JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يعد وضع الغرسات في نموذج الفئران إجراء تجريبيا أساسيا للبحث السريري. تقدم هذه الدراسة بروتوكولا جراحيا شاملا لزرع غرسات التيتانيوم في قصبة نماذج الفئران المصابة بداء السكري وهشاشة العظام.

Abstract

لطالما خدم الجرذ كنموذج حيواني قيم في زراعة الأسنان وجراحة العظام ، لا سيما في دراسة التفاعلات بين المواد الحيوية والأنسجة العظمية. غالبا ما يتم اختيار قصبة الفئران بسبب سهولة الوصول الجراحي إليها من خلال طبقات الأنسجة الرقيقة (الجلد والعضلات) والشكل المسطح لوجهها الإنسي ، مما يسهل الإدخال الجراحي للأجهزة داخل العظم. بالإضافة إلى ذلك ، يتيح هذا النموذج تحريض أمراض معينة ، ومحاكاة الحالات السريرية المختلفة لتقييم الاستجابات البيولوجية لظروف الزرع المختلفة مثل الهندسة أو نسيج السطح أو الإشارات البيولوجية. ومع ذلك ، على الرغم من تركيبتها القشرية القوية ، قد تتطلب بعض الأجهزة داخل العظم تعديلات في التصميم والحجم لنجاح عملية الزرع. لذلك ، يعد إنشاء طرق جراحية موحدة لمعالجة كل من الأنسجة الرخوة والصلبة في منطقة الزرع أمرا ضروريا لضمان وضع جهاز الزرع أو المسمار بشكل صحيح ، لا سيما في مجالات مثل طب الأسنان المزروع وجراحة العظام. شملت هذه الدراسة ثمانين فأرا من Sprague Dawley مقسمة إلى مجموعتين بناء على أمراض كل منها: المجموعة 1 المصابة بهشاشة العظام والمجموعة 2 المصابة بداء السكري من النوع 2. تم إجراء عمليات الزرع في 4 أسابيع و 12 أسبوعا ، مع نفس الجراح بعد تقنية جراحية متسقة. لوحظت استجابة بيولوجية إيجابية ، مما يشير إلى الاندماج العظمي الكامل لجميع الغرسات الموضوعة. تؤكد هذه النتائج نجاح البروتوكول الجراحي ، والذي يمكن تكراره لدراسات أخرى ويكون بمثابة معيار لمجتمع المواد الحيوية. والجدير بالذكر أن قيم الاندماج العظمي ظلت مستقرة في كل من 4 أسابيع و 12 أسبوعا لكلا نموذجي المرض ، مما يدل على تكامل دائم للزرع بمرور الوقت والتأكيد على إنشاء اتصال عظمي حميم في وقت مبكر من 4 أسابيع.

Introduction

يرجع الاختيار الشائع للفئران كمواضيع تجريبية إلى حقيقة أنها سهلة التكاثر وغير مكلفة نسبيا مقارنة بالنماذج الحيوانية الأكبر. إن ظهور إجراءات جديدة ، مثل التكاثر الموثوق للاضطراب ، على سبيل المثال ، هشاشة العظام أو مرض السكري ، يجعل هذا النموذج مفيدا بشكل خاص لتحليل الاستخدام المحتمل للعلاجات و / أو تأثير المرض في الاستجابة البيولوجية للأدوية والأجهزة الجراحية أو الإجراءات1،2.

يحدث اكتساب كتلة عظام الفئران في الغالب خلال الأشهر ال 6 الأولى من الحياة ، على الرغم من أن بعض الباحثين يعتقدون أن العظم الطويل ينمو باستمرار لمدة عام على الأقل مع زيادة تدريجية في الطول1. مع الشيخوخة ، هناك انتقال من النمذجة إلى إعادة البناء ، والذي لا يحدث في جميع الحالات بالتساوي في جميع أنحاء العظام2. تنمو إناث فئران Sprague Dawley بشكل أبطأ من ذكور الفئران وتحقق ذروة وزن أقل من ذكور الفئران1. الاستطالة المستمرة للعظام وديناميكيات إعادة تشكيل العظام المتنوعة في الفئران هي عوامل يجب أخذها في الاعتبار عند معالجة قضايا صحة الإنسان. ومع ذلك ، لم يكن من الممكن حتى الآن العثور على أي بحث تجريبي يظهر إما تطور عظام الفئران مدى الحياة أو عدم قدرة الأنواع على إعادة تشكيل العظام1. إذا بدأت التجربة حوالي 10 أشهر من العمر ، فيجب ترك هامش لا يقل عن 1 مم من صفيحة نمو الساق سليما بسبب نمو العظام الطولي هذا ، وهي مشكلة يجب مراعاتها في دراسات زراعة الأسنان2. الهرمونات هي أيضا معلمة رئيسية في أبحاث العظام لأنه في عمر 8 أشهر ، وجد أن ذكور الفئران لديها عرض عظمي أكبر بنسبة 22٪ وقوة كسر أكبر بنسبة 33٪ من الإناث في الساق3.

وبالتالي ، فإن التكاثر الموثوق به للاضطراب مهم جدا في جراحة العظام وزراعة الأسنان لأن الاندماج العظمي لبرغي العظام أو زراعة الأسنان هو عملية معقدة تعتمد على العديد من العوامل التي تؤثر على الاستجابة الجهازية لزرع الجهاز في العظام. من المعروف أن الاضطرابات الجهازية مثل هشاشة العظام والسكري تؤثر على معدل النجاح في جراحة العظام وزراعة الأسنان ، لذلك يمكن تطبيق التكاثر الموثوق لتلك الاضطرابات في نماذج الفئران لاستكشاف طرق للتغلب على هذه القيود.

إن عظم الساق الجرذ ، نظرا لسهولة الوصول الجراحي ، وحجم العظام المعتدل ، والشكل المسطح على الصفيحة الإنسية ، يجعله مناسبا لتجارب زرع العظام الجراحية 4,5 ، وقد تم استخدامه في العديد من الدراسات البحثية التي تستكشف آثار سطح الزرع على الاندماج العظمي4،5،6. يقيم عدد متزايد من الدراسات التأثيرات على الاندماج العظمي للطلاءات والمواد المضافة إلى سطح الزرع في كل من السليمة7 وفي المعرضة للخطر المصابة بمرض السكري أو هشاشة العظام8،9،10،11،12،13،14.

عدد أجهزة الزرع الموضوعة في قصبة فأر واحد محدود ويمكن أن يختلف حسب نوع الدراسة. اعتمادا على عدد الغرسات أو ظروف الدراسة ، يجب تكييف أبعاد الأجهزة لتقليل الصدمات الجراحية. في الدراسات التي أجريت على غرسة واحدة ، يمكن وضع غرسة بحجم الإنسان تقريبا (قطرها 2.0 مم وطولها من 4 إلى 5 مم) ، ويمكن تحقيق مرساة ثنائية القشرة6،7،15،16. يجب أن تعتمد أبعاد الغرسات في بروتوكولات الغرسات المتعددة حجم غرسة مناسب (قطرها 1.5 مم وطولها 2.5 مم)4,17.

تهدف الدراسة الحالية إلى وصف بروتوكول جراحي موحد لوضع غرسة التيتانيوم على قصبة ساق نموذجين من الفئران: هشاشة العظام ونموذج فئران السكري. علاوة على ذلك ، تسمح هذه الدراسة باختبار البروتوكول الجراحي لتقييم أنواع مختلفة من الوظائف الحيوية لسطح الزرع وتأثيرها على الاندماج العظمي.

تم تقسيم عينة من 80 فأرا إلى مجموعتين. في المجموعة 1 ، تم اختيار 40 أنثى Sprague Dawley التي تم استئصال المبيض بها و 5 صورية ، بمتوسط وزن 484 جم ومتوسط عمر 12 أسبوعا. بناء على توصيات البائعين (انظر جدول المواد) ، بعد ثلاثة أشهر من الخصي ، بدأت التجربة. ضمنت فترة الانتظار هذه اختفاء الهرمونات الجنسية. تم تأكيد هشاشة العظام في وقت الجراحة بناء على تحليل العظام بالتصوير المقطعي الدقيق (micro-CT) ، والذي يعكس فقدان العظام بنسبة 20٪ في المتوسط مقارنة بالمجموعة الوهمية. تألفت المجموعة 2 من 40 فأر BBDR (مقاومة مرض السكري للتربية الحيوية) المعدلة وراثيا Sprague Dawley المصابة بداء السكري من النوع الثاني. كان متوسط الوزن 730 جم ، وكان متوسط العمر 12 أسبوعا. قبل الجراحة ، تم تأكيد حالة مرض السكري مع ثلاثة أيام متتالية من قياسات الجلوكوز مع نتائج أعلى من 200 ملغ / ديسيلتر. تم قياس الجلوكوز باستخدام جهاز قياس السكر في 6 ساعات من الصيام ، وتم جمع قطرة دم عن طريق ثقب الذيل.

تم استخدام غرسات التيتانيوم من الدرجة 3 بطول 2 مم وقطر 1.8 مم. تم تعقيم جميع الغرسات في ظروف الغرفة النظيفة ، من خلال تنظيفها بالموجات فوق الصوتية في سيكلو هكسان (3 مرات لمدة 2 دقيقة) ، الأسيتون (مرة واحدة لمدة 1 دقيقة) ، الماء منزوع الأيونات (3 مرات لمدة دقيقتين) ، الإيثانول (3 مرات لمدة دقيقتين) ، والأسيتون (3 مرات لمدة دقيقتين) باستخدام حمام الموجات فوق الصوتية (230 فولت تيار متردد ، 50/60 هرتز ، 360 واط). بعد ذلك ، تم تجفيف العينات بغاز النيتروجين ، وتم تطبيق حزمة نيتروجين عند 0.5 بار مباشرة على العينات. قبل الزرع ، تم نقع الغرسات أولا في ماء منزوع الأيونات ثم غمرها في 70٪ إيثانول (v / v) لمدة 10 دقائق. بعد ذلك ، تم نقل الغرسات إلى أنابيب طرد مركزي دقيقة معقمة ، وبقيت تحت ظروف معقمة حتى الجراحة.

Protocol

تم إجراء جميع الإجراءات التجريبية وفقا للمبادئ التوجيهية للجماعة الأوروبية لحماية المستخدمة للأغراض العلمية (التوجيه 2010/63 / EU) كما هو مطبق في القانون الإسباني (المرسوم الملكي 53/2013) ولوائح Generalitat de Catalunya (المرسوم 214/97). تم الحصول على الموافقة الأخلاقية لجميع الإجراءات والمناولة الحيوانية من لجنة الأخلاقيات للتجارب على التابعة لمعهد Vall D'Hebron في Recerca (رقم التسجيل 72/18 CEEA). بالنسبة لنموذج هشاشة العظام ، تم استخدام إناث فئران Sprague Dawley بمتوسط وزن 484 جم ومتوسط عمر 12 أسبوعا. أما بالنسبة لنموذج السكري ، فقد تم استخدام إناث الفئران المعدلة وراثيا BBDR (المقاومة لمرض السكري الحيوي (Bio Breeding Diabetes Resistant) بمتوسط وزن 730 جم ومتوسط عمر 12 أسبوعا. تم الحصول على جميع من مورد تجاري. يتم سرد التفاصيل المحددة للحيوانات والكواشف والمعدات المستخدمة في الدراسة في جدول المواد.

1. التخدير / الصيدلة وإعداد

  1. يجب تطبيق التسكين قبل الجراحة باستخدام البوبرينورفين بمعدل 0.05 ملغ/كغ وميلوكسيكام عند 2 ملغ/كغ عن طريق الحقن تحت الجلد قبل 10-15 دقيقة من بدء العملية الجراحية.
  2. إجراء التخدير داخل الجراحة مع الأيزوفلوران المستنشق: ابدأ بنسبة 5٪ في الهواء النقي أثناء الحث وحافظ على 3٪. حث التخدير في غرفة الفئران والحفاظ على إمدادات الأيزوفلوران مع تكيف الأنف المخروطي أثناء الجراحة.

2. التحضير للجراحة

  1. قم بقياس درجة حرارة جسم المخدر باستخدام مسبار المستقيم واستخدم وسادة تسخين يتم التحكم فيها إلكترونيا للدعم الحراري طوال العملية الجراحية. يجب تطبيق مرهم العين قبل بدء الجراحة لتجنب جفاف القرنية.
    ملاحظة: إذا لزم الأمر ، يجب إعادة تطبيق المرهم بعد فحص جفاف العين.
  2. قم بقص الشعر باستخدام ماكينة حلاقة كهربائية وتطبيق كريم إزالة الشعر للتخلص من أي فرو متبقي.
  3. احصل على مجال جراحي معقم عن طريق تنظيف جلد الركبة بنمط من اليود و 70٪ (v / v) من الإيثانول باستخدام مسحات معقمة ، بدءا من الداخل وتحريك خط الشق إلى الخارج دون استرجاع. قم بإجراء ما لا يقل عن ثلاث دورات تنظيف متتالية (اليود-الإيثانول-اليود).
  4. اعزل مجال التشغيل عن طريق وضع ثنى جراحي معقم فوق ، وتعريض الساق من خلال الفتحة المركزية (الشكل 1).

3. الجراحة

  1. التعرض الجراحي
    1. قم بعمل شق جلدي كامل السمك يبلغ طوله حوالي 1 سم عموديا على طول الحدود القريبة للوجه الأمامي للساق ، في منطقة metaphysis لكشف العظم (الشكل 2).
    2. ثبت الساق واسحب الجلد مشدودا ضد العظم الأساسي أثناء إجراء الشق ، مما يضمن بقاء شق نظيف في المكان الصحيح. الإدارة عن طريق تنظيف النزيف الخفيف المتوقع بضغط منقوع في محلول ملحي (الشكل 2).
      ملاحظة: جلد الفئران رقيق ومترهل أو فضفاض. استقرار الجلد أمر بالغ الأهمية ومطلوب.
    3. افصل الأنسجة بالكامل عن العظم باستخدام مصاعد السمحاق الصغيرة (الشكل 3).
    4. كشف العظم حتى التعرف على إدخال عضلة الظنبوب القحفية ، و gracilis ، وعضلة الرأس الجانبية gastrocnemius في الحد الخلفي للجانب الإنسي من الظنبوب ، كنسيج أبيض ليفي ملتصق بقوة بالعظم (الشكل 3).
      ملاحظة: من المهم تحديد هذه المجموعة من الإدخالات العضلية لتمكين وضع الغرسة في منطقة عظمية ذات خصائص ومحفزات متشابهة عبر العينة بأكملها ، بغض النظر عن حجم الفئران.
  2. عملية الحفر
    1. ابدأ عملية الحفر في المنطقة الصحيحة بين قمة الظنبوب القريبة والحد الخلفي للوجه الإنسي لعظم الظنبوب ، المتاخمة لإدخال عضلة الظنبوب القحفية ، والجراسيليس ، وعضلة الرأس الجانبية الساقية ، وتجنب أي إصابة عضلية.1
      ملاحظة: يجب أن يكون الموقع الصحيح 5 مم ± 2 مم من هضبة الظنبوب.
    2. قم بالحفر بحد أقصى 150 دورة في الدقيقة (دورات / دقيقة) تحت الري بالمحلول الملحي عند درجة حرارة قريبة من 20 درجة مئوية باستخدام محرك كهربائي جراحي بزاوية مضادة للاختزال 20: 1.
      ملاحظة: كانت هناك حاجة إلى تدريبين فقط.
    3. ابدأ بمثقاب تجريبي رمح (الشكل 4) على عمق 2.4 مم تحت الري بالمحلول الملحي.
      ملاحظة: كان لكل مثقاب 10 استخدامات كحد أقصى.
    4. كمثقاب ثان ، استخدم (الشكل 4) مثقاب تصميم ملتوي على عمق 2.4 مم بقطر 1.6 مم تحت محلول ملحي.
      ملاحظة: كان لكل مثقاب 10 استخدامات كحد أقصى.
  3. وضع الزرع
    1. أدخل الغرسة بقطعة وسيطة (الشكل 5) متصلة بزاوية الاختزال 20: 1.
    2. قبل وضع الغرسة ، قم بتنظيف الغرسة من أي معقم كيميائي متبقي عن طريق تدويرها في الزاوية المعاكسة مع الري الملحي المتزامن لمدة 10 ثوان (الشكل 5).
    3. ضع غرسة التيتانيوم (2 مم بالطول وقطر 1.8 مم) باستخدام القطعة الوسيطة عند 20 دورة في الدقيقة مع مراقبة قيمة عزم الدوران في الوقت الفعلي ، وتسجيل أقصى عزم دوران للإدراج.
      ملاحظة: من المتوقع وجود صعوبة أولية في إدخال الغرسة بسبب الاختلاف بين المثقاب النهائي والزرع ، بالإضافة إلى المظهر الأسطواني للزرع ؛ ومع ذلك ، يتم تطبيع هذه الصعوبة الأولية بسرعة بمجرد اختراق الغرسة للعظم القشري الأولي.
    4. قم بإنهاء إدخال الزرع قبل أن يمر تماما بالعظم القشري حيث يتم إدخاله ، أي الوجه الإنسي المسطح للساق.
      ملاحظة: في اللحظة الأخيرة من إدخال الغرسة ، من المهم ترك الغرسة خارج العظم القشري قليلا أو مستوية مع العظم القشري حيث يتم إدخالها ، أي الوجه الإنسي المسطح للساق ، لضمان الاستقرار الأساسي (الشكل 6).
  4. إغلاق الجرح
    1. خياطة حدود الأنسجة العضلية بخيوط داخلية بسيطة باستخدام خيوط اصطناعية قابلة للامتصاص 4/0 أحادية الشعيرات (Glyconate) (الشكل 7).
    2. قم بإجراء إغلاق الجلد بخياطة داخل الأدمة باستخدام خياطة قابلة للامتصاص الاصطناعية 4/0 أحادية الشعيرات (Glyconate) (الشكل 7).

4. التصوير المقطعي المحوسب الدقيق

  1. بعد الانتهاء من الجراحة وما زلت تحت التخدير العام ، قم بإجراء فحص بالأشعة المقطعية الدقيقة لتأكيد وضع الزرع المناسب.
  2. أخرج الجرذ من سرير الجراحة وضعه على سرير المسح. حدد موقع الساق التي خضعت للجراحة باستخدام وضع المسح المباشر بالأشعة المقطعية الدقيقة وقم بتوسيط مجال الرؤية على الغرسة.
    ملاحظة: معلمات الاستحواذ الموصى بها هي مجال رؤية 5 مم ، ودقة مكانية تبلغ 0.0001 مم3 ، و 50 كيلو فولت ، و 200 ميكرو أمبير ، ووقت اكتساب 3 دقائق.
  3. بمجرد الحصول على الفحص ، تأكد من المسافة الصحيحة بين الجانب القريب من الغرسة وسطح الهضبة الظنبوبية ، وفقا للخطوة 5.2.1.
    ملاحظة: ستكون هذه القيمة مفيدة لتوحيد التقنية (الشكل 8).

5. رعاية ما بعد الجراحة

  1. بعد الحصول على التصوير ، أعد الجرذ إلى قفصه وراقبه حتى الشفاء التام.
    ملاحظة: يستغرق هذا حوالي 5-10 دقائق ، اعتمادا على النموذج الحيواني. من المتوقع أن تظل الفئران المصابة بالسكري مخدرة لفترة أطول ولديها وقت أطول للتعافي بسبب التغيرات الأيضية المرتبطة بمرض السكري.
  2. تطبيق البوبرينورفين (0.1 ملغ/ كغ) كل 6-8 ساعات وميلوكسيكام (5 ملغ/ كغ) كل 24 ساعة، تحت الجلد، حتى 72 ساعة.
  3. وقت إزالة خياطة
    1. افحص الجرح الجراحي يوميا بحثا عن العدوى أو سلامة الخياطة أو غيرها من المشكلات ، وقم بإزالة بقايا الخيوط ، إذا لزم الأمر ، بعد 15 يوما من الجراحة.

6. القتل الرحيم

  1. القتل الرحيم للحيوانات باستخدام غرفة CO2 ، وفقا لإرشادات المعاهد الوطنية للصحة (NIH) ، بمعدل ملء CO2 بنسبة 30٪ -70٪ من حجم الغرفة / دقيقة بعد وقت الزرع (4 أسابيع أو 12 أسبوعا).

7. تحليل ما بعد الجراحة

  1. لكلا النموذجين (هشاشة العظام والسكري) ، قم بإزالة الساق عن طريق التفكك بعد القتل الرحيم لمزيد من التحليل.
    ملاحظة: فيما يتعلق بتحليل التصوير المقطعي المحوسب الدقيق ، سمحت البيانات بحساب ملامسة زرع العظام (BIC). تم إجراء الاستحواذ على التصوير المقطعي المحوسب باستخدام المعلمات الموصوفة سابقا ، وتم إجراء تحليل BIC بقسمة منطقة العظم (مم2) على منطقة الزرع (مم2) المحسوبة في المنطقة القشرية ، مع تكييف بروتوكول سبق وصفه في الأدبيات18. يتم عرض صور تمثيلية لكل نموذج ، هشاشة العظام (الشكل 9) ومرض السكري (الشكل 10).

النتائج

المرحلة الجراحية
من المهم الإشارة إلى أن كلا النموذجين الحيوانيين المستخدمين في هذه الدراسة يمثلان قيودا معينة بسبب الأمراض المستحثة. تنعكس هذه القيود المتعلقة بالتلاعب بالأنسجة الصلبة والرخوة أثناء العملية الجراحية.

في نموذج السكري ، يكون ا...

Discussion

على الرغم من أن الجرذ هو نموذج يستخدم على نطاق واسع لدراسة الاندماج العظمي ، فمن المهم تحديد ووصف تقنية جراحية قابلة للتكرار لوضع الغرسات بشكل مناسب. ويمكن أن تكون هذه التقنية بمثابة دليل للمجتمع العلمي. علاوة على ذلك ، فإن حقيقة أن بعض الأمراض ، مثل هشاشة العظام والسكري ...

Disclosures

نعلن بموجب هذا أنه لا يوجد تضارب في المصالح فيما يتعلق بهذه المقالة العلمية.

Acknowledgements

يشكر المؤلفون وكالة الأبحاث الحكومية الإسبانية على الدعم المالي من خلال المشاريع PID2020-114019RBI00 و PID2021-125150OB-I00.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
22 G needles+A2:C30TerumoNN-2238R
4/0 monofilament synthetic resorbable sutureBraun ( MonoSyn)
5 mL, 10 mL syringesBraun4617100V-02 4606051V
Adson forcepsAntão MedicalRef: A586
BBDR ( Biobreeding Diabetes Resistant ) Sprague Dawley RatsJanvier Labs
BetadineMylan
BuprecareAnimalcare (UK)
Castroviejo Caliper 0-40 mm 15 cm angledUL AMIN Industries
Castroviejo Needle HolderAntão MedicalRef: AM1702
Dental surgery scissors curved and straightAntão MedicalAMA603 / AMA600
Electric shaverOster Pro 3000i34264482227
Extra Fine Graefe ForcepsF.S.TRef: 11150-10
Gauze padsCOVIDIEN441001
GlucometerMenarini (Italy)
Helicoidal Drill / OSTEO-PIN DRILL Ø1.6 mmsoadcoRef. OS-8001
Implants / SCREW OSTEO-PIN Ø1.8 x 2.0 mmsoadcoRef. OS-3
IsofloLe Vet Pharma (Netherlands)
Lance pilot drill / Lanceolate Drill (DS)soadcoRef. 10 02 01 T
Latex gloves - Surgical gloves sterileHartmannRef: 9426495
Lucas Surgical CuretteAntão MedicalRef: AMA940-3
MetacamBoehringer Ingelheim(Germany)
Micro forceps straightnopaRef: AB 542/12
Micro-CT scan( Quantum Fx microCT )Perkin Elmer (US)
Osteoporotic Sprague Dawley females RatsJanvier Labs
Periosteal elevator -  Molt 2-4Antão MedicalRef: A1564
Physiologic solution for IrrigationHygitechRef:10238
Scalpel Blade Carbon Steel 15CRazor MedRef: 02846
Sterile Gauze SwabsAlledentalRef: 270712
Sterile Irrigation systemHygitechRef:HY1-110001D
Sterile towels (1 piece per animal)Dinarex4410
Surgical contra-angle handpieceW&HRef: WS-75 LED G
Surgical contra-angle handpieceW&HSN 08877
Surgical contra-angle handpieceW&HSN 01309
Surgical Electric MotorWH Implantmed Type: SI-1023 Ref: 30288000
Surgical scalpel handleAsaDentalRef: 0350-3
Towel clampsXelpov surgicalAF-773-11
Ultrasonic deviceJ.P. Selecta, Abrera, Spain

References

  1. Turner, R. T., et al. Animal models for osteoporosis. Rev Endocr Metab Disord. 2 (1), 117-127 (2001).
  2. Jee, W. S., Yao, W. Overview: Animal models of osteopenia and osteoporosis. J Musculoskelet Neuronal Interact. 1 (3), 193-207 (2001).
  3. Kim, B. T., et al. The structural and hormonal basis of sex differences in peak appendicular bone strength in rats. J Bone Miner Res. 18 (1), 150-155 (2003).
  4. Alenezi, A., Galli, S., Atefyekta, S., Andersson, M., Wennerberg, A. Osseointegration effects of local release of strontium ranelate from implant surfaces in rats. J Mater Sci Mater Med. 30 (10), 116 (2019).
  5. Blanc-Sylvestre, N., Bouchard, P., Chaussain, C., Bardet, C. Pre-clinical models in implant dentistry: Past, present, future. Biomedicines. 9 (11), 1538 (2021).
  6. Schliephake, H., et al. Functionalization of titanium implants using a modular system for binding and release of VEGF enhances bone-implant contact in a rodent model. J Clin Periodontol. 42 (3), 302-310 (2015).
  7. Mafra, C. E. S., et al. Effect of different doses of synthetic parathyroid hormone (1-34) on bone around implants: A preclinical rat model. Braz Dent J. 30 (1), 43-46 (2019).
  8. Rybaczek, T., Tangl, S., Dobsak, T., Gruber, R., Kuchler, U. The effect of parathyroid hormone on osseointegration in insulin-treated diabetic rats. Implant Dent. 24 (4), 392-396 (2015).
  9. Zou, G. K., et al. Effects of local delivery of bfgf from plga microspheres on osseointegration around implants in diabetic rats. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol. 114 (3), 284-289 (2012).
  10. Zhang, J., et al. Effect of nerve growth factor on osseointegration of titanium implants in type 2 diabetic rats. Int J Oral Maxillofac Implants. 31 (5), 1189-1194 (2016).
  11. Kuchler, U., et al. Intermittent parathyroid hormone fails to stimulate osseointegration in diabetic rats. Clin Oral Implants Res. 22 (5), 518-523 (2011).
  12. Hashiguchi, C., Kawamoto, S., Kasai, T., Nishi, Y., Nagaoka, E. Influence of an antidiabetic drug on biomechanical and histological parameters around implants in type 2 diabetic rats. Implant Dent. 23 (3), 264-269 (2014).
  13. Han, Y., et al. Sustained topical delivery of insulin from fibrin gel loaded with poly(lactic-co-glycolic acid) microspheres improves the biomechanical retention of titanium implants in type 1 diabetic rats. J Oral Maxillofac Surg. 70 (10), 2299-2308 (2012).
  14. De Molon, R. S., et al. Impact of diabetes mellitus and metabolic control on bone healing around osseointegrated implants: Removal torque and histomorphometric analysis in rats. Clin Oral Implants Res. 24 (7), 831-837 (2013).
  15. Simon, M. M., et al. A comparative phenotypic and genomic analysis of c57bl/6j and c57bl/6n mouse strains. Genome Biol. 14 (7), R82 (2013).
  16. Cirano, F. R., et al. Effect of curcumin on bone tissue in the diabetic rat: Repair of peri-implant and critical-sized defects. Int J Oral Maxillofac Surg. 47 (11), 1495-1503 (2018).
  17. De Oliveira, M. A., et al. The effects of zoledronic acid and dexamethasone on osseointegration of endosseous implants: Histological and histomorphometrical evaluation in rats. Clin Oral Implants Res. 26 (4), e17-e21 (2015).
  18. Vandeweghe, S., Coelho, P. G., Vanhove, C., Wennerberg, A., Jimbo, R. Utilizing micro-computed tomography to evaluate bone structure surrounding dental implants: A comparison with histomorphometry. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 101 (7), 1259-1266 (2013).
  19. Kleinert, M., et al. Animal models of obesity and diabetes mellitus. Nat Rev Endocrinol. 14 (3), 140-162 (2018).
  20. Grimm, H., et al. Advancing the 3Rs: Innovation, implementation, ethics and society. Front Vet Sci. 10, 1185706 (2023).
  21. Melcher, A. H. Role of the periosteum in repair of wounds of the parietal bone of the rat. Arch Oral Biol. 14 (9), 1101-1109 (1969).
  22. Barrak, I., et al. Heat generation during guided and freehand implant site preparation at drilling speeds of 1500 and 2000 rpm at different temperatures: An in vitro study. Oral Health Prev Dent. 17 (4), 309-316 (2019).
  23. Kniha, K., et al. Effect of thermal osteonecrosis around implants in the rat tibia: Numerical and histomorphometric results in context of implant removal. Sci Rep. 12 (1), 22227 (2022).
  24. Da Silva, J. P., et al. Apoptosis in bone defect of diabetic rats treated with low intensity laser: Radiological and immunohistochemical approach. International Journal of Morphology. 35, 178-183 (2017).
  25. Zeller-Plumhoff, B., et al. Analysis of the bone ultrastructure around biodegradable Mg-χGd implants using small angle X-ray scattering and X-ray diffraction. Acta Biomater. 101, 637-645 (2020).
  26. Bruns, S., et al. On the material dependency of peri-implant morphology and stability in healing bone. Bioact Mater. 28, 155-166 (2023).
  27. De Morais, J. A., et al. Effect of diabetes mellitus and insulin therapy on bone density around osseointegrated dental implants: A digital subtraction radiography study in rats. Clin Oral Implants Res. 20 (8), 796-801 (2009).
  28. Aydemir Celep, N., Kara, H., Erbas, E., Dogan, E. Radioprotective role of amifostine on osteointegration of titanium implants in the tibia of rats. J Vet Sci. 24 (3), 35 (2023).
  29. Delgado-Ruiz, R. A., et al. Slow drilling speeds for single-drill implant bed preparation. Experimental in vitro study. Clin Oral Investig. 22 (1), 349-359 (2018).
  30. Abdel Motagly, M., El Khadem, A., Abdel Rassoul, M. Assessment of low-speed drilling without irrigation, versus convencionaldrilling with irrigation regarding heat generation and peri-implant marginal bone loss (randomised clinical trial). Alex Dent J. 46 (2), 33-38 (2021).
  31. Lelovas, P. P., Xanthos, T. T., Thoma, S. E., Lyritis, G. P., Dontas, I. A. The laboratory rat as an animal model for osteoporosis research. Comp Med. 58 (5), 424-430 (2008).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

JoVE 209

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved