Utilisation d’un cathéter de Hickman pour l’accès vasculaire à long terme dans un modèle porcin préclinique

Résumé

Une approche fiable et reproductible pour l’insertion et l’entretien d’un cathéter de Hickman tunnelisé pour l’accès vasculaire à long terme chez le porc est décrite. La mise en place d’un cathéter veineux central permet de prélever quotidiennement du sang total d’animaux éveillés et d’administrer par voie intraveineuse des médicaments et des liquides.

Résumé

Les cathéters veineux centraux (CVC) sont des dispositifs inestimables dans la recherche sur les grands animaux, car ils facilitent un large éventail d’applications médicales, y compris la surveillance sanguine et l’administration fiable de fluides intraveineux et de médicaments. Plus précisément, le cathéter de Hickman (HC) à plusieurs lumières tunnelisées est couramment utilisé dans les modèles porcins en raison de ses taux de désincarcération et de complications plus faibles. Bien qu’il y ait moins de complications que les autres CVC, la morbidité liée à l’HC présente un défi de taille, car elle peut retarder considérablement les études en cours ou avoir un impact négatif sur celles-ci. L’insertion et le maintien appropriés des HC sont primordiaux pour prévenir ces complications, mais il n’y a pas de consensus sur les meilleures pratiques. L’objectif de ce protocole est de décrire de manière exhaustive une approche pour l’insertion et le maintien d’un HC tunnelisé chez les porcs qui atténue les complications et la morbidité liées au HC. L’utilisation de ces techniques chez > 100 porcs a permis d’obtenir des lignées patentes sans complication jusqu’à 8 mois et aucune mortalité liée au cathéter ni aucune infection du site chirurgical ventral. Ce protocole offre une méthode pour optimiser la durée de vie du HC et des conseils pour aborder les problèmes pendant l’utilisation.

Introduction

Le rôle indispensable des cathéters veineux centraux (CVC) dans la prise en charge des patients est dû à leur commodité, à leur profil de sécurité favorable et à leur polyvalence¹. Les fonctions d’un CVC comprennent un accès fiable à la nutrition parentérale totale, à la transplantation de cellules souches hématopoïétiques, à la plasmaphérèse/aphérèse et à l’administration efficace de liquides, de sang ou de co-médicaments². En médecine vétérinaire, les CVC minimisent également l’inconfort des animaux grâce à la dilution rapide des médicaments irritants et aux prélèvements sanguins sans ponction veineuse répétée³. Malgré leurs nombreuses applications, l’utilisation des CVC dans la recherche sur les grands animaux présente encore plusieurs défis considérables⁴.

La mise en place percutanée d’un CVC à l’aide d’un fil-guide ou d’un cathéter d’introduction peut être difficile pour les chercheurs non vétérinaires, en particulier chez les animaux présentant des structures veineuses profondes⁵. Une mauvaise technique d’installation du CVC peut entraîner un placement involontaire dans les structures voisines, nécessitant une mise en place guidée par ultrasons ou une radiographie post-procédure du positionnement⁶. Cependant, par rapport aux salles d’opération humaines, les ultrasons ne sont pas facilement disponibles dans de nombreux laboratoires de recherche sur les grands animaux. De plus, l’utilisation à long terme de cathéters à demeure peut entraîner un pliage des lignes, une ponction, une infection ou une désincarcération par les animaux, ce qui peut perturber le traitement, la surveillance clinique et les résultats de la recherche en temps opportun ^4,7. Le remplacement du CVC nécessite des ressources supplémentaires, notamment l’approvisionnement en matériel, la planification chirurgicale, le temps de jeûne et l’accès radiographique. Les complications liées au CVC peuvent donc créer des obstacles techniques et financiers importants ou perturber la recherche translationnelle productive, en particulier chez les porcs. La contamination par des aliments ou des matières fécales, le grattage contre les parois de la cage et les points d’irritation des coups de pied peuvent compromettre un CVC, et le risque de complications liées au CVC est amplifié par une utilisation à long terme. Ainsi, l’entretien sûr et simple d’un CVC chez les porcs nécessite un examen minutieux du choix, de l’emplacement, de l’arrimage, de la protection, de l’assainissement et de la surveillance du CVC.

Le cathéter de Hickman (HC) utilisé dans ce protocole est un CVC tunnelisé avec un ballonnet en polyester et une à trois lumières, qui est couramment utilisé pour l’accès intraveineux à long terme chez les humains et les animaux 1,4,8,9. L’approche par cathéter tunnelisé a été associée à des taux de complications et à des coûts de maintenance plus faibles par rapport aux variantes non tunnelisées^10,11,12. Le ballonnet réduit la désincarcération de l’HC en s’incorporant dans les tissus sous-cutanés entourant le site de sortie de la peau. La conception multi-lumière permet également de séparer l’administration des médicaments et les prélèvements sanguins, minimisant ainsi la contamination et l’inexactitude des échantillons de sang. Malgré cela, l’utilisation de HC n’est pas sans défis, dont les plus courants sont les fractures, la migration, l’occlusion et l’infection^13,14,15,16. L’installation et l’entretien appropriés d’un HC sont donc des compétences indispensables lorsqu’elles sont utilisées dans la recherche translationnelle. Cependant, la littérature actuelle offre peu d’indications sur les pratiques exemplaires pour l’utilisation des HC chez les porcs au cours d’essais à long terme ^5,6,17.

L’objectif de cette étude est de décrire une approche optimisée pour l’insertion de HC dans la veine jugulaire interne (VJI), la fixation de la peau et une protection durable qui minimise les complications et l’inconfort à long terme liés au cathéter chez les porcs. Une discussion sur les considérations importantes pour l’utilisation de SC, les défis potentiels qui peuvent être rencontrés et les modifications qui peuvent améliorer la qualité de cette approche est incluse.

Protocole

Toutes les procédures sur les animaux ont été effectuées conformément à un protocole sur les animaux approuvé par le Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’Université Johns Hopkins (IACUC). Les souches de porcs mâles et femelles soumises à un placement HC comprennent des porcs miniatures provenant de la colonie porcine du Massachusetts General Hospital (MGH), des porcs du Yucatan et des porcs croisés dans le Yorkshire provenant d’un vendeur agricole (20 à 40 kg). Les porcs étaient âgés de 3 à 10 mois au moment de la mise en place du HC. Le HC peut être placé à tout moment par rapport à la procédure expérimentale de l’animal. Cependant, il est recommandé de le placer à l’avance pour permettre la collecte des valeurs sanguines de base. Il est également recommandé de donner aux porcs une période d’acclimatation d’au moins 1 semaine avant de subir toute manipulation expérimentale.

1. Planification préopératoire

1. Avant la chirurgie, demandez à un vétérinaire d’effectuer une évaluation clinique approfondie de tous les animaux.
2. Faites jeûner les animaux (pas de nourriture solide) au moins 12 h avant l’intervention. Fournir de l’eau à volonté en tout temps. Peser les animaux pour l’administration contrôlée de médicaments.
3. Le jour de l’opération, mettre les animaux sous sédatif avec de la kétamine (20-30 mg/kg) et de la xylazine (2-3 mg/kg par voie intramusculaire [IM]) mélangés dans une seule seringue. Si nécessaire, administrer des agents sédatifs (kétamine et xylazine) lentement par voie intraveineuse [IV]. Utilisez une pommade ophtalmique stérile sur les yeux pour éviter la dessiccation sous anesthésie.
4. Placez un cathéter intraveineux dans une veine marginale de l’oreille et administrez un liquide d’entretien à raison de 5 à 10 mL/(kg∙h) de solution saline à 0,9 % ou de solution de sonneries lactées (LRS) tout au long de l’intervention.
5. Lorsque l’animal est en décubitus dorsal, placez une sonde endotrachéale de taille appropriée, connectez-la à l’appareil d’anesthésie et placez-la sur la ventilation de la main (maintenue à l’isoflurane à 0,5-3% avec 1-2 L O₂/min).
6. Administrer une analgésie préventive (0,02 mg/kg de buprénorphine IV) ; Administrer des doses supplémentaires de buprénorphine en peropératoire au besoin. Administrer des antibiotiques prophylactiques (20-22 mg/kg de céfazoline IV) 10 min avant le début de la chirurgie et à nouveau toutes les 90 min en peropératoire. Administrer du protonix (0,5 à 1,0 mg/kg IV) et du citrate de maropitant (1 mg/kg IV) une fois avant le début de la chirurgie.
7. Rasez le cou ventral et dorsal, qui servira de site pour la mise en place du cathéter veineux central. Effectuez une préparation préliminaire de la zone chirurgicale à l’aide d’un gommage à la chlorhexidine.
8. Confirmez que le porc se trouve dans un plan d’anesthésie chirurgicale approprié. Évaluez la profondeur de l’anesthésie en testant le tonus palpébral et le tonus de la mâchoire. Si nécessaire, augmentez l’anesthésique par inhalation ou administrez lentement des agents sédatifs supplémentaires (tels que la kétamine) IV pour obtenir un effet.
9. Transférer les porcs sur la table d’opération.

2. Surveillance peropératoire

1. Pendant l’anesthésie d’entretien, surveillez en permanence la fréquence cardiaque et l’électrocardiographie, la pression artérielle non invasive, l’oxymétrie de pouls, la capnographie et la température œsophagienne ou rectale, en enregistrant au moins toutes les 15 minutes.
   1. Surveillez la pression artérielle de manière non invasive à l’aide d’un brassard de tensiomètre sur une extrémité ou la queue.
   2. Utilisez un ventilateur pour réguler plus précisément la respiration et l’administration d’anesthésie par inhalation. Pour les paramètres du ventilateur, assurez-vous que le volume courant est compris entre 5 et 10 mL/kg. Ajustez la fréquence respiratoire tout au long de l’intervention en fonction de la profondeur d’anesthésie de l’animal ; réglez la limite de pression maximale à 20 mmHg.
2. Utilisez une couverture ou un coussin d’air chaud à température régulée tout au long de l’opération pour prévenir l’hypothermie.

3. Préparation chirurgicale

1. Désignez au moins deux personnes comme étant stériles (chirurgien et assistant) et au moins deux personnes comme non stériles (circulateur et anesthésiste).
2. Sous anesthésie générale, positionner le porc en décubitus ventral sur la table d’opération avec ses pattes fixées pour la stabilisation (Figure 1).
3. Préparer le champ opératoire de manière aseptique avec trois gommages alternés de chlorhexidine et d’éthanol à 70 %, suivis d’un ionophore à la surface de la peau pendant un temps de contact minimum de 10 min. Effectuez une préparation stérile des deux zones suivantes :
   1. Sur la face ventrale, s’étendre de l’angle de la mandibule jusqu’au milieu du sternum et s’étendre bilatéralement jusqu’au bord latéral du sterno-cléido-mastoïdien. Placez des serviettes stériles le long des bords de la zone préparée de manière stérile.
   2. Sur la face dorsale, préparez le cou dorsolatéral ipsilatéral à la VJI cible. Placez des serviettes stériles sous le cou dorsal et au-dessus du champ dorsal pour maintenir la stérilité tout en travaillant dans le champ ventral.
4. Placez un champ stérile sur les porcs. Découpez une zone rectangulaire dans le champ pour exposer le champ ventral.
5. Sur une table drapée stérile séparée, connectez le HC à double lumière à une longue pièce d’introduction.
   1. Visser les claves sur les adaptateurs Luer Lock à l’extrémité de chaque ligne de lumen (large : rouge ; étroit : blanc). Rincer les lignes rouges et blanches avec 10 ml de solution saline à 0,9 %. Ensuite, serrez les deux lignes.

4. Identification et préparation de la veine jugulaire interne

1. Dans le champ ventral, faire une incision de 4 cm entre la trachée et le bord médial du sterno-cléidomastoïdien (Figure 2). Divisez le platysma et disséquez le tissu conjonctif pour révéler le VJI sur le bord latéral du muscle sterno-cléido-mastoïdien.
2. Isolez 3 à 4 cm de VJI en divisant ses branches avec des attaches de suture non résorbables 4-0 enduites et tressées. Disséquer sur la circonférence en s’éloignant du tissu conjonctif environnant. Créer deux attaches de suture non résorbables enduites et tressées pour suspendre et stabiliser le VJI pendant l’insertion du cathéter (figure 3).
   1. À l’extrémité crânienne du VJI, passez deux fois sous le vaisseau une attache de suture non résorbable enduite et tressée pour créer une boucle autour de celui-ci.
   2. À l’extrémité caudale du VJI, passez une attache de suture non résorbable enduite et tressée une fois sous le vaisseau pour créer une écharpe.
3. Relâchez la traction des attaches de suture. Placez de la gaze stérile imbibée de solution saline dans le site chirurgical pour protéger le vaisseau et maintenir l’emplacement de l’attache.

5. Préparation du site de sortie du cathéter

1. Repositionnez le porc par inclinaison latérale vers le côté non chirurgical pour exposer le champ chirurgical dorsal ipsilatéral. Fixez à nouveau les membres (figure 4).
2. À l’aide d’un scalpel à lame #10, faire une ponction de 0,5 cm dans la peau au site de sortie du cathéter désiré, soit 3 cm latéralement à la colonne vertébrale et 5 cm caudale à la tête (figure 5).

6. Introduction et tunnelisation du cathéter

1. Dans le champ ventral, retirer la gaze humide et réidentifier le segment VJI isolé. Choisissez un site d’entrée cible pour introduire le cathéter par voie sous-cutanée. Assurez-vous qu’il se trouve à la même profondeur que le VJI, plus profond que le sterno-cléido-mastoïdien et entre les deux attaches de suture non résorbables enduites et tressées (Figure 6).
   REMARQUE : Les motifs sous-cuticulaires doivent avoir des nœuds de suture enfouis sous la peau. Parce que les sutures dermiques profondes sont nouées plusieurs fois pour assurer la stabilité et l’entretien, elles occupent parfois un espace plus grand que souhaité et peuvent être exposées à travers la peau. Cette petite zone d’exposition n’est pas préoccupante et la peau devrait guérir correctement malgré cette petite zone d’exposition.
2. Positionnez la main dominante dans le champ chirurgical dorsal et la main non dominante dans le champ chirurgical ventral. Tenez l’introducteur HC dans le champ chirurgical dorsal. Suspendez la longueur restante du cathéter dans l’air au-dessus du champ stérile.
3. Insérez l’introducteur dans le site de ponction de sortie avec la main dominante, en pointant l’extrémité de l’appareil vers la main non dominante dans le champ ventral.
4. Poussez l’extrémité de l’introducteur superficiellement et médialement pour creuser un tunnel dans le cathéter à travers le tissu adipeux, en sentant l’émergence de l’extrémité avec la main non dominante. Une fois que l’embout émerge au site d’entrée de la cible, tirez l’introducteur et le cathéter à travers le tunnel sous-cutané jusqu’à ce que le ballonnet de la ligne principale se trouve juste sous la surface de la peau dans le champ dorsal.
5. Coupez l’introducteur de la ligne. Replacez la gaze humide dans le site chirurgical ventral.

7. Insertion du cathéter

1. Repositionnez le porc en décubitus dorsal. Fixez à nouveau les membres, remplacez les gants stériles et retirez la gaze du site chirurgical ventral.
2. Serrez les extrémités des attaches de suture non résorbables recouvertes et tressées crâniennes et caudales. Posez les pinces sur les rideaux de manière à ce que le segment VJI soit légèrement surélevé.
3. Coupez l’extrémité du cathéter à peu près à la longueur à laquelle il atteindrait 1/3 de la longueur du sternum du porc.
   REMARQUE : Minimisez la manipulation de l’embout du cathéter en transectant l’embout avec une seule coupe perpendiculaire à la ligne afin d’éviter la fragmentation ou le colmatage de la ligne. Une fois inséré, le HC doit se trouver dans la veine cave supérieure, immédiatement crânienne à l’oreillette droite (Figure 7).
4. À l’aide d’une pince Adson-Brown, saisissez le milieu du segment VJI isolé. À ce même endroit, faites une incision à mi-chemin du récipient avec des ciseaux Metzenbaum courbés.
5. Tout en tenant le segment VJI à l’aide de la pince Adson-Brown, insérez le cure-veine dans le segment caudal du vaisseau (figure 6). Tout en maintenant la tension sur l’attache de suture crânienne, insérez et enfilez l’extrémité du cathéter dans le vaisseau caudalement. Une fois le cathéter complètement inséré, nouez l’attache de suture caudale une fois pour fixer temporairement l’HC.
6. Testez la perméabilité des deux lignes à l’extérieur du champ stérile par des prises de sang et des rinçages à l’aide de 3 à 5 mL de solution saline normale à 0,9 %, suivie de 5 mL de solution saline héparinée à 100 unités USP/mL.
7. Une fois la perméabilité confirmée, nouez la suture caudale une ou deux fois de plus pour fixer le segment VJI distal autour du cathéter intraveineux. Nouez la suture crânienne une fois pour occlure le flux sanguin dans le segment VJI.
8. Fermez le site chirurgical ventral en couches : les sutures interrompues simples avec une suture résorbable tressée 3-0 et les sutures sous-cuticulaires courantes avec une suture résorbable monofilament 3-0.

8. Fixation du cathéter

1. Dédraper le porc et le repositionner en décubitus dorsal. Fixez les membres à nouveau.
2. Fixez le HC à la peau de l’animal en plus de trois points pour éviter le décollement du cathéter (figure 8).
   1. Orientez le HC de manière à ce qu’il forme un « U ».
   2. Identifiez les points : assurez-vous que le premier point se trouve à moins de 2 cm du site de sortie, le deuxième point se trouve au-dessus de la partie fourchue du cathéter, là où les lignes rouge et blanche divergent, et le troisième point se trouve au sommet du « U » entre les deux premiers points.
   3. À chaque point, placez un morceau de ruban médical de ~3 cm de 1 pouce (po) sur le cathéter pour créer une aile de chaque côté. Avec une suture en polypropylène synthétique, monofilament et non résorbable 0, fixez chaque aile à la peau via une seule suture simple interrompue. Au deuxième point au-dessus de la partie fourchue, ajoutez une seule suture interrompue à travers l’espace entre les deux lignes et assurez-vous que le nœud repose sur le ruban pour éviter toute irritation.
      REMARQUE : Selon la taille du site de ponction dorsale du col, une simple suture interrompue peut être placée pour diminuer la taille et minimiser le risque de déplacement accidentel du cathéter hors de la peau. Assurez-vous que le ballonnet autour du cathéter reste sous-cutané.
   4. Testez la perméabilité des lignes blanches et rouges à l’extérieur du champ stérile au moyen de prises de sang et de rinçages à l’aide de 10 mL de solution saline normale à 0,9 % et de 10 mL de solution saline héparinisée.
3. Créez un collier de protection.
   1. Enroulez 4 dans un rembourrage en coton autour du cou trois ou quatre fois de la manière suivante :
      1. En commençant par le cou dorsal au coin crânien gauche, enroulez-vous en diagonale vers le coin caudal droit, en passant au-dessus ou en dessous des lignes rouges et blanches. Enroulez-vous sous le cou vers le coin caudal gauche. Enroulez-vous en diagonale vers le coin crânien droit, au-dessus ou au-dessous des lignes rouges et blanches, puis enroulez-vous jusqu’au point de départ au coin crânien gauche. Alternez en passant au-dessus et au-dessous des lignes rouges et blanches à chaque enveloppe suivante.
         REMARQUE : Le collier doit recouvrir complètement les sites d’attache de la peau et la ligne principale du HC. Seules les lignes rouges et blanches doivent être laissées de côté et accessibles.
   2. Enroulez 3 ou 4 dans du ruban adhésif élastique autour du cou trois ou quatre fois de la même manière que le rembourrage en coton (étape 8.4.1). Si le bandage recouvre les lignes, créez une fente dans le bandage pour les accueillir.
      REMARQUE : Veillez à ne pas envelopper cette couche trop étroitement - un doigt doit pouvoir être facilement glissé sous le collier de protection sur le pourtour circonférentiel.
   3. Avec une suture en polypropylène synthétique, monofilament et non résorbable 0, suturez chaque coin à l’extrémité du pansement aux couches sous-jacentes pour maintenir sa position.
   4. À l’aide d’une suture en polypropylène synthétique monofilament non résorbable 0, fixez le collier à la peau en attachant une suture horizontale du matelas latéralement à la colonne vertébrale à l’extrémité crânienne et caudale. Assurez-vous que les nœuds reposent sur le pansement.
   5. Créez une poche de cathéter pour protéger et stocker les lignes rouges et blanches (Figure 9).
      1. Découpez un morceau de ruban adhésif élastique mesurant ~100 cm de longueur et ~7,5 cm de largeur.
      2. Mesurez un segment de ruban adhésif de ~16 cm. Repliez le ruban sur lui-même de manière à ce que les côtés adhésifs se fassent face pour créer un rabat de 16 cm avec deux couches de ruban adhésif. Avec le ruban restant, répétez ce processus deux fois de plus pour créer trois rabats de longueur égale en forme de « W » (Figure 10).
      3. Repliez la queue de ruban restante sur le bord des trois rabats. Avec la queue orientée sur le dessus, numérotez les volets de 1 à 3 de haut en bas. Numérotez les côtés de 1 à 4, en commençant par le bord arrière et en vous déplaçant dans le sens des aiguilles d’une montre.
      4. Sur le côté 4, retirez un ruban dans le sens de la longueur du rabat 2, à l’exclusion de 1 cm à chaque extrémité. Assurez-vous que la largeur du ruban est de ~1 cm.
      5. À l’aide d’une suture non résorbable enrobée et tressée 0 pour effectuer des sutures en cours d’exécution : coudre les rabats 1 et 3 ensemble sur le côté 4, les rabats 1, 2 et 3 ensemble sur le côté 3 et les rabats 1 et 2 ensemble sur le côté 2. Découpez un trou de 2 cm au centre du rabat 1.
   6. Avec le rabat 1 vers le bas, alignez le trou avec le point où les lignes sortent du col et orientez la poche de manière à ce que l’ouverture soit caudale. Assurez-vous que la poche est sur la ligne médiane ou légèrement latérale à la dorsale du cou.
   7. Tirez les lignes rouges et blanches à travers le trou du rabat 1. Assurez-vous que les lignes sont à plat entre les volets 1 et 2, le volet 3 étant orienté vers le haut (Figure 8).
   8. À l’aide d’une suture en polypropylène synthétique monofilament non résorbable 0, fixez la poche au collier avec une simple suture interrompue à chaque coin et à mi-chemin le long de chaque bord. Ne pas suturer à travers la peau.

9. Soins postopératoires

1. Après s’être remis de l’anesthésie, remettre le porc dans sa cage d’origine. En raison de la nature masticatrice des porcs, assurez-vous que le porc est logé individuellement pour éviter qu’un porc de la même espèce ne retire le cathéter. S’il est logé à côté d’autres porcs, placez une barrière pour empêcher la mastication du cathéter entre la cage.
2. Pendant la période postopératoire immédiate, surveillez l’animal au moins quotidiennement pour détecter des signes de douleur, d’infection et de guérison. La fréquence respiratoire, la fréquence cardiaque, la température, l’énergie, l’appétit et la consommation d’eau sont de bons indicateurs de santé pendant cette période. Administrer des doses supplémentaires d’un analgésique (p. ex. 0,12 mg/kg de buprénorphine à libération prolongée [SR] LAB toutes les 48 h) si des signes de douleur apparaissent. Effectuer l’entretien du cathéter (étape 10) et l’inspection visuelle du site chirurgical tous les jours, à partir du jour postopératoire (POD) 1.
   REMARQUE : Les chercheurs qui choisissent d’adopter cette technique d’insertion de cathéter de Hickman peuvent modifier cette procédure avec une analgésie multimodale ; cependant, les AINS peuvent modifier les résultats de l’étude en fonction d’autres éléments de la conception expérimentale. Cela doit être pris en compte avant de planifier le régime d’analgésie.
3. Une fois que le site chirurgical du cathéter est guéri, effectuez des contrôles de surveillance d’entretien sur l’animal : effectuez des mesures hebdomadaires du poids corporel et effectuez des contrôles visuels lors de l’entretien quotidien du cathéter. Consultez un vétérinaire si des signes d’infection, tels qu’une diminution de l’appétit ou de l’énergie, apparaissent. Si une numération globulaire complète est nécessaire, prélevez du sang à partir de la ligne rouge.
   REMARQUE : Une leucocytose caractérisée par une neutrophilie est souvent observée chez les animaux infectés.

10. Entretien du cathéter

1. Désignez la ligne rouge plus large exclusivement pour les prises de sang et la ligne blanche plus étroite exclusivement pour l’administration des médicaments. Manipulez toujours le cathéter avec des mains gantées.
   REMARQUE : Ces rôles peuvent être différents selon la conception de l’étude.
2. Rincez la ligne rouge (prise de sang désignée) tous les jours pour évaluer la perméabilité et prévenir la coagulation comme suit :
   1. Utilisez une technique aseptique : Essuyez la clave et l’embout de la seringue avec un tampon imbibé d’alcool entre chaque étape. Si la clave ou la seringue devient non stérile, remplacez le matériau contaminé avant de continuer.
   2. Rincer 1 mL de solution saline à 0,9 % dans la conduite. Assurez-vous que le liquide peut être rincé sans force excessive afin d’éviter que les caillots ne poussent de la ligne vers l’animal.
   3. Retirer 2 mL de liquide. Confirmez la perméabilité de la ligne en observant que le liquide retiré est du sang rouge foncé.
   4. Si une prise de sang est nécessaire, fixez une seringue vide pour prélever la quantité appropriée de sang.
      REMARQUE : Si un excès de sang est prélevé, le sang peut être retourné à l’animal en le repoussant à travers la ligne pour réduire la perte de sang. Cela ne doit être fait que si la seringue contenant du sang continue d’être manipulée à l’aide d’une technique aseptique. Ne remettez pas de sang contaminé dans le cathéter central.
   5. Rincez la conduite avec 5 mL de solution saline héparinée 100 USP/mL, ou la quantité nécessaire pour rincer toute la ligne. Fixez la ligne. Remettez la ligne dans la pochette de protection, en prenant soin de ne pas la plier ou la nouer.
3. Rincez la ligne blanche (administration de médicaments conçue) tous les jours pour évaluer la perméabilité et prévenir la coagulation comme suit :
   1. Utilisez une technique aseptique : essuyez la clave et l’embout de la seringue avec un tampon imbibé d’alcool entre chaque étape. Si la clave ou la seringue devient non stérile, remplacez le matériau contaminé avant de continuer.
   2. Rincer 1 mL de solution saline à 0,9 % dans la conduite. Assurez-vous que le liquide peut être rincé sans force excessive afin d’éviter que les caillots ne poussent de la ligne vers l’animal.
   3. Administrer les médicaments à l’aide de cette ligne à une vitesse et une dilution spécifiques au médicament. Rincez la ligne avec 1 à 3 mL de solution saline à 0,9 % entre les médicaments.
   4. Rincez la conduite avec 5 mL de solution saline héparinée 100 USP/mL, ou la quantité nécessaire pour rincer toute la ligne. Fixez la ligne. Remettez la ligne dans la pochette de protection, en prenant soin de ne pas la plier ou la nouer.
4. Vérifiez quotidiennement les claves pour détecter tout signe de dysfonctionnement, de rupture ou de contamination manifeste par du sang, de la nourriture ou des matières fécales. Si c’est le cas, remplacez immédiatement la clave. Inspectez visuellement la poche Hickman et le collier de protection tous les jours pour vous assurer que les sutures placées aux étapes 8.2 et 8.3 restent intactes.

Résultats

Plus de 100 porcs ont été insérés avec succès dans notre laboratoire. Le HC peut être placé et fixé en toute sécurité et correctement en moins d’une heure avec un chirurgien, un assistant, un circulateur et un anesthésiste. La poche du cathéter prend environ 15 à 20 minutes à fabriquer. La technique est simple et facile à enseigner et a été réalisée par des vétérinaires, des résidents en chirurgie et des étudiants en médecine en suivant des instructions supervisées.

...

Discussion

Bien que les CVC remplissent un éventail de fonctions dans la recherche sur les grands animaux, la littérature actuelle manque d’une approche consensuelle pour une utilisation sûre et durable dans les essais à long terme de plus de 30 jours. La procédure par étapes de ce protocole pour l’insertion, la fixation de la peau et le stockage dans une poche faite à la main a fait l’objet d’ajustements importants pour améliorer la qualité. À ce titre, ce protocole présente une technique d’utilisation de HC q...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
#10 blade	Medline	MDS15110
0.9% Sterile Sodium Chloride	Baxter	2F7123
0-0 Coated and Braided Nonabsorbable Suture	Covidien	S-196
0-0 Synthetic, Monofilament, Nonabsorbable Polypropylene Suture	Ethicon	8690H
1 inch Medical Tape	3M	1548S-1
10 USP units/mL Heparin flush	Becton, Dickinson and Company	306424
3-0 Braided Absorbable Suture	Covidien	SL-636 (cutting needle), GL-122 (taper needle)
3-0 Monofilament Absorbable Suture	Covidien	SM-922 (cutting needle), CM-882 (taper needle)
4-0 Coated and Braided Non-absorbable Suture Ties	Ethicon	A303H
70% Ethanol	Vedco	VINV-IPA7
Adson tissue forceps	MPM Medical Supply	132-508
Adson-Brown forceps	MPM Medical Supply	106-2572
Air warming blanket and pad	3M Bair Hugger	UPC 00608223595770
Backhaus towel clamp	MPM Medical Supply	117-5508
Brown needle holder	MPM Medical Supply	110-1513
Buprenorphine	PAR Pharmaceutical	3003408B
Cefazolin	Hikma Farmacuetica (Portugal)	PLB 133-WES/1
Chlorhexidine	Vet One	501027
Clave	Baxter	7N8399
Cotton Padding	Medline	NON6027
Debakey forceps	MPM Medical Supply	106-5015
Elastic Adhesive Bandage Tape	3M	XH002016489
Halstead mosquito forceps	MPM Medical Supply	115-4612
Hickman Catheter	Bard Access Systems	603710
Hickman Catheter Repair Kit, 7Fr, Red and White Connectors	Bard Access Systems	0601690 (red), 0601680 (white), 502017
Kelly hemostatic forceps	MPM Medical Supply	115-7014
Ketamine	Vet One	383010-03
Lactated Ringers	Baxter	2B2324X
Maropitant Citrate	Zoetis	106
Mayo scissors	MPM Medical Supply	103-5014
Metzenbaum scissors	MPM Medical Supply	132-711
Pantoprazole	JH Pharmacy	NDC 0143-9284-10
Scalpel blade handle	Medline	MDS10801
Vein Pick	SAI infusion technologies	VP-10
Veterinary Ophthalmic Ointment	Dechra	IS4398
Xylazine	Vet One	510004