Biz özellikle deney düzeneği ve el yazması üzerinde yorumlar hakkında teknik talimatlar için Gerber laboratuar üyelerine teşekkür etmek istiyorum. Biz de vahşi tip kantonlar stoklar sinek bakım ve onarım için Lyubov Pankevych ederim. Bu çalışma DFG hibe TH1584/1-1, SNF hibe 31003A_132812 / 1 ve Konstanz Üniversitesi Zukunftskolleg (bütün AST) tarafından desteklenmektedir.

1. Hazırlık <ol><li> Drosophila vahşi tip larva 25 yetiştirilir ° C ve 14/10 ışık / karanlık döngüsü 60% -80% nem. Her zaman 20 kadın standart sinek gıda yaklaşık 6 ml içeren bir flakon (6 cm yüksekliğinde ve 2.5 cm çapında) içine 10 erkek ile konur larvaların tam yaşı kontrol etmek için. Sinekler 12 saat boyunca yumurtalarını bırakmak için izin verilir ve ikinci gününde yeni bir şişeye aktarılır. 25 ° C yetiştirilen ve hemen davranışsal deney için kullanılıp kullanılamayacağını yumurtlama larva 5-6 gün sonra besleme 3. deri değiştirme safhasında aşama ulaşır. Bununla birlikte, bir şişenin yan larva olmayan gıda hala ve larva sadece almak için temin etmelidir. Bu larvalar zaten &quot;dolaşıp 3. evre evre&quot; ulaştı - kısa bir süre önce pupa devresi - ve kullanımı sonuçların yorumlanmasını zorlaştırmaktadır. </li><li> % 2.5 agaroz petri hazırlanması (diğer laboratuvarlar deney boyunca da% 1 agar konsantrasyonlarının kullanımı, nasılHiç düşük konsantrasyonlarda besleme 3. evre larvalar) substrat kazmak için izin verebilir: 100 ml GKD 2 O. 2,5 gr agaroz çözülür Kaynamaya başlayana kadar bir mikrodalga çözümü ısıtın. Dikkatle çözüm ajite ve tüm agaroz eriyene kadar mikrodalga içine geri koymak. Petri kaplarının alt tamamen kapalı ve agaroz çözüm pürüzsüz bir yüzey oluşturur böyle Petri kutularına sıcak agaroz çözüm dökün. Çözelti, oda sıcaklığına kadar soğutulur ve kapakları kapatmak sağlar. Bu kapaklar su yoğuşması için izin verecek, çünkü hemen kapaklarını kapatın etmeyin. </li><li> 2M fruktoz Petri yemeklerin hazırlanması: 100 ml GKD 2 O (yine% 1 agar konsantrasyonu kullanımı mümkündür; ancak 3. evre larvalar substrat kazmak besleme izin verebilir) 2.5 gr agaroz çözülür. Kaynamaya başlayana kadar bir mikrodalga çözümü ısıtın. Dikkatle çözüm ajitasyon ve mikro içine geri koymakTüm agaroz kadar dalga çözülür. Dikkatlice sıcak solüsyon içine fruktoz 35 g ekleyin; şeker kaynatma geriliği önlemek için eriyene kadar karışıma yavaş yavaş karıştırılır. Alt tamamen kapalı ve fruktoz-agaroz çözüm pürüzsüz bir yüzey oluşturur böyle Petri kutularına sıcak fruktoz-agaroz çözeltisi dökün. Çözelti, oda sıcaklığına kadar soğutulur ve kapakları kapatmak sağlar. Bu kapaklar su yoğuşması için izin verecek, çünkü hemen kapaklarını kapatın etmeyin. </li><li> 1-oktanol (OCT) koku kapları hazırlanması: Teflon koku kabı yapılan özel bir şekilde saf OCT 10 ul doldurun ve koku buharlaşması için izin vermek için birkaç küçük delik olan bir kapakla kapatın. Konteyner ayrıntılı bir açıklama Gerber ve Stocker 2007 yılında verilmiştir. Ekim için üç koku kapları hazırlayın. Koku kaplar eklenen kimyasalların buharlaşması için izin verir, ama larvaları bunları doğrudan irtibata geçebilirsiniz önlemek. Bu nedenle, burada açıklanan deneyler özelliklegustatuar yan etkiler rahatsızlık vermesini olmadan larvaları koku öğrenme ele. </li><li> Amylacetate (AM) koku kapları Hazırlanması: seyreltin parafin yağı 01:50. Özel yapım teflon koku kabına dilüsyon 10 ul doldurun ve koku buharlaşması için izin vermek için birkaç küçük delik olan bir kapakla kapatın. AM için üç koku kapları hazırlayın. Seyreltme iki kokuları arasındaki göreli tercihi bir öğrenme bağlı değişim maskeleyebilir diğer üzerinden bir koku için güçlü bir tercih önlemek için yani, pratik nedenlerden dolayı önemlidir. Hem kokuları için eşit cazibe naif hayvanların daha sonra açıklanacağı testi (2.5) uygulayarak deneyden önce laboratuarda teyit edilmesi gerekebilir. Burada sunulan son zamanlarda bizim laboratuar 9,15,16 çoğaltılamaz edildi Gerber laboratuvar çeşitli yayınlara dayanmaktadır değerleri. </li><li> Petri kaplarının Etiketleme: davranışsal deneyler önce tüm petri kodlanmış olması gerekir. Demek ki,Petri kapları içeren fruktoz bir &quot;X&quot; veya bir &quot;A&quot; ve &quot;Y&quot; veya &quot;B&quot; ile agaroz sadece Petri kapları ile örneğin işaretlenmiş olması gerekir. Bu kod tüm veriler kaydedildi sonra sadece deneyci ortaya edilmelidir. Deneyler yaparak bu deneyci beklentilerini larvaların performansını etkileyebilir böylece olası &quot;kör&quot; değildir. Biz yalnızca bir agaroz sunulan zaman fruktoz Petri (+) veya non-ödüllendirerek sunulduğunda ya ödüllendirilir klimalı uyaranlara (CS1 veya CS2) gibi kokuları bahsedeceğiz aşağıda geniş bir okuyucu için bir anlayış kolaylaştırmak için Petri kabı (-). </li></ol> 2. Şeker Ödül Eğitim ve Test <ol><li> Bir gıda şişeden 30 besleme 3. evre larvalar toplayın. Musluk suyu birkaç damla içeren bir ilk Petri onlara aktarın ve dikkatli bir fırça ile ileriye ve geriye doğru hareket ettirin. Ayrıca musluk wa birkaç damla içeren ikinci bir Petri kabı aktarabilirsinizter hiçbir gıda hamur larvaların bodywall kalır kontrol etmek, aksi larva deneme sırasında gıda koku deneyimi mümkün olacaktır. Bu büyük olasılıkla test ortamında öğrenme süreci ve performans karanlıkta bırakırdı. </li><li> Eğitim: Bir iştahlı şeker ipucu şu rejimi ile ilişkilendirmek kokulara larva eğitmek için uygulanır. Işaretli bir &quot;X&quot; sol ve sağ tarafında bir OCT koku kabı koyun - bu nedenle, fruktoz ödül (ayrıntılar 1.6 için bkz &quot;kör&quot; deney) (+) Petri kabı içeren. Petri kabı ortasında üzerine 30 besleme 3. evre larvalar grup koyun, kapağını kapatın ve hayvanlar OCT ile maruz kalırken 5 dakika bekleyin. Larvalar su damlası içinde sıkışıp değildir ve bunun yüzey gerilimini aşmak emin olun. Bu larvalar tarafından serbestçe Petri kabı hareket ve koku ve / veya tat uyaranlara yaşayabilirsiniz. </li><li> Eğitim: nemli bir fırça ile Petri kabı gelen larva çıkarın ve transferBöylece, agaroz sadece (-) - Petri içeren - bir &quot;Y&quot; ile etiketlenmiş bir ikinci Petri kabı üzerine m ve sol ve sağ tarafında bulunan bir AM koku kabı vardır. Kapağını kapatın ve hayvanlar AM maruz iken 5 dakika bekleyin. </li><li> Eğitim: iki kere tekrar 2.2) ve 2.3), öyle ki her 30 larva tecrübe üç çalışma çevrimi: CS1 / (+) - CS2 / (-); CS1 / (+) - CS2 / (-); CS1 / (+) - CS2 / (-). Bu deneyde CS1 AM için OCT ve CS2 kodunu temsil eder. </li><li> Test: Yeri 01:00 ve agaroz yalnızca Petri kabı karşıt sitelerinde tek Ekim koku kabı. Test Petri kabı orta eğitimli hayvanlar aktarın. Kapağı kapatın ve 5 dakika bekleyin. Daha sonra sol tarafta, test Petri kabı orta ve sağ tarafındaki larva sayısını saymak. </li><li> 30 besleme 3. evre larvalar ikinci bir grup ile 2.5) için adım 2.1) tekrarlayın fakat AM ve OCT hayvanlar aşağıdaki eğitim aldığınız gibi deneysel rollerini takas: CS2/ (+) - CS1 / (-); CS2 / (+) - CS1 / (-); CS2 / (+) - CS1 / (-). Bu deneyde CS1 AM için OCT ve CS2 kodunu temsil eder. </li><li> Eğitim için olası düzenlemeler. Biz OCT / (+) ya da üç eğitim çalışmaların var olduğu bir eğitim sunmak Üstü - AM / (-) veya AM / (+) da üç eğitim çalışmalarının karşılıklı grubunda - OCT / (-). Eğitim sırasında sıralamaya bağlı etkileri önlemek için Bununla birlikte, tam bir deney aşağıdaki tekrarlarında uyarıcının dizi değişiklik için önemlidir. CS1 ve CS2 sipariş ve ayrıca birinci ve ikinci plaka içinde sunulan ödül sunum değiştirilerek, eğitim denemeler için dört farklı sekanslar mümkündür: </li></ol><table border="1"><tbody><tr><td> Birinci grup </td><td> CS1 / (+) - CS2 / (-) </td><td> Karşılıklı grubu </td><td> CS2 / (+) - CS1 / (-) </td></tr><tr><td></td><td> CS1 / (-) - CS2 / (+) </td><td></td><td> CS2 / (-) - CS1 / (+) </td></tr><tr><td></td><td> CS2 / (+) - CS2 / (-) </td><td></td><td> CS1 / (+) - CS2 / (-) </td></tr><tr><td></td><td> CS2 / (-) - CS1 / (+) </td><td></td><td> CS1 / (-) - CS2 / (+) </td></tr></tbody></table> Çevre deney ortamında uyaranlara sistematik etkilerini önlemek için, bir OCT soldaki sunulan ve sağa AM olduğu gibi vakaların bir yarısında testi yapmak zorundadır. Olguların diğer yarısında sağda solda ve OCT üzerine sunulmalıdır AM. 3. Görev ilgili Duyusal-motor Fakülteler Testleri Yukarıda açıklanan deney tasarımı, kendi başına 3. deri değiştirme safhasında larva besleme vahşi tip koku-şeker öğrenme analiz etmek için olanak sağlar. Olfaktör öğrenme parametresine bağlıdır Ancak, günlük laboratuar yaşam araştırmacılar genellikle, karşılaştırmak larva iki veya daha fazla farklı deney grupları kullanabilirsinizticular gen, nöron, belirli bir mutant bir stok, özel bir gıda diyet, farklı yetiştirme koşulları, toksik kimyasallar larvaları, iki ya da daha fazla Deney grupları test edilmiş tüm durumlarda tek bir ilgisi vardır Böylece, vb, gelişme sırasında eklenen larvalarının farklı gruplar uygun duyusal-motor keskinlikleri gösteriyorsa, test etmek zorunlu kontrol deneyleri kümesi. Potansiyel fenotipleri mutlaka şeker ile ilişkilendirmek kokulara azaltılması veya tamamen kaldırılması yetenekleri nedeniyle değil gibi bu zorunlu hale gelir. Aksine, potansiyel öğrenme kusurları koku ve / veya şeker işleme duyusal-motor devresi herhangi bir aşamada kusurları dayalı olabilir. Bir larva mutant his şeker mümkün değilse, ya da başka bir deyişle, bir şeker bellek tesis edilemez. Ama bu larva öğrenemez sonucuna izin vermez. Ayrıntılı olarak aşağıdaki kontrol deneyleri uygun OCT, AM ve transgenik larvaların fruktoz işlenmesi için test yapılması gerekir. 1. Naif Ekim prefe için testdendir Bir gıda şişeden 30 besleme 3. evre larvalar toplayın. 2.1 açıklandığı gibi musluk suyu dikkatlice yıkayın. Bir agaroz Petri bir tarafında tek bir Ekim koku kabı koyun, Petri kabı ortasında üzerine larvaları ekleyin kapağını kapatın ve larvaları OCT doğru Petri kabı ve şark sürün ki gibi, 5 dakika bekleyin koku kaynağı. Daha sonra orta ve deney Petri kabı sağ tarafında, sol tarafta larvaların sayısını. 2. Naif AM tercihi için test Bir gıda şişeden 30 besleme 3. evre larvalar toplayın. 2.1 açıklandığı gibi musluk suyu dikkatlice yıkayın. Bir agaroz Petri bir tarafında tek AM koku kabı koyun, Petri kabı ortasında üzerine larvaları ekleyin kapağını kapatın ve larvaları AM doğru Petri kabı ve şark sürün ki gibi, 5 dakika bekleyin koku kaynağı. Sonradan l sayısınıortasında ve deney Petri kabı sağ tarafında, sol tarafta arvae. 3. Naif şeker tercihi için test Bir gıda şişeden 30 besleme 3. evre larvalar toplayın. 2.1 açıklandığı gibi musluk suyu dikkatlice yıkayın. Yarısı ve diğer yarısı bir 2M fruktoz-agaroz karışımı içinde% 2.5 agaroz içeren Petri kapları hazırlayın. Petri kabı üzerine larvaları ekleyin, larva fruktoz içeren tarafına doğru Petri kabı ve şark sürün olabilir böyle 5 dk için kapağını kapatın ve bekleyin. Daha sonra orta ve deney Petri kabı sağ tarafında, sol tarafta larvaların sayısını. Yarım yarım petri Hazırlanması: Yukarıda Bölüm 1.2 &#39;de belirtildiği gibi normal agaroz tabak hazırlayın. Agaroz dolu petri soğutulduktan sonra, dikkatli bir neşter ile dikey eksen boyunca agaroz kesilir. Petri kabı dan agaroz yarısı çıkarın. APetri kabı boş yarısına gg sıcak fruktoz-agaroz çözüm (Hazırlık 1.3). Her iki yarım maç ve tanımlanmış bir kenar oluşturmak olmadığını dikkatli olun - Bu larva seçim davranışını etkiler ve oldukça zor bir davranış analizi render 4.. Sham eğitimi Transgenik besleme 3. evre larvalar OCT ve hava (3.1), AM ve hava (3.2) ve şeker ve saf agaroz (3.3), test deney ek bir kümesi arasındaki vahşi bir düzeyde ayırt etmek mümkün olup olmadığını test rağmen son zamanlarda olmuştur (tartışma için Gerber ve Stocker, 2007 bakınız) tanıttı. Bu deneyler için gerekçesi aşağıdaki gibidir. Eğitim larva döneminde kitlesel taşıma ve izleyen koku ve şeker stimülasyon tabi. Böylece gözlenen öğrenme fenotip (naif koku ve şeker algı testleri vahşi bir düzeyde olsa da!) Yanıltıcı olduğunu da mümkündür. Gerçekten de, mümkün olduğu transjenik hayvanların dstres direnci, motivasyon, yorgunluk, duyusal adaptasyon, bağlamsal öğrenme ve tokluk değişiklikleri ile ilgili vahşi tip larva iffer. Böylece, Michels ve ark. (2005) size ödül atlarsanız ve sadece her iki maruz dışında tam olarak eğitim sırasında larva tedavisi durumunda, belli bir mutant (1) tespit etmek mümkün olup olmadığını sınama boş bir koku kabı karşı AM denetimleri tanıttı kokuları, size kokuları ihmal ve sadece ödül maruz dışında bir eğitim-benzeri şekilde larva davranırsan (3), boş bir koku kabı karşısında AM tespit;, (2) aynı rejim sonrasında Ekim algılamak ve (4 ) aynı rejim sonrasında Ekim algılayabilir. Kapsamlı bir tartışma ve yöntemleri hakkında daha fazla bilgi için Michels ve ark (2005) ve Gerber ve Stocker (2007) bakınız. 4. Şeker Ödül Öğrenme Veri Analizi <ol><li> Şeker ödül öğrenme protokolü veri değerlendirmek için iki Recipro her biri için OKT tercih indeksi (PREF OCT) hesaplamakCally eğitimli gruplar: AM / - (-) OCT / (+) almış olan ilk grup için eğitim: PREF Ekim (OCT + / AM) = (# Ekim tarafta larvaların - # AM tarafta larva) / # bütün larvaların sağ, sol ve orta bölgeler içinde : - OCT / (-) eğitim AM / (+) alınan ikinci grup için PREF AM (AM + / OCT-) = (AM # tarafta larvaların - # larva OCT tarafında) / # sağ, sol ve orta bölgeler içindeki tüm larvaların </li></ol><ol start="2"><li> 4,1 iki PREF değerleri için performans indeksi (Pİ)) hesaplayın. PI koku ve ceza pozlama, zaman ve taşıma geçiş rahatsızlık vermesini etkilerini iptal ederek ilişkisel öğrenmeyi temsil eder: PI = (PREF Ekim (OCT + / AM) + PREF AM (AM + / OCT)) / 2 Böylece PI&#39;ler -1 ile 1 arasında değişir. Anlamlı pozitif değerler iştahlı öğrenme açıklamak ise anlamlı negatif değerler caydırıcı, öğrenme temsil eder. Tam bir deneme genellikle 10 veya daha fazla PI&#39;ler oluşmaktadır. Veri kutusunda araziler includin görselleştirildiği gibidirBelirli bir deney grubu g tüm değerleri. Değerlerin% 50 kutu içinde bulunan varlık; ortanca performans indeksi kutusu arsa içinde bir kalın çizgi olarak gösterilir. </li></ol> 5. Görev ilgili Duyusal-motor Fakülteler için Veri Analizi <ol><li> Uygun Ekim koku işleme şöyle bir OCT koku tercihi indeksi hesaplamak için test ederken verileri değerlendirmek için: Koku PREF Ekim = (# Ekim tarafta larvaların - # diğer tarafta larva) / # sağ, sol ve orta bölgeler içindeki tüm larvaların </li><li> Uygun AM koku algısı aşağıdaki gibi bir AM koku tercihi indeksi hesaplamak için test ederken verileri değerlendirmek için: / # Sağ, sol ve orta bölgeler içindeki tüm larvaların - PREF AM = (# diğer tarafta larvaların AM # tarafında larva) Koku </li><li> Uygun fruktoz algı için test aşağıdaki gibi bir fruktoz tercih indeksi hesaplamak zaman verileri değerlendirmek için: PREF fruktoz = (# fruktoz tarafta larvalarının - # diğer tarafta larva) / # Sağ, sol ve orta bölgeler içindeki tüm larvaların </li><li> Sahte eğitim için ayrıntılar Michels ve ark &#39;de verilmiştir. 2005. </li></ol>

<ol>
	<li>Pawlow, I. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+Researches+on+Conditioned+Reflexes.">New Researches on Conditioned Reflexes.</a> Science. 58, 359-361 (1923).</li><li>Heisenberg, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mushroom+body+memoir:+from+maps+to+models.">Mushroom body memoir: from maps to models.</a> Nat. Rev. Neurosci. 4, 266-275 (2003).</li><li>Kandel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+insights+into+behavior+and+learning.">Cellular insights into behavior and learning.</a> Harvey Lect. 73, 19-92 (1979).</li><li>Gerber, B., Tanimoto, H., Heisenberg, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+engram+found?+Evaluating+the+evidence+from+fruit+flies.">An engram found? Evaluating the evidence from fruit flies.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 14, 737-744 (2004).</li><li>Milner, B., Squire, L. R., Kandel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cognitive+neuroscience+and+the+study+of+memory.">Cognitive neuroscience and the study of memory.</a> Neuron. 20, 445-468 (1998).</li><li>Keene, A. C., Waddell, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+olfactory+memory:+single+genes+to+complex+neural+circuits.">Drosophila olfactory memory: single genes to complex neural circuits.</a> Nat. Rev. Neurosci. 8, (2007).</li><li>Duffy, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GAL4+system+in+Drosophila:+a+fly+geneticist's+Swiss+army+knife.">GAL4 system in Drosophila: a fly geneticist's Swiss army knife.</a> Genesis. 34, 1-15 (2002).</li><li>Gerber, B., Stocker, R. F., Tanimura, T., Thum, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Smelling,+tasting,+learning:+Drosophila+as+a+study+case.">Smelling, tasting, learning: Drosophila as a study case.</a> Results Probl. Cell. Differ. 47, 139-185 (2009).</li><li>Gerber, B., Stocker, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Drosophila+larva+as+a+model+for+studying+chemosensation+and+chemosensory+learning:+a+review.">The Drosophila larva as a model for studying chemosensation and chemosensory learning: a review.</a> Chem. Senses. 32, 65-89 (2007).</li><li>Venken, K. J., Simpson, J. H., Bellen, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+manipulation+of+genes+and+cells+in+the+nervous+system+of+the+fruit+fly.">Genetic manipulation of genes and cells in the nervous system of the fruit fly.</a> Neuron. 72, 202-230 (2011).</li><li>Gerber, B., Hendel, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Outcome+expectations+drive+learned+behaviour+in+larval+Drosophila.">Outcome expectations drive learned behaviour in larval Drosophila.</a> Proc. Biol. Sci. 273, 2965-2968 (2006).</li><li>Schleyer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+behavior-based+circuit+model+of+how+outcome+expectations+organize+learned+behavior+in+larval+Drosophila.">A behavior-based circuit model of how outcome expectations organize learned behavior in larval Drosophila.</a> Learn Mem. 18, 639-653 (2011).</li><li>Pauls, D., Selcho, M., Gendre, N., Stocker, R. F., Thum, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+larvae+establish+appetitive+olfactory+memories+via+mushroom+body+neurons+of+embryonic+origin.">Drosophila larvae establish appetitive olfactory memories via mushroom body neurons of embryonic origin.</a> J. Neurosci. 30, 10655-10666 (2010).</li><li>Selcho, M., Pauls, D., Han, K. A., Stocker, R. F., Thum, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+dopamine+in+Drosophila+larval+classical+olfactory+conditioning.">The role of dopamine in Drosophila larval classical olfactory conditioning.</a> PLoS One. 4, e5897 (2009).</li><li>Neuser, K., Husse, J., Stock, P., Gerber, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Appetitive+olfactory+learning+in+Drosophila+larvae:effects+of+repetition,+reward+strength,+age,+gender,+assay+type+and+memory+span.">Appetitive olfactory learning in Drosophila larvae:effects of repetition, reward strength, age, gender, assay type and memory span.</a> Animal Behaviour. 69, 891-898 (2005).</li><li>Scherer, S., Stocker, R. F., Gerber, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+learning+in+individually+assayed+Drosophila+larvae.">Olfactory learning in individually assayed Drosophila larvae.</a> Learn Mem. 10, 217-225 (2003).</li><li>Aceves-Pina, E. O., Quinn, W. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Learning+in+normal+and+mutant+Drosophila+larvae.">Learning in normal and mutant Drosophila larvae.</a> Science. 206, 93-96 (1979).</li><li>Heisenberg, M., Borst, A., Wagner, S., Byers, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+mushroom+body+mutants+are+deficient+in+olfactory+learning.">Drosophila mushroom body mutants are deficient in olfactory learning.</a> J. Neurogenet. 2, 1-30 (1985).</li><li>Khurana, S., Abu Baker, M. B., Siddiqi, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odour+avoidance+learning+in+the+larva+of+Drosophila+melanogaster.">Odour avoidance learning in the larva of Drosophila melanogaster.</a> J. Biosci. 34, 621-631 (2009).</li><li>Pauls, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electric+shock-induced+associative+olfactory+learning+in+Drosophila+larvae.">Electric shock-induced associative olfactory learning in Drosophila larvae.</a> Chem. Senses. 35, 335-346 (2010).</li><li>Eschbach, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Associative+learning+between+odorants+and+mechanosensory+punishment+in+larval+Drosophila.">Associative learning between odorants and mechanosensory punishment in larval Drosophila.</a> J. Exp. Biol. 214, 3897-3905 (2011).</li><li>von Essen, A. M., Pauls, D., Thum, A. S., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capacity+of+visual+classical+conditioning+in+Drosophila+larvae.">Capacity of visual classical conditioning in Drosophila larvae.</a> Behav. Neurosci. 125, 921-929 (2011).</li><li>Gerber, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visual+learning+in+individually+assayed+Drosophila+larvae.">Visual learning in individually assayed Drosophila larvae.</a> J. Exp. Biol. 207, 179-188 (2004).</li><li>Rohwedder, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nutritional+Value-Dependent+and+Nutritional+Value-Independent+Effects+on+Drosophila+melanogaster+Larval+Behavior.">Nutritional Value-Dependent and Nutritional Value-Independent Effects on Drosophila melanogaster Larval Behavior.</a> Chem. Senses. , (2012).</li><li>Lee, T., Lee, A., Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+the+Drosophila+mushroom+bodies:+sequential+generation+of+three+distinct+types+of+neurons+from+a+neuroblast.">Development of the Drosophila mushroom bodies: sequential generation of three distinct types of neurons from a neuroblast.</a> Development. 126, 4065-4076 (1999).</li><li>Ito, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+organization+of+extrinsic+neurons+and+their+implications+in+the+functional+roles+of+the+mushroom+bodies+in+Drosophila+melanogaster+Meigen.">The organization of extrinsic neurons and their implications in the functional roles of the mushroom bodies in Drosophila melanogaster Meigen.</a> Learn Mem. 5, 52-77 (1998).</li><li>Wang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transmembrane/juxtamembrane+domain-dependent+Dscam+distribution+and+function+during+mushroom+body+neuronal+morphogenesis.">Transmembrane/juxtamembrane domain-dependent Dscam distribution and function during mushroom body neuronal morphogenesis.</a> Neuron. 43, 663-672 (2004).</li><li>Robertson, K., Mergliano, J., Minden, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissecting+Drosophila+embryonic+brain+development+using+photoactivated+gene+expression.">Dissecting Drosophila embryonic brain development using photoactivated gene expression.</a> Dev. Biol. 260, 124-137 (2003).</li><li>Zhou, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cooperative+functions+of+the+reaper+and+head+involution+defective+genes+in+the+programmed+cell+death+of+Drosophila+central+nervous+system+midline+cells.">Cooperative functions of the reaper and head involution defective genes in the programmed cell death of Drosophila central nervous system midline cells.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 94, 5131-5136 (1997).</li><li>Kitamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditional+modification+of+behavior+in+Drosophila+by+targeted+expression+of+a+temperature-sensitive+shibire+allele+in+defined+neurons.">Conditional modification of behavior in Drosophila by targeted expression of a temperature-sensitive shibire allele in defined neurons.</a> J. Neurobiol. 47, 81-92 (2001).</li><li>Schroll, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-induced+activation+of+distinct+modulatory+neurons+triggers+appetitive+or+aversive+learning+in+Drosophila+larvae.">Light-induced activation of distinct modulatory neurons triggers appetitive or aversive learning in Drosophila larvae.</a> Curr. Biol. 16, 1741-1747 (2006).</li><li>Rosenzweig, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Drosophila+ortholog+of+vertebrate+TRPA1+regulates+thermotaxis.">The Drosophila ortholog of vertebrate TRPA1 regulates thermotaxis.</a> Genes Dev. 19, 419-424 (2005).</li><li>Baines, R. A., Uhler, J. P., Thompson, A., Sweeney, S. T., Bate, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Altered+electrical+properties+in+Drosophila+neurons+developing+without+synaptic+transmission.">Altered electrical properties in Drosophila neurons developing without synaptic transmission.</a> J. Neurosci. 21, 1523-1531 (2001).</li><li>Chen, Y. C., Mishra, D., Schmitt, L., Schmuker, M., Gerber, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+behavioral+odor+similarity+"space"+in+larval+Drosophila.">A behavioral odor similarity "space" in larval Drosophila.</a> Chem. Senses. 36, 237-249 (2011).</li><li>Saumweber, T., Husse, J., Gerber, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Innate+attractiveness+and+associative+learnability+of+odors+can+be+dissociated+in+larval+Drosophila.">Innate attractiveness and associative learnability of odors can be dissociated in larval Drosophila.</a> Chem. Senses. 36, 223-235 (2011).</li><li>von Essen, A. M., Pauls, D., Thum, A. S., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capacity+of+visual+classical+conditioning+in+Drosophila+larvae.">Capacity of visual classical conditioning in Drosophila larvae.</a> Behav. Neurosci. , (2011).</li><li>Honjo, K., Furukubo-Tokunaga, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+cAMP+response+element-binding+protein-dependent+medium-term+memory+by+appetitive+gustatory+reinforcement+in+Drosophila+larvae.">Induction of cAMP response element-binding protein-dependent medium-term memory by appetitive gustatory reinforcement in Drosophila larvae.</a> J. Neurosci. 25, 7905-7913 (2005).</li><li>Honjo, K., Furukubo-Tokunaga, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinctive+neuronal+networks+and+biochemical+pathways+for+appetitive+and+aversive+memory+in+Drosophila+larvae.">Distinctive neuronal networks and biochemical pathways for appetitive and aversive memory in Drosophila larvae.</a> J. Neurosci. 29, 852-862 (2009).</li><li>Khurana, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfactory+Conditioning+in+the+Third+Instar+Larvae+of+Drosophila+melanogaster+Using+Heat+Shock+Reinforcement.">Olfactory Conditioning in the Third Instar Larvae of Drosophila melanogaster Using Heat Shock Reinforcement.</a> Behav. Genet. 42, 151-161 (2012).</li><li>Tully, T., Cambiazo, V., Kruse, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Memory+through+metamorphosis+in+normal+and+mutant.">Memory through metamorphosis in normal and mutant.</a> 14, 68-74 (1994).</li><li>Michels, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+site+and+molecular+mode+of+synapsin+action+in+associative+learning.">Cellular site and molecular mode of synapsin action in associative learning.</a> Learn Mem. 18, 332-344 (2011).</li><li>Saumweber, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+and+synaptic+plasticity+are+impaired+upon+lack+of+the+synaptic+protein+SAP47.">Behavioral and synaptic plasticity are impaired upon lack of the synaptic protein SAP47.</a> J. Neurosci. 31, 3508-3518 (2011).</li><li>Pfeiffer, B. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refinement+of+tools+for+targeted+gene+expression+in+Drosophila.">Refinement of tools for targeted gene expression in Drosophila.</a> Genetics. 186, 735-755 (2010).</li><li>Rosenzweig, M., Kang, K., Garrity, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+TRP+channels+are+required+for+warm+and+cool+avoidance+in+Drosophila+melanogaster.">Distinct TRP channels are required for warm and cool avoidance in Drosophila melanogaster.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 14668-14673 (2008).</li></ol>

Çıkar çatışması ilan etti.

<html> Drosophila larvaları anlatılan kurulum kıyaslanabilir bir ilköğretim beynin içindeki birleştirici koku öğrenme soruşturma için izin verir. Yaklaşımı bir laboratuvar kurmak için, basit, ucuz, kolay ve yüksek teknoloji ekipman 9 gerektirmez. Biz fruktoz ödül 11 ile takviye iştahlı çağrışımsal öğrenme çalışma deneyi, bir sürümü mevcut. Anlatılan kurulumdan kapsamlı eğitim denemelerinin sayısı varyasyonları, tek tahlil karşı kitle tayini, saklama ...

<table border="1"><tbody><tr><td> Reaktif Adı </td><td> Şirket </td><td> Katalog numarası </td><td> CAS numarası </td></tr><tr><td> Fruktoz </td><td> Sigma </td><td> 47740 </td><td> 57-48-7 </td></tr><tr><td> NaCl </td><td> Fluka </td><td> 71350 </td><td> 7647-14-5 </td></tr><tr><td> Agaroz </td><td> Sigma </td><td> A5093 </td><td> 9012-36-6 </td></tr><tr><td> 1-oktanol </td><td> Sigma </td><td> 12012 </td><td> 111-87-5 </td></tr><tr><td> Amylacetate </td><td> Sigma </td><td> 46022 </td><td> 628-63-7 </td></tr><tr><td> Parafin </td><td> Sigma </td><td> 18512 </td><td> 8012-95-1 </td></tr></tbody></table>

appetitive associative olfactory learning in drosophila larvae

Aşağıda biz Drosophila larvaları iştahlı çağrışımlı koku öğrenmenin metodolojik ayrıntılarını anlatacağız. Kurulumu, genetik parazit ile kombinasyon halinde basit bir larva özellikle beyinde birleştirici öğrenme nöronal ve moleküler temelleri analiz etmek için bir tutamak içerir. Organizmalar mevcut davranışlarını ayarlamak için geçmiş deneyim kullanabilirsiniz. Davranışsal potansiyeliyle ilgili bu tür satın öğrenme olarak tanımlanır ve bellek izleri 1-4 olarak bu potansiyellerin fiziksel temelleri. Edilebilir Sinir bilimciler bu süreçlerin böceklerden omurgalı 5,6 arasında değişen model organizmalarda çeşitli yöntemler kullanarak beyinde moleküler ve nöronal değişiklikleri açısından organize nasıl anlamaya çalışın. Böyle bir çaba için bu basit ve deneysel erişilebilir model sistemlerde kullanılması yardımcı olur. Drosophila larva dayalı bu talepleri karşılamak için ortaya çıktı7-10: Sağlam davranışsal deneyleri, transgenik çeşitli teknikler ve sadece yaklaşık 10.000 nöron (bilişsel sınırlamalar, birkaç davranış seçenekleri ve sorgulanabilir deneyim zenginliği bazı tavizler ile de olsa) oluşan sinir sisteminin temel örgütün varlığının durumu . Drosophila larvaları kokuları ve şeker 11-14 gibi iştahlı gustatuar donatı arasındaki ilişkileri kurabilir. Standart tahlil, B. Gerber laboratuarda kurulmuş, hayvanlar bir iki karşılıklı koku eğitim almaktadır: larva bir birinci grubu, bir tat güçlendiricidir (şeker ödül) ile bir arada bir koku maruz kalır ve daha sonra bir koku maruz kalır takviye 9 olmadan B. Takviye olmadan koku A yaşıyor ve sonradan takviye (şeker ödül) ile koku B maruz Öte yandan larva ikinci bir grup karşılıklı eğitimi alır. Aşağıda iki grup vardır tesİki kokuları arasında kendi tercihi için ted. Ödüllendirilir koku Nispeten yüksek tercihlerini çağrışımsal öğrenme yansıtır - bir performans indeksi (PI) olarak sunulmuştur. Performans indeksi ilişkisel mahiyeti ile ilgili sonuç ayrı kokular ve tastants gibi koku ve ödül pozlama, zaman ve taşıma geçişi iki grup 9 arasında farklılık yok gibi diğer parametreler arasındaki kontenjan gelen nedeni, zorlayıcı.

Şekil 1A larva olfaktör çağrışımsal öğrenme için deneysel prosedürlerin genel bir görünümünü gösterir. Bir şeker ödül larvaları ile iki sunulan kokuların bir eşleştirme ile ödüllendirilmemiş koku ile karşılaştırıldığında, ödül koku doğru çekici bir tepki ifade etmek için potansiyel davranış kazanır. Larva iki grup her zaman ya da koku Ekim veya AM ile pekiştireç eşleştirme tarafından eğitilir. Performans indeksi (Pİ) karşılıklı eğitimli gruplar aras...

Watch this Scientific Journal Video about Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae at JoVE.com

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

Drosophila larvaları tat ödül ile koku uyaranlara ilişkilendirmek edebiliyoruz. Burada iştahlı çağrışımlı koku öğrenme analizine olanak sağlayan bir basit davranışsal paradigma tarif.

In iştahlı İlişkilendirilebilir Olfaktör Öğrenme<em&gt; Drosophila</em&gt; Larva

In the following we describe the methodological  details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with ...

appetitive-associative-olfactory-learning-in-drosophila-larvae

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

18.9K Görüntüleme.  University of Konstanz. Drosophila larvaları tat ödül ile koku uyaranlara ilişkilendirmek edebiliyoruz. Burada iştahlı çağrışımlı koku öğrenme analizine olanak sağlayan bir basit davranışsal paradigma tarif.

Video: Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

C. elegans Positive Butanone Learning, Short-term, and Long-term Associative Memory Assays

The memory of experiences and learned information is critical for organisms to make choices that aid their survival. C. elegans navigates its environment through neuron-specific detection of food and chemical odors1, 2, and can associate nutritive states with chemical odors3, temperature4, and the pathogenicity of a food source5.
Here, we describe assays of C. elegans associative learning and short- and long-term associative memory. We modified an aversive olfactory learning paradigm6 to instead produce a positive response; the assay involves starving ~400 worms, then feeding the worms in the presence of the AWC neuron-sensed volatile chemoattractant butanone at a concentration that elicits a low chemotactic index (similar to Toroyama et al.7). A standard population chemotaxis assay1 tests the worms' attraction to the odorant immediately or minutes to hours after conditioning.
After conditioning, wild-type animals' chemotaxis to butanone increases ~0.6 Chemotaxis Index units, its "Learning Index". Associative learning is dependent on the presence of both food and butanone during training. Pairing food and butanone for a single conditioning period ("massed training") produces short-term associative memory that lasts ~2 hours. Multiple conditioning periods with rest periods between ("spaced training") yields long-term associative memory (&lt;40 hours), and is dependent on the cAMP Response Element Binding protein (CREB),6 a transcription factor required for long-term memory across species.8
Our protocol also includes image analysis methods for quick and accurate determination of chemotaxis indices. High-contrast images of animals on chemotaxis assay plates are captured and analyzed by worm counting software in MatLab. The software corrects for uneven background using a morphological tophat transformation.9 Otsu's method is then used to determine a threshold to separate worms from the background.10 Very small particles are removed automatically and larger non-worm regions (plate edges or agar punches) are removed by manual selection. The software then estimates the size of single worm by ignoring regions that are above a specified maximum size and taking the median size of the remaining regions. The number of worms is then estimated by dividing the total area identified as occupied by worms by the estimated size of a single worm.
We have found that learning and short- and long-term memory can be distinguished, and that these processes share similar key molecules with higher organisms.6,8 Our assays can quickly test novel candidate genes or molecules that affect learning and short- or long-term memory in C. elegans that are relevant across species.

C. elegans Positive Butanone Learning, Short-term, and Long-term Associative Memory Assays

Here we describe methods to test C. elegans associative learning and short- and long-term associative memory. These population assays employ the worms abilities to chemotax toward volatile odorants, and form positive associations upon pairing food with the chemoattractant butanone. Increasing the number of conditioning periods induces long-term memory.

C. elegans Pozitif bütanon Öğrenme, Kısa vadeli ve uzun vadeli ilişkilendirilebilir Bellek Tahliller

The memory of experiences and learned information is critical for organisms to make choices that aid their survival. C. elegans navigates its environment ...

Nörobilim

Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration

Advances in genetic methods have enabled the study of genes involved in human neurodegenerative diseases using Drosophila as a model system1. Most of these diseases, including Alzheimer's, Parkinson's and Huntington's disease are characterized by age-dependent deterioration in learning and memory functions and movement coordination2. Here we use behavioral assays, including the negative geotaxis assay3 and the aversive phototaxic suppression assay (APS assay)4,5, to show that some of the behavior characteristics associated with human neurodegeneration can be recapitulated in flies. In the negative geotaxis assay, the natural tendency of flies to move against gravity when agitated is utilized to study genes or conditions that may hinder locomotor capacities. In the APS assay, the learning and memory functions are tested in positively-phototactic flies trained to associate light with aversive bitter taste and hence avoid this otherwise natural tendency to move toward light. Testing these trained flies 6 hours post-training is used to assess memory functions. Using these assays, the contribution of any genetic or environmental factors toward developing neurodegeneration can be easily studied in flies.

Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration

Behavior assays for measuring locomotor functions, learning, and memory abilities in Drosophila.

Assaying Lokomotor, Öğrenme ve Hafıza Açıkları. Drosophila Nörodejenerasyon, modeller

Advances in genetic methods have enabled the study of genes involved in human neurodegenerative diseases using Drosophila as a model system1. Most of ...

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.
The Drosophila larva is an established model system to study thermal nociception, a sensory response to potentially harmful temperatures that is evolutionarily conserved across species1,2. The advantages of Drosophila for such studies are the relative simplicity of its nervous system and the sophistication of the genetic techniques that can be used to dissect the molecular basis of the underlying biology4-6 In Drosophila, as in all metazoans, the response to noxious thermal stimuli generally involves a "nocifensive" aversive withdrawal to the presented stimulus7. Such stimuli are detected through free nerve endings or nociceptors and the amplitude of the organismal response depends on the number of nociceptors receiving the noxious stimulus8. In Drosophila, it is the class IV dendritic arborization sensory neurons that detect noxious thermal and mechanical stimuli9 in addition to their recently discovered role as photoreceptors10. These neurons, which have been very well studied at the developmental level, arborize over the barrier epidermal sheet and make contacts with nearly all epidermal cells11,12. The single axon of each class IV neuron projects into the ventral nerve cord of the central nervous system11 where they may connect to second-order neurons that project to the brain.
Under baseline conditions, nociceptive sensory neurons will not fire until a relatively high threshold is reached. The assays described here allow the investigator to quantify baseline behavioral responses or, presumably, the sensitization that ensues following tissue damage. Each assay provokes distinct but related locomotory behavioral responses to noxious thermal stimuli and permits the researcher to visualize and quantify various aspects of thermal nociception in Drosophila larvae. The assays can be applied to larvae of desired genotypes or to larvae raised under different environmental conditions that might impact nociception. Since thermal nociception is conserved across species, the findings gleaned from genetic dissection in Drosophila will likely inform our understanding of thermal nociception in other species, including vertebrates.

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.

Termal nosisepsiyon değerlendirilmesi Yerel ve Küresel Yöntemleri<em&gt; Drosophila</em&gt; Larva

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

Içinde proprioseptörlere Görselleştirmesi<em&gt; Drosophila</em&gt; Larva ve Pupa

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Drosophila Adult Olfactory Shock Learning

Drosophila have been used in classical conditioning experiments for over 40 years, thus greatly facilitating our understanding of memory, including the elucidation of the molecular mechanisms involved in cognitive diseases1-7. Learning and memory can be assayed in larvae to study the effect of neurodevelopmental genes8-10 and in flies to measure the contribution of adult plasticity genes1-7. Furthermore, the short lifespan of Drosophila facilitates the analysis of genes mediating age-related memory impairment5,11-13. The availability of many inducible promoters that subdivide the Drosophila nervous system makes it possible to determine when and where a gene of interest is required for normal memory as well as relay of different aspects of the reinforcement signal3,4,14,16.
Studying memory in adult Drosophila allows for a detailed analysis of the behavior and circuitry involved and a measurement of long-term memory15-17. The length of the adult stage accommodates longer-term genetic, behavioral, dietary and pharmacological manipulations of memory, in addition to determining the effect of aging and neurodegenerative disease on memory3-6,11-13,15-21.
Classical conditioning is induced by the simultaneous presentation of a neutral odor cue (conditioned stimulus, CS+) and a reinforcement stimulus, e.g., an electric shock or sucrose, (unconditioned stimulus, US), that become associated with one another by the animal1,16. A second conditioned stimulus (CS-) is subsequently presented without the US. During the testing phase, Drosophila are simultaneously presented with CS+ and CS- odors. After the Drosophila are provided time to choose between the odors, the distribution of the animals is recorded. This procedure allows associative aversive or appetitive conditioning to be reliably measured without a bias introduced by the innate preference for either of the conditioned stimuli. Various control experiments are also performed to test whether all genotypes respond normally to odor and reinforcement alone.

Drosophila Adult Olfactory Shock Learning

The method to measure adult Drosophila associative memory is described. The assay is based on the ability of the fly to associate an odor presented with a negative reinforcer (electric shock) and then recall this information at a later time, allowing memory to be measured.

Drosophila Yetişkin Koku Şok Öğrenme

Drosophila have been used in classical conditioning experiments for over 40 years, thus greatly facilitating our understanding of memory, including the ...

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this information to the brain. As such, determining how olfactory information is transferred to the brain, modifying both perception and behavior, merits investigation. Interestingly, there is emerging evidence that cellular transduction and transcriptional factors are involved in the diversification of olfactory receptor neuron. Here we provide a robust whole mount immunological labeling method to assay in vivo olfactory receptor neuron organization. Using this method, we identified all olfactory receptor neurons with anti-ELAV antibody, a known pan-neural marker and Or49a-mCD8::GFP, an olfactory receptor neuron specifically expressed in Nba neuron using anti-GFP antibody.

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Herein we describe the process of whole mount immunostaining of Drosophila antennae, which enables us to better understand the molecular mechanisms involved in the diversification of olfactory receptor neurons (ORN)s.

In Koku Reseptör Nöronlar Tüm Dağı ile immün<em&gt; Drosophila</em&gt; Anten

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Recording Hücre içi Gerilim Yanıtları için Elektrofizyolojik Yöntem<em&gt; Drosophila</em&gt; Işık Uyaranların için Fotoreseptörler ve internöronlar<em&gt; İn Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory machinery, such as in patients experiencing peripheral neuropathy or injury-induced sensitization, are not well characterized. The genetically tractable Drosophila model has been used to study the cells and genes required for noxious heat detection, which has yielded multiple conserved genes of interest. Little is known however about the cells and receptors important for noxious cold sensing. Although, Drosophila does not survive prolonged exposure to cold temperatures (&#8804;10 &#186;C), and will avoid cool, preferring warmer temperatures in behavioral preference assays, how they sense and possibly avoid noxious cold stimuli has only recently been investigated.
Here we describe and characterize the first noxious cold (&#8804;10 &#186;C) behavioral assay in Drosophila. Using this tool and assay, we show an investigator how to qualitatively and quantitatively assess cold nociceptive behaviors. This can be done under normal/healthy culture conditions, or presumably in the context of disease, injury or sensitization. Further, this assay can be applied to larvae selected for desired genotypes, which might impact thermosensation, pain, or nociceptive sensitization. Given that pain is a highly conserved process, using this assay to further study&#160;thermal nociception will likely glean important understanding of pain processes in other species, including vertebrates.

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

Here we demonstrate a novel assay to study cold nociception in Drosophila larvae. This assay utilizes a custom-built Peltier probe capable of applying a focal noxious cold stimulus and results in quantifiable cold-specific behaviors. This technique will allow further cellular and molecular dissection of cold nociception.

Soğuk nosisepsiyon için Roman Tahlili<em&gt; Drosophila</em&gt; Larva

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory ...

An Objective and Reproducible Test of Olfactory Learning and Discrimination in Mice

Olfaction is the predominant sensory modality in mice and influences many important behaviors, including foraging, predator detection, mating, and parenting. Importantly, mice can be trained to associate novel odors with specific behavioral responses to provide insight into olfactory circuit function. This protocol details the procedure for training mice on a Go/No-Go operant learning task. In this approach, mice are trained on hundreds of automated trials daily for 2&#8211;4 weeks and can then be tested on novel Go/No-Go odor pairs to assess olfactory discrimination, or be used for studies on how odor learning alters the structure or function of the olfactory circuit. Additionally, the mouse olfactory bulb (OB) features ongoing integration of adult-born neurons. Interestingly, olfactory learning increases both the survival and synaptic connections of these adult-born neurons. Therefore, this protocol can be combined with other biochemical, electrophysiological, and imaging techniques to study learning and activity-dependent factors that mediate neuronal survival and plasticity.

Here, we train mice on an associative learning task to test odor discrimination. This protocol also allows for studies on learning-induced structural changes in the brain.

Koku öğrenme ve ayrımcılık farelerde bir objektif ve tekrarlanabilir testi

Olfaction is the predominant sensory modality in mice and influences many important behaviors, including foraging, predator detection, mating, and ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.