sectioning prior to analysis. In contrast, EBD uptake in zebrafish is visualized in live, intact preparations. Here, we demonstrate a simple and straightforward methodology for performing EBD injections and analysis in live zebrafish. In addition, we demonstrate a co-injection strategy to increase efficacy of EBD analysis. Overall, this video article provides an outline to perform EBD injection and characterization in zebrafish models of neuromuscular disease.

In this study, we describe a straightforward method to perform Evans Blue Dye (EBD) analysis on zebrafish larvae. This technique is a powerful tool for the characterization of skeletal muscle integrity and delineation of zebrafish models of muscular dystrophy, and is a valuable method for the development of novel therapeutics.

Анализ данио рерио Личинки скелетных мышц целостности с синий краситель Эванса

The zebrafish model is an emerging system for the study of neuromuscular disorders.  In the study of neuromuscular diseases, the integrity of the muscle ...

Imaging Subcellular Structures in the Living Zebrafish Embryo

In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such imaging experiments in higher vertebrates such as mammals generally requires surgical access to the system under study. The optical accessibility of embryonic and larval zebrafish allows such invasive procedures to be circumvented and permits imaging in the intact organism. Indeed the zebrafish is now a well-established model to visualize dynamic cellular behaviors using in vivo microscopy in a wide range of developmental contexts from proliferation to migration and differentiation. A more recent development is the increasing use of zebrafish to study subcellular events including mitochondrial trafficking and centrosome dynamics. The relative ease with which these subcellular structures can be genetically labeled by fluorescent proteins and the use of light microscopy techniques to image them is transforming the zebrafish into an in vivo model of cell biology. Here we describe methods to generate genetic constructs that fluorescently label organelles, highlighting mitochondria and centrosomes as specific examples. We use the bipartite Gal4-UAS system in multiple configurations to restrict expression to specific cell-types and provide protocols to generate transiently expressing and stable transgenic fish. Finally, we provide guidelines for choosing light microscopy methods that are most suitable for imaging subcellular dynamics.

Imaging the dynamic behavior of organelles and other subcellular structures in vivo can shed light on their function in physiological and disease conditions. Here, we present methods for genetically tagging two organelles, centrosomes and mitochondria, and imaging their dynamics in living zebrafish embryos using wide-field and confocal microscopy.

Визуализация субклеточных структур в эмбрионе данио Living

In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such ...

Observing Mitotic Division and Dynamics in a Live Zebrafish Embryo

Mitosis is critical for organismal growth and differentiation. The process is highly dynamic and requires ordered events to accomplish proper chromatin condensation, microtubule-kinetochore attachment, chromosome segregation, and cytokinesis in a small time frame. Errors in the delicate process can result in human disease, including birth defects and cancer. Traditional approaches investigating human mitotic disease states often rely on cell culture systems, which lack the natural physiology and developmental/tissue-specific context advantageous when studying human disease. This protocol overcomes many obstacles by providing a way to visualize, with high resolution, chromosome dynamics in a vertebrate system, the zebrafish. This protocol will detail an approach that can be used to obtain dynamic images of dividing cells, which include: in vitro transcription, zebrafish breeding/collecting, embryo embedding, and time-lapse imaging. Optimization and modifications of this protocol are also explored. Using H2A.F/Z-EGFP (labels chromatin) and mCherry-CAAX (labels cell membrane) mRNA-injected embryos, mitosis in AB wild-type, auroraBhi1045, and esco2hi2865 mutant zebrafish is visualized. High resolution live imaging in zebrafish allows one to observe multiple mitoses to statistically quantify mitotic defects and timing of mitotic progression. In addition, observation of qualitative aspects that define improper mitotic processes (i.e., congression defects, missegregation of chromosomes, etc.) and improper chromosomal outcomes (i.e., aneuploidy, polyploidy, micronuclei, etc.) are observed. This assay can be applied to the observation of tissue differentiation/development and is amenable to the use of mutant zebrafish and pharmacological agents. Visualization of how defects in mitosis lead to cancer and developmental disorders will greatly enhance understanding of the pathogenesis of disease.

Mitosis is critical to every living organism and defects often lead to cancer and developmental disorders. Using this imaging protocol and zebrafish as a model system, researchers can visualize mitosis in a live vertebrate organism and the multitude of defects that arise when mitotic processes are defective.

Наблюдение за митотического деления и динамика в живом данио Эмбрион

Mitosis is critical for organismal growth and differentiation. The process is highly dynamic and requires ordered events to accomplish proper chromatin ...

Embryo Microinjection and Electroporation in the Chordate Ciona intestinalis

Simple model organisms are instrumental for in vivo studies of developmental and cellular differentiation processes. Currently, the evolutionary distance to man of conventional invertebrate model systems and the complexity of genomes in vertebrates are critical challenges to modeling human normal and pathological conditions. The chordate Ciona intestinalis is an invertebrate chordate that emerged from a common ancestor with the vertebrates and may represent features at the interface between invertebrates and vertebrates. A common body plan with much simpler cellular and genomic composition should unveil gene regulatory network (GRN) links and functional genomics readouts explaining phenomena in the vertebrate condition. The compact genome of Ciona, a fixed embryonic lineage with few divisions and large cells, combined with versatile community tools foster efficient gene functional analyses in this organism. Here, we present several crucial methods for this promising model organism, which belongs to the closest sister group to vertebrates. We present protocols for transient transgenesis by electroporation, along with microinjection-mediated gene knockdown, which together provide the means to study gene function and genomic regulatory elements. We extend our protocols to provide information on how community databases are utilized for in silico design of gene regulatory or gene functional experiments. An example study demonstrates how novel information can be gained on the interplay, and its quantification, of selected neural factors conserved between Ciona and man. Furthermore, we show examples of differential subcellular localization in embryonic cells, following DNA electroporation in Ciona zygotes. Finally, we discuss the potential of these protocols to be adapted for tissue specific gene interference with emerging gene editing methods. The in vivo approaches in Ciona overcome major shortcomings of classical model organisms in the quest of unraveling conserved mechanisms in the chordate developmental program, relevant to stem cell research, drug discovery, and subsequent clinical application.

Embryo Microinjection and Electroporation in the Chordate Ciona intestinalis

We present transient transgenesis and gene knockdown in Ciona intestinalis, a chordate sister group to vertebrates, using microinjection and electroporation techniques. Such methods facilitate functional genomics in this simple invertebrate that features rudimentary characteristics of vertebrates, including notochord and head sensory epithelia, and many orthologs of human disease associated genes.

Эмбрион Микроинъекция и электропорации в хордовых<em&gt; Ciona интестиналис</em

Simple model organisms are instrumental for in vivo studies of developmental and cellular differentiation processes. Currently, the evolutionary distance ...

Use of Immunolabeling to Analyze Stable, Dynamic, and Nascent Microtubules in the Zebrafish Embryo

Microtubules (MTs) are dynamic and fragile structures that are challenging to image in vivo, particularly in vertebrate embryos. Immunolabeling methods are described here to analyze distinct populations of MTs in the developing neural tube of the zebrafish embryo. While the focus is on neural tissue, this methodology is broadly applicable to other tissues. The procedures are optimized for early to mid-somitogenesis-stage embryos (1 somite to 12 somites), however they can be adapted to a range of other stages with relatively minor adjustments. The first protocol provides a method to assess the spatial distribution of stable and dynamic MTs and perform a quantitative analysis of these populations with image-processing software. This approach complements existing tools to image microtubule dynamics and distribution in real-time, using transgenic lines or transient expression of tagged constructs. Indeed, such tools are very useful, however they do not readily distinguish between dynamic and stable MTs. The ability to image and analyze these distinct microtubule populations has important implications for understanding mechanisms underlying cell polarization and morphogenesis. The second protocol outlines a technique to analyze nascent MTs specifically. This is accomplished by capturing the de novo growth properties of MTs over time, following microtubule depolymerization with the drug nocodazole and a recovery period after drug washout. This technique has not yet been applied to the study of MTs in zebrafish embryos, but is a valuable assay for investigating the in vivo function of proteins implicated in microtubule assembly.

Immunolabeling methods to analyze distinct populations of microtubules in the developing zebrafish brain are described here, which are broadly applicable to other tissues. The first protocol outlines an optimized method for immunolabeling stable and dynamic microtubules. The second protocol provides a method to image and quantify nascent microtubules specifically.

Использование Immunolabeling для анализа стабильной, динамичной и зарождающейся микротрубочек в Zebrafish эмбриона

Microtubules (MTs) are dynamic and fragile structures that are challenging to image in vivo, particularly in vertebrate embryos. Immunolabeling methods ...

AFM and Microrheology in the Zebrafish Embryo Yolk Cell

Elucidating the factors that direct the spatio-temporal organization of evolving tissues is one of the primary purposes in the study of development. Various propositions claim to have been important contributions to the understanding of the mechanical properties of cells and tissues in their spatiotemporal organization in different developmental and morphogenetic processes. However, due to the lack of reliable and accessible tools to measure material properties and tensional parameters in vivo, validating these hypotheses has been difficult. Here we present methods employing atomic force microscopy (AFM) and particle tracking with the aim of quantifying the mechanical properties of the intact zebrafish embryo yolk cell during epiboly. Epiboly is an early conserved developmental process whose study is facilitated by the transparency of the embryo. These methods are simple to implement, reliable, and widely applicable since they overcome intrusive interventions that could affect tissue mechanics. A simple strategy was applied for the mounting of specimens, AFM recording, and nanoparticle injections and tracking. This approach makes these methods easily adaptable to other developmental times or organisms.

The lack of tools to measure material properties and tensional parameters in vivo prevents validating their roles during development. We employed atomic force microscopy (AFM) and nanoparticle-tracking to quantify mechanical features on the intact zebrafish embryo yolk cell during epiboly. These methods are reliable and widely applicable avoiding intrusive interventions.

AFM и микрореологию в ячейке желток Zebrafish эмбриона

Elucidating the factors that direct the spatio-temporal organization of evolving tissues is one of the primary purposes in the study of development. ...

Effectiveness of the Air Stripping in Two Salmonid Fish, Rainbow Trout (Oncorhynchus Mykiss) and Brown Trout (Salmo Trutta Morpha fario)

Egg collection is one of the most crucial procedures during fish reproduction in salmonid hatcheries. Classic methods involve the use of hand massage on fish abdomens to expel the eggs. An alternative method uses the pressure of gas injected into the body cavity, which causes the subsequent release of the eggs. This method is believed to have less negative effects on both the welfare and egg quality of the broodstocks. Herein, we compare the results of air and hand stripping methods with respect to one-year survival and egg quantity and quality in two salmonid fish, rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) and brown trout (Salmo trutta morpha fario). Our results indicate that air stripping yielded a better quality of eggs and higher one-year survival rate in rainbow trout. In addition, air stripping resulted in lower mortality rate than the group subjected to hand stripping (25% vs. 35%). The pH and hatching rate of the hand stripped group was lower than those of the air stripped group. In the case of brown trout, the quality of eggs obtained by both hand and air-stripping methods was similar; however, the one-year losses in fish were higher in air stripped group (15% compared to 0% in hand stripped fish). Although the advantages of air stripping method over hand stripping in terms of egg quality might not be observed in all salmonid species, the air-stripping procedure might be a promising option to be adopted in hatcheries as it ensures a high level of reproducibility and efficiency.

Effectiveness of the Air Stripping in Two Salmonid Fish, Rainbow Trout Oncorhynchus Mykiss and Brown Trout Salmo Trutta Morpha fario

The principal aim of this study is to standardize and test the pneumatic method (air stripping) of collecting eggs in rainbow trout and brown trout. This method allows effective and simple collection of the eggs without the necessity of fish abdomen massage.

Эффективность удаления воздуха в двух лососевых рыб, радужной форели (Oncorhynchus Mykiss) и кумжа (Salmo Trutta Морфа fario)

Egg collection is one of the most crucial procedures during fish reproduction in salmonid hatcheries. Classic methods involve the use of hand massage on ...

Following Endocardial Tissue Movements via Cell Photoconversion in the Zebrafish Embryo

During embryogenesis, cells undergo dynamic changes in cell behavior, and deciphering the cellular logic behind these changes is a fundamental goal in the field of developmental biology. The discovery and development of photoconvertible proteins have greatly aided our understanding of these dynamic changes by providing a method to optically highlight cells and tissues. However, while photoconversion, time-lapse microscopy, and subsequent image analysis have proven to be very successful in uncovering cellular dynamics in organs such as the brain or the eye, this approach is generally not used in the developing heart due to challenges posed by the rapid movement of the heart during the cardiac cycle. This protocol consists of two parts. The first part describes a method for photoconverting and subsequently tracking endocardial cells (EdCs) during zebrafish atrioventricular canal (AVC) and atrioventricular heart valve development. The method involves temporally stopping the heart with a drug in order for accurate photoconversion to take place. Hearts are allowed to resume beating upon removal of the drug and embryonic development continues normally until the heart is stopped again for high-resolution imaging of photoconverted EdCs at a later developmental time point. The second part of the protocol describes an image analysis method to quantify the length of a photoconverted or non-photoconverted region in the AVC in young embryos by mapping the fluorescent signal from the three-dimensional structure onto a two-dimensional map. Together, the two parts of the protocol allows one to examine the origin and behavior of cells that make up the zebrafish AVC and atrioventricular heart valve, and can potentially be applied for studying mutants, morphants, or embryos that have been treated with reagents that disrupt AVC and/or valve development.

This protocol describes a method for the photoconversion of Kaede fluorescent protein in endocardial cells of the living zebrafish embryo that enables the tracking of endocardial cells during atrioventricular canal and atrioventricular heart valve development.

После эндокарда ткани движения через ячейки Photoconversion в Zebrafish эмбриона

During embryogenesis, cells undergo dynamic changes in cell behavior, and deciphering the cellular logic behind these changes is a fundamental goal in the ...

Minimally Invasive Embryo Transfer and Embryo Vitrification at the Optimal Embryo Stage in Rabbit Model

Assisted reproductive techniques (ARTs), such as in vitro embryo culture or embryo cryopreservation, affect natural development patterns with perinatal and postnatal consequences. To ensure the innocuousness of ART applications, studies in animal models are necessary. In addition, as a last step, embryo development studies require evaluation of their capacity to develop full-term healthy offspring. Here, embryo transfer to the uterus is indispensable to perform any ARTs-related experiment.
The rabbit has been used as a model organism to study mammalian reproduction for over a century. In addition to its phylogenetic proximity to the human species and its small size and low maintenance cost, it has important reproductive characteristics such as induced ovulation, a chronology of early embryonic development similar to humans and a short gestation that allow us to study the consequences of ART application easily. Moreover, ARTs (such as intracytoplasmic sperm injection, embryo culture, or cryopreservation) are applied with suitable efficiency in this species.
Using the laparoscopic embryo transfer technique and the cryopreservation protocol presented in this article, we describe 1) how to transfer embryos through an easy, minimally invasive technique and 2) an effective protocol for long-term storage of rabbit embryos to provide time-flexible logistical capacities and the ability to transport the sample. The outcomes obtained after transferring rabbit embryos at different developmental stages indicate that morula is the ideal stage for rabbit embryo recovery and transfer. Thus, an oviductal embryo transfer is required, justifying the surgical procedure. Furthermore, rabbit morulae are successfully vitrified and laparoscopically transferred, proving the effectiveness of the described techniques.

Assisted reproductive techniques (ARTs) are in continuous evaluation to improve outcomes and reduce the associated risks. This manuscript describes a minimally invasive embryo transfer procedure with an efficient cryopreservation protocol that allows the use of rabbits as an ideal animal model of human reproduction.

Малоинвазивный перенос эмбрионов и Витрификация эмбрионов на оптимальном этапе развития эмбриона в кроличьей модели

Assisted reproductive techniques (ARTs), such as in vitro embryo culture or embryo cryopreservation, affect natural development patterns with perinatal ...

Microinjection-based System for In Vivo Implantation of Embryonic Cardiomyocytes in the Avian Embryo

Interpreting the relative impact of cell autonomous patterning versus extrinsic microenvironmental influence on cell lineage determination represents a general challenge in developmental biology research. In the embryonic heart, this can be particularly difficult as regional differences in the expression of transcriptional regulators, paracrine/juxtacrine signaling cues, and hemodynamic force are all known to influence cardiomyocyte maturation. A simplified method to alter a developing cardiomyocyte's molecular and biomechanical microenvironment would, therefore, serve as a powerful technique to examine how local conditions influence cell fate and function. To address this, we have optimized a method to physically transplant juvenile cardiomyocytes into ectopic locations in the heart or the surrounding embryonic tissue. This allows us to examine how microenvironmental conditions influence cardiomyocyte fate transitions at single cell resolution within the intact embryo. Here, we describe a protocol in which embryonic myocytes can be isolated from a variety of cardiac sub-domains, dissociated, fluorescently labeled, and microinjected into host embryos with high precision. Cells can then be directly analyzed in situ using a variety of imaging and histological techniques. This protocol is a powerful alternative to traditional grafting experiments that can be prohibitively difficult in a moving tissue such as the heart. The general outline of this method can also be adapted to a variety of donor tissues and host environments, and its ease of use, low cost, and speed make it a potentially useful application for a variety of developmental studies.

In this method, embryonic cardiac tissues are surgically microdissected, dissociated, fluorescently labeled, and implanted into host embryonic tissues. This provides a platform for studying the individual or tissue level developmental organization under ectopic hemodynamic conditions, and/or altered paracrine/juxtacrine environments.

Микроинъекции системы в Vivo имплантации эмбриона кардиомиоцитов птичьего эмбриона

Interpreting the relative impact of cell autonomous patterning versus extrinsic microenvironmental influence on cell lineage determination represents a ...