Chirurgische Knochenimplantationstechnik für Ratten-Tibia-Modelle für Diabetes und Osteoporose

Zusammenfassung

Das Einsetzen von Implantaten in ein Rattenmodell ist ein wesentliches experimentelles Verfahren für die klinische Forschung. Diese Studie stellt ein umfassendes chirurgisches Protokoll für die Implantation von Titanimplantaten in die Tibia von Rattenmodellen mit Diabetes und Osteoporose vor.

Zusammenfassung

Die Ratte dient seit langem als wertvolles Tiermodell in der Implantologie und Orthopädie, insbesondere bei der Untersuchung der Wechselwirkungen zwischen Biomaterialien und Knochengewebe. Das Schienbein der Ratte wird häufig gewählt, da sie einen einfachen chirurgischen Zugang durch dünne Gewebeschichten (Haut und Muskeln) und eine abgeflachte Form ihres medialen Gesichts aufweist und das chirurgische Einsetzen von intraossären Geräten erleichtert. Darüber hinaus ermöglicht dieses Modell die Induktion spezifischer Krankheiten, indem es verschiedene klinische Zustände nachahmt, um biologische Reaktionen auf verschiedene Implantatbedingungen wie Geometrie, Oberflächenbeschaffenheit oder biologische Signale zu bewerten. Trotz ihrer robusten kortikalen Struktur können bestimmte intraossäre Geräte jedoch Anpassungen in Design und Größe erfordern, um eine erfolgreiche Implantation zu gewährleisten. Daher ist die Etablierung standardisierter chirurgischer Methoden zur Manipulation von Weich- und Hartgewebe im Implantationsbereich unerlässlich, um eine korrekte Platzierung von Implantaten oder Schrauben zu gewährleisten, insbesondere in Bereichen wie der Implantologie und Orthopädie. Diese Studie umfasste achtzig Sprague-Dawley-Ratten, die auf der Grundlage ihrer jeweiligen Krankheiten in zwei Gruppen eingeteilt wurden: Gruppe 1 mit Osteoporose und Gruppe 2 mit Typ-2-Diabetes. Die Implantationen wurden nach 4 Wochen und 12 Wochen durchgeführt, wobei derselbe Chirurg eine konsistente Operationstechnik anwandte. Es wurde eine positive biologische Reaktion beobachtet, die auf eine vollständige Osseointegration aller gesetzten Implantate hinweist. Diese Ergebnisse bestätigen den Erfolg des chirurgischen Protokolls, das für andere Studien repliziert werden kann und als Benchmark für die Biomaterial-Community dient. Bemerkenswert ist, dass die Osseointegrationswerte sowohl nach 4 Wochen als auch nach 12 Wochen für beide Krankheitsmodelle stabil blieben, was eine dauerhafte Integration des Implantats über die Zeit zeigt und die Etablierung einer intimen Knochenverbindung bereits nach 4 Wochen unterstreicht.

Einleitung

Die häufige Wahl von Ratten als Versuchsobjekte ist der Tatsache geschuldet, dass sie einfach zu züchten und im Vergleich zu größeren Tiermodellen relativ kostengünstig sind. Das Aufkommen neuer Verfahren, wie z.B. die zuverlässige Reproduktion einer Störung, z.B. Osteoporose oder Diabetes, macht dieses Modell besonders geeignet, um den potentiellen Nutzen von Behandlungen und/oder den Einfluss der Krankheit auf das biologische Ansprechen auf Medikamente und chirurgische Geräte oder Verfahren zu analysieren ^1,2.

Der Zuwachs an Knochenmasse bei der Ratte tritt hauptsächlich in den ersten 6 Lebensmonaten auf, obwohl einige Forscher glauben, dass der lange Knochen mindestens ein Jahr lang konstant wächst und die Länge schrittweise zunimmt¹. Mit zunehmendem Alter kommt es zu einem Übergang von der Modellierung zum Umbau, der nicht in allen Fällen in allen Knochen gleichermaßen auftritt². Weibliche Sprague Dawley-Ratten wachsen langsamer als männliche Ratten und erreichen ein niedrigeres Spitzengewicht als männliche Ratten¹. Kontinuierliche Knochendehnung und unterschiedliche Knochenumbaudynamik bei Ratten sind Faktoren, die bei der Behandlung von Problemen der menschlichen Gesundheit berücksichtigt werden müssen. Es war jedoch bisher nicht möglich, experimentelle Untersuchungen zu finden, die entweder eine lebenslange Entwicklung von Rattenknochen oder die Unfähigkeit der Spezies zum Wiederaufbau von Knochen¹ belegen. Wenn der Versuch im Alter von etwa 10 Monaten beginnt, sollte aufgrund dieses longitudinalen Knochenwachstums ein Rand von mindestens 1 mm von der Wachstumsfuge der Tibia intakt bleiben, ein Problem, das in Zahnimplantatstudien berücksichtigt werden^{muss 2}. Hormone sind auch ein wichtiger Parameter in der Knochenforschung, da im Alter von 8 Monaten festgestellt wurde, dass männliche Ratten eine um 22 % größere Knochenbreite und eine um 33 % höhere Bruchfestigkeit aufweisen als weibliche Ratten in der Tibia³.

Die zuverlässige Reproduktion einer Störung ist daher in der Orthopädie und Implantologie von großer Bedeutung, da die Osseointegration einer orthopädischen Schraube oder eines Zahnimplantats ein komplexer Prozess ist, der von zahlreichen Faktoren abhängt, die die systemische Reaktion auf die Implantatimplantation in den Knochen beeinflussen. Es ist bekannt, dass systemische Erkrankungen wie Osteoporose und Diabetes die Erfolgsrate in der Orthopädie und Implantologie beeinflussen, so dass die zuverlässige Reproduktion dieser Erkrankungen in Rattenmodellen genutzt werden kann, um Wege zur Überwindung dieser Einschränkungen zu erforschen.

Die Tibia der Ratte eignet sich aufgrund des einfachen chirurgischen Zugangs, des moderaten Knochenvolumens und der flachen Form auf der medialen Platte für chirurgische Knochenimplantationsexperimente ^4,5 und wurde in zahlreichen Forschungsstudien verwendet, in denen die Auswirkungen der Implantatoberfläche auf die Osseointegration untersucht^{wurden 4,5,6}. Eine wachsende Zahl von Studien untersucht die Auswirkungen von Beschichtungen und Substanzen, die der Implantatoberfläche zugesetzt werden, auf die Osseointegration sowohl bei gesunden Tieren⁷ als auch bei kompromittierten Tieren, die von Diabetes oder Osteoporose betroffen sind 8,9,10,11,12,13,14.

Die Anzahl der Implantate, die in das Schienbein einer Ratte eingesetzt werden, ist begrenzt und kann je nach Art der Studie variieren. Abhängig von der Anzahl der Implantate oder den Studienbedingungen müssen die Abmessungen der Geräte angepasst werden, um ein chirurgisches Trauma zu minimieren. In Studien mit einem Implantat kann ein Implantat in nahezu menschlicher Größe (2,0 mm Durchmesser und 4 bis 5 mm Länge) und eine bikortikale Verankerung erreicht werden 6,7,15,16. Die Abmessungen der Implantate in Multiimplantatprotokollen sollten eine geeignete Implantatgröße annehmen (1,5 mm Durchmesser und 2,5 mm Länge)^4,17.

Ziel der vorliegenden Studie ist es, ein standardisiertes Operationsprotokoll für die Platzierung von Titanimplantaten auf der Tibia von zwei Rattenmodellen zu beschreiben: dem Osteoporose- und dem Diabetes-Rattenmodell. Darüber hinaus ermöglicht diese Studie die Überprüfung des chirurgischen Protokolls, um verschiedene Arten der Biofunktionalisierung der Implantatoberfläche und deren Auswirkungen auf die Osseointegration zu bewerten.

Eine Stichprobe von 80 Ratten wurde in zwei Gruppen eingeteilt. In Gruppe 1 wurden 40 ovariektomierte Sprague Dawley-Weibchen und 5 Scheintiere mit einem Durchschnittsgewicht von 484 g und einem Durchschnittsalter von 12 Wochen ausgewählt. Basierend auf den Empfehlungen des Herstellers (siehe Materialtabelle) startete das Experiment drei Monate nach der Kastration. Diese Wartezeit sorgte für das Verschwinden der Sexualhormone. Die Osteoporose wurde zum Zeitpunkt der Operation auf der Grundlage einer Knochenanalyse mit Mikrocomputertomographie (Mikro-CT) bestätigt, die einen durchschnittlichen Knochenverlust von 20 % im Vergleich zur Scheingruppe ergab. Gruppe 2 bestand aus 40 BBDR (Bio Breeding Diabetes Resistant) genetisch veränderten Sprague Dawley Ratten mit Typ-II-Diabetes. Das Durchschnittsgewicht lag bei 730 g und das Durchschnittsalter bei 12 Wochen. Vor der Operation wurde der Diabetesstatus durch drei aufeinanderfolgende Tage mit Glukosemessungen mit Ergebnissen von mehr als 200 mg/dl bestätigt. Die Glukose wurde mit einem Blutzuckermessgerät in 6 Stunden Fasten gemessen, und ein Blutstropfen wurde durch Schwanzpunktion entnommen.

Es wurden Titanimplantate der Güteklasse 3 mit einer Länge von 2 mm und einem Durchmesser von 1,8 mm verwendet. Alle Implantate wurden unter Reinraumbedingungen sterilisiert, indem sie mit Ultraschall in Cyclohexan (3 mal für 2 min), Aceton (einmal für 1 min), deionisiertem Wasser (3 mal für 2 min), Ethanol (3 mal für 2 min) und Aceton (3 mal für 2 min) in einem Ultraschallbad (230 VAC, 50/60 Hz, 360 W) gereinigt wurden. Anschließend wurden die Proben mit Stickstoffgas getrocknet und ein Stickstoffstrahl mit 0,5 bar direkt auf die Proben aufgebracht. Vor der Implantation wurden die Implantate zunächst in entionisiertem Wasser eingeweicht und dann 10 Minuten lang in 70%iges Ethanol (v/v) getaucht. Danach wurden die Implantate in sterile Mikrozentrifugenröhrchen überführt und bis zur Operation unter sterilen Bedingungen aufbewahrt.

Protokoll

Alle Versuchsverfahren wurden in Übereinstimmung mit den Leitlinien der Europäischen Gemeinschaft zum Schutz der für wissenschaftliche Zwecke verwendeten Tiere (Richtlinie 2010/63/EU), wie sie in spanisches Recht umgesetzt wurden (Königliches Dekret 53/2013) und den Vorschriften der Generalitat de Catalunya (Dekret 214/97), durchgeführt. Die Ethikgenehmigung für alle tierischen Verfahren und den Umgang mit Tieren wurde von der Ethikkommission für Tierversuche des Vall D'Hebron Institut de Recerca (Registrierungsnummer 72/18 CEEA) eingeholt. Für das osteoporotische Modell wurden weibliche Sprague Dawley-Ratten mit einem Durchschnittsgewicht von 484 g und einem Durchschnittsalter von 12 Wochen verwendet. Als Diabetikermodell wurden genetisch veränderte weibliche BBDR-Ratten (Bio Breeding Diabetes Resistant) mit einem Durchschnittsgewicht von 730 g und einem Durchschnittsalter von 12 Wochen verwendet. Alle Tiere wurden von einem kommerziellen Lieferanten bezogen. Die spezifischen Details zu den Tieren, Reagenzien und Geräten, die in der Studie verwendet wurden, sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Anästhesie/Pharmakologie und Aufbereitung von Tieren

1. Verabreichen Sie eine präoperative Analgesie mit Buprenorphin in einer Dosierung von 0,05 mg/kg und Meloxicam in einer Dosierung von 2 mg/kg durch subkutane Injektionen 10-15 Minuten vor Beginn des chirurgischen Eingriffs.
2. Führen Sie eine intrachirurgische Anästhesie mit inhalativem Isofluran durch: Während der Induktion bei 5 % an der frischen Luft beginnen und bei 3 % halten. Induzieren Sie eine Anästhesie in einer Rattenkammer und halten Sie die Isofluranversorgung mit einer konischen Nasenanpassung während der Operation aufrecht.

2. Vorbereitung auf die Operation

1. Messen Sie die Körpertemperatur des anästhesierten Tieres mit einer Rektalsonde und verwenden Sie ein elektronisch gesteuertes Heizkissen zur thermischen Unterstützung während des gesamten chirurgischen Eingriffs. Vor Beginn der Operation muss eine Augensalbe aufgetragen werden, um Trockenheit der Hornhaut zu vermeiden.
   HINWEIS: Falls erforderlich, muss die Salbe nach Überprüfung der Augentrockenheit erneut aufgetragen werden.
2. Trimmen Sie das Haar mit einem Elektrorasierer und tragen Sie Haarentfernungscreme auf, um das restliche Fell zu entfernen.
3. Erhalten Sie ein aseptisches Operationsfeld, indem Sie die Kniehaut in einem Muster aus Jod und 70 % (v/v) Ethanol mit sterilen Tupfern reinigen, beginnend von innen und nach außen entlang der Inzisionslinie, ohne sie zurückzuverfolgen. Führen Sie mindestens drei aufeinanderfolgende Reinigungsumdrehungen (Jod-Ethanol-Jod) durch.
4. Isolieren Sie das Operationsfeld, indem Sie ein steriles fenestriertes OP-Abdecktuch über dem Tier positionieren und das Bein durch die zentrale Öffnung freilegen (Abbildung 1).

3. Chirurgie

1. Chirurgische Exposition
   1. Machen Sie einen Hautschnitt in voller Dicke von etwa 1 cm Länge vertikal entlang der proximalen Grenze der anteromedialen Fläche der Tibia im Metaphysenbereich, um den Knochen freizulegen (Abbildung 2).
   2. Stabilisieren Sie das Bein und ziehen Sie die Haut straff gegen den darunter liegenden Knochen, während Sie den Schnitt vornehmen, um sicherzustellen, dass ein sauberer Schnitt an der richtigen Stelle bleibt. Reinigen Sie die erwartete leichte Blutung mit einer in Kochsalzlösung getränkten Kompresse (Abbildung 2).
      HINWEIS: Die Rattenhaut ist dünn und schlaff oder locker. Die Stabilisierung der Haut ist entscheidend und erforderlich.
   3. Lösen Sie das Gewebe mit kleinen Periostliftern vollständig vom Knochen (Abbildung 3).
   4. Der Knochen wird bis zur Identifizierung des Ansatzes des Musculus tibialis cranialis, des Gracilis und des lateralen Kopfmuskels gastrocnemius am hinteren Rand des medialen Aspekts der Tibia als fibröses weißes Gewebe freigelegt, das fest mit dem Knochen haftet (Abbildung 3).
      HINWEIS: Es ist wichtig, diese Gruppe von Muskelansätzen zu identifizieren, damit das Implantat in einer Knochenregion mit ähnlichen Eigenschaften und Reizen über die gesamte Probe hinweg platziert werden kann, unabhängig von der Größe der Ratte.
2. Bohrprozess
   1. Beginnen Sie den Bohrvorgang in der richtigen Region zwischen dem proximalen Tibiakamm und der hinteren Begrenzung der medialen Fläche des Tibiaknochens, die an den Ansatz des Musculus tibialis cranialis, des Gracilis und des lateralen Kopfmuskels gastrocnemius angrenzt, um Muskelverletzungen zu vermeiden.1
      HINWEIS: Die korrekte Position sollte 5 mm ± 2 mm vom Tibiaplateau entfernt sein.
   2. Bohren Sie mit maximal 150 U/min (Umdrehungen/min) unter Salzlösungsspülung bei einer Temperatur nahe 20 °C mit einem chirurgischen Elektromotor mit einem Winkelstück mit einer Reduzierung von 20:1.
      HINWEIS: Es waren nur zwei Bohrer erforderlich.
   3. Beginnen Sie mit einem Lanzen-Pilotbohrer (Abbildung 4) in einer Tiefe von 2,4 mm unter Salzlösungsbewässerung.
      HINWEIS: Jeder Bohrer hatte maximal 10 Anwendungen.
   4. Als zweiten Bohrer verwenden Sie (Abbildung 4) einen Spiralbohrer in einer Tiefe von 2,4 mm mit einem Durchmesser von 1,6 mm unter Kochsalzlösung.
      HINWEIS: Jeder Bohrer hatte maximal 10 Anwendungen.
3. Einsetzen von Implantaten
   1. Setzen Sie das Implantat mit einem Zwischenstück (Abbildung 5) ein, das am 20:1-Reduktionswinkelstück befestigt ist.
   2. Reinigen Sie das Implantat vor dem Einsetzen des Implantats von chemischen Sterilisationsresten, indem Sie es im Winkelstück drehen und gleichzeitig 10 s lang mit Kochsalzlösung spülen (Abbildung 5).
   3. Platzieren Sie das Titanimplantat (2 mm längs und 1,8 mm Durchmesser) mit dem Zwischenstück bei 20 U/min, während Sie den Drehmomentwert in Echtzeit überwachen und das maximale Einführdrehmoment registrieren.
      HINWEIS: Aufgrund der Differenz zwischen dem endgültigen Bohrer und dem Implantat sowie des zylindrischen Profils des Implantats ist mit anfänglichen Schwierigkeiten beim Einsetzen des Implantats zu rechnen. Diese anfängliche Schwierigkeit normalisiert sich jedoch schnell, sobald das Implantat den anfänglichen kortikalen Knochen durchdringt.
   4. Beenden Sie die Implantatinsertion, bevor es vollständig den kortikalen Knochen passiert, in dem es eingesetzt wird, d. h. die flache mediale Fläche der Tibia.
      HINWEIS: Im letzten Moment des Einsetzens des Implantats ist es wichtig, das Implantat etwas außerhalb des kortikalen Knochens oder auf Höhe des kortikalen Knochens zu belassen, in dem es eingesetzt wird, d. h. die flache mediale Fläche der Tibia, um die primäre Stabilität zu gewährleisten (Abbildung 6).
4. Wundverschluss
   1. Die Grenzen des Muskelgewebes werden mit einfachen inneren Nähten mit einem monofilen synthetischen resorbierbaren 4/0-Naht (Glyconat) vernäht (Abbildung 7).
   2. Führen Sie den Hautverschluss mit einer intradermalen Naht unter Verwendung eines monofilen synthetischen resorbierbaren Nahtmaterials (Glyconat) durch (Abbildung 7).

4. Mikro-CT-Scan

1. Führen Sie nach Abschluss der Operation und noch unter Vollnarkose einen Mikro-CT-Scan durch, um die korrekte Implantatinsertion zu bestätigen.
2. Nehmen Sie die Ratte vom Operationsbett und legen Sie sie auf das Scanbett. Lokalisieren Sie das operierte Bein mit dem Mikro-CT-Live-Scan-Modus und zentrieren Sie das Sichtfeld auf dem Implantat.
   HINWEIS: Empfohlene Erfassungsparameter sind ein Sichtfeld von 5 mm, eine räumliche Auflösung von 0,0001 mm³, 50 kV, 200 μA und eine Erfassungszeit von 3 min.
3. Sobald der Scan aufgenommen wurde, bestätigen Sie den korrekten Abstand zwischen dem proximalen Aspekt des Implantats und der Oberfläche des Tibiaplateaus gemäß Schritt 5.2.1.
   HINWEIS: Dieser Wert ist hilfreich für die Standardisierung der Technik (Abbildung 8).

5. Nachsorge

1. Nach der Aufnahme der Bildgebung die Ratte in ihren Käfig zurückbringen und bis zur vollständigen Genesung überwachen.
   HINWEIS: Dies dauert je nach Tiermodell ca. 5-10 Minuten. Es wird erwartet, dass diabetische Ratten aufgrund der mit Diabetes verbundenen metabolischen Veränderungen länger anästhesiert bleiben und eine längere Erholungszeit haben.
2. Verabreichen Sie Buprenorphin (0,1 mg/kg) alle 6-8 h und Meloxicam (5 mg/kg) alle 24 h, subkutan, bis zu 72 h.
3. Zeit für die Nahtentfernung
   1. Untersuchen Sie die Operationswunde täglich auf Infektionen, Nahtintegrität oder andere Probleme und entfernen Sie bei Bedarf 15 Tage nach der Operation Nahtreste.

6. Euthanasie

1. Euthanasieren Sie die Tiere in einer CO₂ -Kammer gemäß den Richtlinien der National Institutes of Health (NIH) mit einer CO₂ -Füllrate von 30 % bis 70 % des Kammervolumens/min nach der Implantationszeit (4 Wochen oder 12 Wochen).

7. Postoperative Analyse

1. Bei beiden Modellen (Osteoporose und Diabetes) ist die Tibia durch Disartikulation nach der Euthanasie zur weiteren Analyse zu entfernen.
   HINWEIS: In Bezug auf die Mikro-CT-Analyse ermöglichten die Daten die Berechnung des Knochen-Implantat-Kontakts (BIC). Die CT-Akquisition wurde unter Verwendung der zuvor beschriebenen Parameter durchgeführt, und die BIC-Analyse wurde durchgeführt, indem die Knochenfläche (^{mm 2}) durch die in der kortikalen Region berechnete Implantatfläche (^{mm 2}) dividiert wurde, wobei ein bereits in der Literatur beschriebenes Protokoll angepasst^{wurde 18}. Repräsentative Bilder sind für jedes Modell zu Osteoporose (Abbildung 9) und Diabetes (Abbildung 10) zu sehen.

Ergebnisse

Chirurgische Phase
Es ist wichtig zu erwähnen, dass beide Tiermodelle, die in dieser Studie verwendet wurden, aufgrund der induzierten Krankheiten gewisse Einschränkungen aufweisen. Diese Einschränkungen bei der Manipulation von Hart- und Weichgewebe spiegeln sich während des chirurgischen Eingriffs wider.

Im Diabetikermodell ist die Ratte größer, was es schwierig macht, die Beine während chirurgischer Eingriffe zu stabilisieren. Die...

Diskussion

Obwohl die Ratte ein weit verbreitetes Modell zur Untersuchung der Osseointegration ist, ist es wichtig, eine reproduzierbare Operationstechnik für die adäquate Platzierung von Implantaten zu definieren und zu beschreiben. Eine solche Technik könnte der wissenschaftlichen Gemeinschaft als Leitfaden dienen. Darüber hinaus stellt die Tatsache, dass bestimmte Krankheiten wie Osteoporose und Diabetes den Knochenstoffwechsel verändern, höhere Anforderungen an die korrekte Gestaltung chi...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
22 G needles+A2:C30	Terumo	NN-2238R
4/0 monofilament synthetic resorbable suture	Braun ( MonoSyn)
5 mL, 10 mL syringes	Braun	4617100V-02 4606051V
Adson forceps	Antão Medical	Ref: A586
BBDR ( Biobreeding Diabetes Resistant ) Sprague Dawley Rats	Janvier Labs
Betadine	Mylan
Buprecare	Animalcare (UK)
Castroviejo Caliper 0-40 mm 15 cm angled	UL AMIN Industries
Castroviejo Needle Holder	Antão Medical	Ref: AM1702
Dental surgery scissors curved and straight	Antão Medical	AMA603 / AMA600
Electric shaver	Oster Pro 3000i	34264482227
Extra Fine Graefe Forceps	F.S.T	Ref: 11150-10
Gauze pads	COVIDIEN	441001
Glucometer	Menarini (Italy)
Helicoidal Drill / OSTEO-PIN DRILL Ø1.6 mm	soadco	Ref. OS-8001
Implants / SCREW OSTEO-PIN Ø1.8 x 2.0 mm	soadco	Ref. OS-3
Isoflo	Le Vet Pharma (Netherlands)
Lance pilot drill / Lanceolate Drill (DS)	soadco	Ref. 10 02 01 T
Latex gloves - Surgical gloves sterile	Hartmann	Ref: 9426495
Lucas Surgical Curette	Antão Medical	Ref: AMA940-3
Metacam	Boehringer Ingelheim(Germany)
Micro forceps straight	nopa	Ref: AB 542/12
Micro-CT scan( Quantum Fx microCT )	Perkin Elmer (US)
Osteoporotic Sprague Dawley females Rats	Janvier Labs
Periosteal elevator -  Molt 2-4	Antão Medical	Ref: A1564
Physiologic solution for Irrigation	Hygitech	Ref:10238
Scalpel Blade Carbon Steel 15C	Razor Med	Ref: 02846
Sterile Gauze Swabs	Alledental	Ref: 270712
Sterile Irrigation system	Hygitech	Ref:HY1-110001D
Sterile towels (1 piece per animal)	Dinarex	4410
Surgical contra-angle handpiece	W&H	Ref: WS-75 LED G
Surgical contra-angle handpiece	W&H	SN 08877
Surgical contra-angle handpiece	W&H	SN 01309
Surgical Electric Motor	WH Implantmed Type: SI-1023	Ref: 30288000
Surgical scalpel handle	AsaDental	Ref: 0350-3
Towel clamps	Xelpov surgical	AF-773-11
Ultrasonic device	J.P. Selecta, Abrera, Spain