وأيد هذا العمل من قبل المعاهد الوطنية للصحة (R01HL056046 بال وK99HL116769 لجمعية الصحفيين التونسيين)، ومعهد الأبحاث في مستشفى الصعيد الوطني للطفولة (لPAL وجمعية الصحفيين التونسيين).

بيان الأخلاق: أجريت هذه الدراسة وفقا لالمعاهد الوطنية للصحة المبادئ التوجيهية، وتمت الموافقة من قبل مؤسسة رعاية الحيوان واستخدام اللجنة في مستشفى الصعيد الوطني للطفولة. 1. إعداد / إعداد ملاحظة: هذه التقنية العزلة يتطلب ملفين Langendorff التدفئة وضعه جنبا إلى جنب على موقف حلقة، ومتصلة بالتوازي مع حمام الماء المتداولة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدوره على تعميم حمام مائي وضبط درجة الحرارة إلى تحقيق درجة الحرارة النهائية من 33-34 درجة مئوية في غيض من قنية Langendorff (حمام المياه المستخدمة في هذا انشاء تعيين إلى 40 درجة مئوية بسبب فقدان C 6-7 ° في درجة الحرارة عبر الأنابيب). تشغيل مضخات نضح وتحديد معدل نضح إلى 0.5 مل / دقيقة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنظيف كل من لفائف التدفئة تغلف المياه، وأنابيب المرفقة وقياس 25 قنية عن طريق تنظيف كل مع 50 مل من الايثانول 70٪، تليها 100 مل من الماء عالى النقاء تعقيمها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مسح ملفات التسخينعن طريق دفع الهواء مع حقنة ويغسل مع 10 مل من هانك في محلول الملح المتوازن (HBSS) دون أحمر الفينول. ترك HBSS في ملفات التسخين والأنابيب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إرفاق العقيمة 10 مل LUER قفل حقنة مليئة درجة حرارة الغرفة HBSS دون الفينول الأحمر إلى الأنابيب. ضمان عدم وجود فقاعات الهواء محاصرون داخل الأنابيب والتدفئة لفائف عندما ربط حقنة مليئة HBSS-لأن ذلك قد يسبب الصمات الهواء أثناء عملية الهضم أن تؤثر سلبا على العزلة VSMC. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة قنية قياس 25 من لفائف التدفئة ومكان على العقيمة حقنة 10 مل أخرى مليئة الجليد الباردة HBSS دون الفينول الأحمر. الحفاظ على هذا على الجليد حتى جاهزة للاستخدام. أكرر للقنية أخرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد انزيم الهضم الحل. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تزن نوع كولاجيناز 2 وفقا لعدد الكثير محدد ل75 مل من محلول الهضم لتحقيق تركيز النهائي من 300 وحدة / مل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حل كولاجيناز في 75 مل من HBSS مع الفينول الأحمر. المقبل، إضافة 1.5 مل من 00.1 ملغ / مل مثبط التربسين فول الصويا و 75 ميكرولتر من 1 M CaCl 2 إلى الخليط. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في حالة استخدام الحل الهضم فورا، الحارة إلى 37 درجة مئوية. إن لم يكن، وضعه في 4 درجة مئوية لمدة تصل إلى 6 ساعات. يجب أن يتم هذا الحل الطازجة يوميا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد وسائل الإعلام توقف الحل / الطلاء. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 100 مل الحرارة المعطل FBS و 5 مل من L-الجلوتامين، 5 مل من الأحماض الأمينية غير الأساسية، 5 مل من HEPES، و 1 مل من primocin إلى 500 مل من ارتفاع نسبة الجلوكوز (4.5 جم / لتر) DMEM. ويوصى تصفية التعقيم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قسامة 6 مل من محلول توقف في كل من اثني عشر أنابيب مخروطية 15 مل، مرقمة A1-A6 و B1-B6، ومكان في 4 درجات مئوية. قسامة 50 مل من توقف الحل في المخروطية 50 مل ومكان في الحاضنة 37 درجة مئوية. ملاحظة: يمكن أيضا أن هذه الخطوة تكون مستعدة في اليوم السابق للعزلة إذا لزم الأمر. وسوف تستخدم هذا الحل وقف مثل وسائل الإعلام الطلاء بعد عزل الخلية. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد اثنين 1 مل الحقن مجهزة 30 إبرة Gمع 100 ميكرولتر من الهيبارين (1000 وحدة / مل). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع قطعة 5 سم من 5-0 الحرير الجراحي. ربط عقدة الذراع فضفاض في الحرير الجراحي مع نهاية واحدة مرتين ما دام الآخر. مكان على قنية عيار 25، ولكن لا تشديد. كرر لأخرى 25 G قنية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ملء أربعة 35 ملم أطباق بتري معقمة (# 1-4) مع 2 مل من عقيم، المثلج، HBSS دون الفينول الأحمر. الحفاظ على الجليد. </li></ol> 2. القتل الرحيم، عزل القلب وكيفية تركيب الكانيولا <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل عزلة القلب، وضمان أن الحل الهضم والمخروطية 50 مل من توقف حل الحارة. إزالة حقنة مليئة HBSS مع المرفقة 25 G قنية من الجليد ووضعه في السحاحة المشبك (أو المشبك حلقة الحامل) على موقف حلقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الفئران باستخدام 3٪ آيزوفلوران. تأكيد هو تخدير الماوس عن طريق لمسة إصبع على كل أطرافه الخلفية. إذا كان تشنجات الساق، والماوس لا تخدير بعد ذلك انتظر 1 دقيقة، وتكرار لمسة إصبع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فضح حبل الوريد عن طريق إزالة الفراءالجلد الثاني على الجزء الأمامي من الرقبة مع مقص. المقبل، واستخدام الملقط لإزالة بعناية أي الدهون المحيطة حبل الوريد. بعد إزالة الدهون، حقن ببطء 100 ميكرولتر من الهيبارين (1000 وحدة / مل). وضع اسفنجة جراحية خلال الوريد لتجنب النزيف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد 1 دقيقة والصدر المفتوح لفضح القلب، ورفع القلب مع ملقط المنحنية والمكوس باستخدام مقص، والتأكد من الحفاظ الأبهر الصاعد سليمة من خلال فرع عضدي رأسي الأول. المكان على الفور القلب في طبق 35 ملم (رقم 1) مع الجليد الباردة HBSS دون الفينول الأحمر وشطف. ملاحظة: إجراء 4 خطوات التالية باستخدام نطاق تشريح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع G قنية 25 التي شنت على عصابة تقف في زاوية 45 درجة بحيث يقع على طرف فقط تحت سطح الجليد الباردة HBSS في صحن رقم 2 ويكون مرئيا من خلال المجهر تشريح بشكل واضح. نقل القلب إلى صحن رقم 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط دومون، فضح الشريان الأورطي عن طريق إزالة بلطف الدهنية الزائدة عن طريق تشريح حادة إلى pتعطيب revent أو تمزق الشريان الأورطي. المقبل، واستخدام ملقط لحرك الشريان الأبهر فوق G قنية 25. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توجيه قنية الهبوط من خلال الشريان الأورطي، وثيق، ولكن ليس أبعد من الصمام الأبهري، والتي سوف تؤثر سلبا على سلامة صمام وبالتالي، نضح الوراء. مرة واحدة قنية في مكان، حرك الحرير وتعادل قبل أكثر من الشريان الأورطي، وتشديد. ربط عقدة ثانية لتشكيل عقدة مربعة حول الشريان الأورطي لتأمين القلب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة يتم ربط الشريان الأورطي آمن، تدفق بلطف الدم المتبقية من الدورة الدموية التاجية مع HBSS الجليد الباردة في الحقنة التي تعلق على G قنية 25. الحرص على عدم دفع أكثر من اللازم لتجنب الضغط المفرط التاجي. فقط بحاجة لتدفق بطيء جدا ولطيف لاستكمال مطاردة. ويمكن أيضا إقناء؛ إدخال القنية الأبهر مجانا للتسرب ملاحظتها خلال هذا الاحمرار لطيف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدوره على مضخة نضح لبدء تدفق HBSS. إزالة G قنية 25 (مع قلب المرفقة) من حقنة مليئة HBSS، مع الحرص علىالحفاظ على مركز قنية مليئة HBSS، وتوصيله إلى الحارة لفائف التدفئة شغل HBSS. يبدأ نضح القلب مع مضخة نضح بمعدل 0.5 مل / دقيقة لمدة 8 دقائق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد مقنى القلب الأول، ويجري perfused على النظام، كرر الخطوات من 2،1-2،8 للقلب الثاني. سيتم على مراحل هذه العزلة عن كل القلب ومن ثم يطلب من التخطيط الدقيق والتوقيت. </li></ol> 3. الهضم <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد التنظيف مع HBSS، تغيير 10 مل HBSS حقنة حاليا على مضخة واحدة مليئة 10 مل من محلول الهضم قبل تحسنت. يروي كل قلب مع حل الهضم لمدة 12 دقيقة بمعدل 0.5 مل / دقيقة. لا جمع الكسور الناجمة عن هذا الهضم الأول حيث سيؤدي ذلك إلى احتواء أي دم بقايا والخلايا البطانية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد 12 دقيقة، تغيير معدل نضح إلى 0.4 مل / دقيقة، ووضع مخروطي 15 مل (أنبوب A1 أو B1، الموافق قلب الأول أو الثاني لكل الهضم) مليئة البارد توقف solutأيون في دلو الجليد تحت القلب من أجل البدء في التخصيب VSMC جمع سائل الإرواء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد 15 دقيقة، تغيير المخروطية جمع لأنبوب A2 أو B2 والمخروطية تدور أنبوب A1 و B1 في 89 x ج لمدة 10 دقيقة على الفور بعد جمع كل من الكسور. عندما حقنة مليئة الحل الهضم على مضخة لديه أقل من 1 مل من محلول، مع استبدال شغلها طازجة حقنة 10 مل من محلول الهضم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الطرد المركزي، ونضح طاف من كل أنبوب جمع، وترك ما يقرب من 0.5 مل. Resuspend بيليه من A1 مع 2 مل من محلول توقف الدافئة (أو طلاء وسائل الإعلام). إضافة إعادة تعليق من أنبوب A1 إلى أنبوب B1 ومكان أنبوب في الحاضنة 37 درجة مئوية مع غطاء فضفاض. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الخطوات من 3.3 و 3.4 حتى جميع الأنابيب (من خلال A6 و B6) تستخدم لفترة ما مجموعه 90 دقيقة جمع. في 80 دقيقة من عملية الهضم، وقطع فتح ذروة القلب لطرد أي الخلايا التي قد تكون محاصرين داخل البطين، وجمع هذه الخلايا في A6 أنبوب وB6، respectively. ملاحظة: أحيانا قلب سوف تسقط قنية السابقة إلى نقطة زمنية 90 دقيقة. إذا حدث هذا، استرداد القلب والمكان الى العقيمة 35 ملم طبق بتري مليئة 2 مل من محلول الهضم. قطع ذروة القلب وشطف بلطف القلب مع حل الهضم. التالي، تصفية 2 مل من محلول الهضم من خلال العقيمة 100 ميكرومتر مصفاة الخلية في 50 مل المخروطية وإضافة إلى A6 أنبوب أو B6. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد كل دورة من أنابيب اللاحقة (A2 و B2)، إضافة VSMCs معلق في أنبوب جمع السابق (جنبا إلى جنب A1 و B1). أيضا، والحرص على عدم ترك حل الهضم في مضخة نفد وتبديل 10 مل الحقن اللازمة في جميع انحاء الهضم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد يتم الجمع بين جميع الأنابيب، أجهزة الطرد المركزي تعليق-VSMC الغنية في 89 x ج لمدة 10 دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نضح قدر طاف من أنابيب جمع ممكن. Resuspend وبيليه المتبقية في 2 مل من الطلاء وسائل الاعلام ولوحة على واحد صحن الثقافة 35 مم. مكان الطبق الثقافة طن 37 درجة مئوية الحاضنة لمدة 24 ساعة. </li></ol> الثقافة 4. خلية ملاحظة: أكمل الخطوات المتبقية في مجلس الوزراء للسلامة الأحيائية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد 24 ساعة، ونضح بلطف وسائل الإعلام الطلاء. إن ثقافة وعادة ما يكون كمية كبيرة من الحطام. لغسل الخلايا، إضافة 2 مل من الحارة، برنامج تلفزيوني العقيمة والاستفادة بلطف الطبق ضد اثنين من أصابع في حين تناوب في حركة عقارب الساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الدوران 360 درجة، نضح في برنامج تلفزيوني وأكرر مرة ثانية. نضح في برنامج تلفزيوني وإضافة آخر 2 مل من عقيم، PBS الدافئ. تحقق الطبق الثقافة تحت المجهر للتأكد من وجود قليل من دون الحطام على طبق من ذهب. ويمكن أيضا التقاء خلية يتحدد في هذا الوقت. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا بقي الحطام في الطبق الثقافة، كرر الخطوة 4.2. إذا طبق ثقافة واضح من الحطام، ونضح برنامج تلفزيوني وإضافة 2 مل من وسائل الاعلام الطلاء الدافئ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد 24 ساعة، وغسل الخلايا مرة أخرى مع دافئ، برنامج تلفزيوني العقيمة لإزالة أي حطام النهائي أو الخلايا الميتة من الثقافة. نضح في برنامج تلفزيوني وصالحذاء 2 مل أخرى من وسائل الاعلام الطلاء دافئة على الخلايا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحقق من الخلايا كل يوم وتغذية كل 48 ساعة مع وسائل الإعلام تصفيح درجة حرارة جديدة. في هذه المرحلة، والخلايا يمكن استخدامها لتجارب زراعة الخلية القياسية. وينبغي أن يكون VSMCs ما يقرب من 80٪ متموجة 4-5 أيام بعد الطلاء، على الرغم من أن قد يستغرق ما يصل إلى 7 أيام حتى يتم الكمال الداخلي. إذا التقسيم إلى فقرات لاحقة، واستخدام الحد الأقصى من 1: 4 35 أطباق ملم (أو إلى منطقة مماثلة من الأطباق الثقافة). </li></ol>

<ol>
	<li>Katz, P. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coronary+arterioles+in+type+2+diabetic+(db/db)+mice+undergo+a+distinct+pattern+of+remodeling+associated+with+decreased+vessel+stiffness.">Coronary arterioles in type 2 diabetic (db/db) mice undergo a distinct pattern of remodeling associated with decreased vessel stiffness.</a> Basic Res Cardiol. 106 (6), 1123-1134 (2011).</li><li>Husarek, K. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+angiotensin+receptor+blocker+losartan+reduces+coronary+arteriole+remodeling+in+type+2+diabetic+mice.">The angiotensin receptor blocker losartan reduces coronary arteriole remodeling in type 2 diabetic mice.</a> Vascul Pharmacol. , (2015).</li><li>Teng, B., Ansari, H. R., Oldenburg, P. J., Schnermann, J., Mustafa, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+characterization+of+coronary+endothelial+and+smooth+muscle+cells+from+A1+adenosine+receptor-knockout+mice.">Isolation and characterization of coronary endothelial and smooth muscle cells from A1 adenosine receptor-knockout mice.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 290 (4), H1713-H1720 (2006).</li><li>Oldenburg, P. J., Wyatt, T. A., Sisson, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ethanol+attenuates+contraction+of+primary+cultured+rat+airway+smooth+muscle+cells.">Ethanol attenuates contraction of primary cultured rat airway smooth muscle cells.</a> Am J Respir Cell Mol Biol. 43 (5), 539-545 (2010).</li><li>Xu, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+two-phase+Ca2++release+and+apoptosis+controlled+by+TRP-ML1+channel+activity+in+coronary+arterial+myocytes.">Intracellular two-phase Ca2+ release and apoptosis controlled by TRP-ML1 channel activity in coronary arterial myocytes.</a> Am J Physiol Cell Physiol. 304 (5), C458-C466 (2013).</li><li>Skrzypiec-Spring, M., Grotthus, B., Szelag, A., Schulz, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolated+heart+perfusion+according+to+Langendorff---still+viable+in+the+new+millennium.">Isolated heart perfusion according to Langendorff---still viable in the new millennium.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 55 (2), 113-126 (2007).</li><li>Owens, G. K., Kumar, M. S., Wamhoff, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+regulation+of+vascular+smooth+muscle+cell+differentiation+in+development+and+disease.">Molecular regulation of vascular smooth muscle cell differentiation in development and disease.</a> Physiol Rev. 84 (3), 767-801 (2004).</li><li>Li, L., Miano, J. M., Cserjesi, P., Olson, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=SM22+alpha,+a+marker+of+adult+smooth+muscle,+is+expressed+in+multiple+myogenic+lineages+during+embryogenesis.">SM22 alpha, a marker of adult smooth muscle, is expressed in multiple myogenic lineages during embryogenesis.</a> Circ Res. 78 (2), 188-195 (1996).</li><li>Santiago, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+fibroblast+to+myofibroblast+differentiation+in+vivo+and+in+vitro:+expression+of+focal+adhesion+components+in+neonatal+and+adult+rat+ventricular+myofibroblasts.">Cardiac fibroblast to myofibroblast differentiation in vivo and in vitro: expression of focal adhesion components in neonatal and adult rat ventricular myofibroblasts.</a> Dev Dyn. 239 (6), 1573-1584 (2010).</li><li>Fisher, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+smooth+muscle+phenotypic+diversity+and+function.">Vascular smooth muscle phenotypic diversity and function.</a> Physiol Genomics. 42A (3), 169-187 (2010).</li><li>Archer, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diversity+of+phenotype+and+function+of+vascular+smooth+muscle+cells.">Diversity of phenotype and function of vascular smooth muscle cells.</a> J Lab Clin Med. 127 (6), 524-529 (1996).</li><li>Souza-Smith, F. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mesenteric+resistance+arteries+in+type+2+diabetic+db/db+mice+undergo+outward+remodeling.">Mesenteric resistance arteries in type 2 diabetic db/db mice undergo outward remodeling.</a> PLoS One. 6 (8), e23337 (2011).</li><li>Thuroff, J. W., Hort, W., Lichti, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diameter+of+coronary+arteries+in+36+species+of+mammalian+from+mouse+to+giraffe.">Diameter of coronary arteries in 36 species of mammalian from mouse to giraffe.</a> Basic Res Cardiol. 79 (2), 199-206 (1984).</li></ol>

الكتاب تعلن أنه ليس لديهم مصالح مالية المتنافسة.

وكان الغرض من هذه الدراسة هو التكيف مع بروتوكولات العزل الخلية الحالية لزيادة الغلة من التاجي والأوعية الدموية على نحو سلس من قلوب الفئران. تم تنفيذ أكثر من عمل رائد في الأوعية الدموية البيولوجيا العضلات الملساء مع مثقف الفئران الأبهر خلايا العضلات الملساء. قدمت هذ?...

والهدف من هذه الطريقة هو عزل خلايا الأوعية الدموية العضلات الملساء (VSMCs) من الدورة التاجية الفئران لاستخدامها في زراعة الخلايا وتجارب زراعة الخلية القياسية. قمنا بتطوير هذه التقنية لتقييم الآليات الجزيئية لإعادة الأوعية الدموية في مرض السكري. لقد ذكرت سابقا الداخل إعادة الضخامي في الشرايين التاجية الحاجز في نموذج الفأر ديسيبل / ديسيبل من مرض السكري 1. ويرجع ذلك إلى كمية محدودة من الأنسجة الموجودة في التاجية الحاجز الفئران، وتقنيات تجريبية قياسية التحقيق التغييرات البروتين (مثل لطخة غربية) في الفئران ديسيبل / ديسيبل والسيطرة صعبة في أحسن الأحوال. وبالإضافة إلى ذلك، لقد أظهرنا سابقا أن مانع مستقبلات أنجيوتنسين (ARB) اللوسارتان يقلل من إعادة عرض لوحظت في الفئران ديسيبل DB / 2. لذلك، عزل VSMCs الابتدائية من الدورة التاجية يسمح لنا لمواصلة التحقيق التغيرات في النمط الظاهري VSMC أو مسارات تنشيط يشير في الفئران من السكري، والتي قد تكون contribuتينغ إلى سلبي إعادة شرين التاجي. وإجمال العديد من الدراسات مسارات الإشارات الكنسي باستخدام VSMCs معزولة من الشريان الأورطي القوارض، وليس في كل سرير الأوعية الدموية محددة. ومع ذلك، لقد أثبتنا الأوعية الدموية سريرا إعادة محددة في التاجي، الأبهر، والتداولات المساريقي من ديسيبل الفئران ديسيبل / 1، مما يشير إلى VSMCs في كل سرير الأوعية الدموية قد يكون مختلفا. وبالتالي، فمن الضروري عزل VSMCs من كل سرير الأوعية الدموية من أجل فهم أفضل للتغيرات المرضية التي تحدث في كل مجموعة من VSMCs. وهناك عدد كبير من الطرق المختلفة لعزل وزراعة VSMCs الأبهر. ومع ذلك، في الوقت الراهن، هناك دراسة واحدة فقط التي تم نشرها على عزل VSMCs من الماوس التاجي تداول 3. تنغ وآخرون. كان أول من أشار إلى وسيلة لعزل VSMCs من الماوس الدورة الدموية التاجية. ومع ذلك، قمنا بتعديل البروتوكول بشكل كبير لأنها أيضا معزولة سل البطانيةليرة سورية. وقد استخدمت مختبرات أخرى أيضا البروتوكول من تنغ وآخرون لعزل myocytes الشرايين التاجية والهوائية خلايا العضلات الملساء 4،5. فإن التعديلات أدخلنا تسفر عن مجموعة من الخلايا التخصيب لVSMCs من الدورة التاجية. نضح الوراء من قلب الثدييات معزولة، أو تقنية Langendorff، وقد تم تأسيسها في عام 1897 6 أوسكار Langendorff، ولا يزال يستخدم على نطاق واسع اليوم لعزل خلايا القلب والأوعية الدموية. تقنية المعروضة هنا، إلى جانب النهوض التعديلات الجينية الفئران الحديثة، ويوفر أداة قيمة لتوثيق التحقيق في سلوك الجزيئي للVSMCs من الدورة التاجية.

<table><tbody><tr><td>Fetal bovine serum</td><td>Life Technologies</td><td>16140-071</td><td></td></tr><tr><td>HEPES 1 M solution</td><td>Fisher</td><td>MT-25-060</td><td></td></tr><tr><td>Primocin - 20 ml</td><td>Invivogen</td><td>ant-pm-2</td><td></td></tr><tr><td>DMEM (High Glucose, Sodium Pyruvate, L-Glutamine)&amp;nbsp;</td><td>Life Technologies</td><td>11995-065</td><td></td></tr><tr><td>MEM NEAA 10 mM 100x</td><td>Life Technologies</td><td>11140-050</td><td></td></tr><tr><td>L-Glut 200 mM - Gibco</td><td>Life Technologies</td><td>25030-081</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Cell Strainer 100 &amp;micro;m nylon mesh</td><td>Fisher</td><td>22363549</td><td></td></tr><tr><td>Nunclon Polystrene dish with lid, sterile, 35 mm</td><td>Fisher</td><td>12-565-91</td><td></td></tr><tr><td>Harvard Apparatus black silk suture 5-0</td><td>Fisher</td><td>14-516-124</td><td></td></tr><tr><td>Collagenase Type-2&amp;nbsp;</td><td>Worthington Biochemical</td><td>LS004176</td><td></td></tr><tr><td>Soybean Trypsin Inhibitor 25 mg</td><td>Sigma</td><td>T6522</td><td></td></tr><tr><td>Hanks&#039; Balanced Salt Solution (HBSS) (1x), liquid (clear)</td><td>Life Technologies</td><td>14175-103</td><td></td></tr><tr><td>Hanks&#039; Balanced Salt Solution (HBSS) (1x), liquid (phenol red)</td><td>Life Technologies</td><td>14170-161</td><td></td></tr><tr><td>5.0 ml heating coil with degassing bubble trap</td><td>Radnoti</td><td>158830</td><td></td></tr><tr><td>11 plus pump</td><td>Harvard Apparatus</td><td>70-2208</td><td></td></tr><tr><td>Circulating heated water pump</td><td></td><td></td><td>any brand will work</td></tr></tbody></table>

isolation of murine coronary vascular smooth muscle cells

في حين تم تأسيس العزلة والثقافة من خلايا العضلات الملساء الوعائية (VSMCs) من السفن الكبيرة بشكل جيد، وسعينا إلى عزل والثقافة VSMCs من الدورة التاجية. أزيلت قلوب مع أقواس الأورطي سليمة وperfused عبر Langendorff الوراء مع حل الهضم تحتوي على 300 وحدة / مل من نوع كولاجيناز الثاني، 0.1 ملغ / مل مثبط التربسين فول الصويا و 1 M CaCl 2. وقد تم جمع perfusates في 15 دقيقة فترات لمدة 90 دقيقة، مكعبات بواسطة الطرد المركزي، معلق في وسائل الإعلام والطلاء، ومطلي على أطباق زراعة الأنسجة. تميزت VSMCs التي كتبها جود SM22α، α-SMA، وفيمنتين. واحدة من أهم مزايا استخدام هذه التقنية هو القدرة على عزل VSMCs من الدورة التاجية للفئران. على الرغم من أن عدد قليل من الخلايا التي تم الحصول عليها يمكن أن تحد من بعض التطبيقات التي يمكن استخدامها الخلايا، VSMCs التاجي معزولة يمكن استخدامها في مجموعة متنوعة من تقنيات زراعة الخلايا راسخة وأسايس. يمكن لدراسات التحقيق VSMCs من الفئران المعدلة وراثيا توفر مزيد من المعلومات حول بنية وظيفة ويشير العمليات المرتبطة بأمراض الأوعية الدموية.

ويرجع ذلك إلى جانب رواية لدينا التاجية تقنية VSMC العزلة، سعينا إلى تحديد نقاء العزلة الخلية. وقد تم تحديد الماوس VSMCs التاجي على أساس من التشكل والمناعي تلطيخ حتى مرور 2. بناء على التشكل من الخلايا في الثقافة بعد غسل الأولى، وإجراء العزل يزيل بشكل فعال ...

Watch this Scientific Journal Video about Isolation of Murine Coronary Vascular Smooth Muscle Cells at JoVE.com

Isolation of Murine Coronary Vascular Smooth Muscle Cells

والغرض من هذا البروتوكول هو للتدليل على تقنيات العزل وثقافة الخلايا الأولية الفئران الأوعية الدموية العضلات الملساء (VSMCs) من الدورة التاجية. مرة واحدة وقد تم عزل VSMCs، ويمكن استخدامها في العديد من تقنيات زراعة القياسية.

عزل الفئران التاجي الأوعية الدموية خلايا العضلات الملساء

While the isolation and culture of vascular smooth muscle cells (VSMCs) from large vessels is well established, we sought to isolate and culture VSMCs ...

isolation-of-murine-coronary-vascular-smooth-muscle-cells

Research

JoVE Journal

Biology

14.0K Views.  The Ohio State University College of Medicine.  والغرض من هذا البروتوكول هو للتدليل على تقنيات العزل وثقافة الخلايا الأولية الفئران الأوعية الدموية العضلات الملساء (VSMCs) من الدورة التاجية. مرة واحدة وقد تم عزل VSMCs، ويمكن استخدامها في العديد من تقنيات زراعة القياسية. 

Video: Isolation of Murine Coronary Vascular Smooth Muscle Cells

Isolation of Human Umbilical Arterial Smooth Muscle Cells (HUASMC)

The human umbilical cord (UC) is a biological sample that can be easily obtained just after birth. This biological sample is, most of the time, discarded and their collection does not imply any added risk to the newborn or mother s health. Moreover no ethical concerns are raised. The UC is composed by one vein and two arteries from which both endothelial cells (ECs) 1 and smooth muscle cells (SMCs) 2, two of the main cellular components of blood vessels, can be isolated. In this project the SMCs were obtained after enzymatic treatment of the UC arteries accordingly the experimental procedure previously described by Jaffe et al 3. After cell isolation they were kept in t-flash with DMEM-F12 supplemented with 5% of fetal bovine serum and were cultured for several passages. Cells maintained their morphological and other phenotypic characteristics in the different generations. The aim of this study was to isolate smooth muscle cells in order to use them as models for future assays with constrictor drugs, isolate and structurally characterize L-type calcium channels, to study cellular and molecular aspects of the vascular function 4 and to use them in tissue engineering.

Isolation of Human Umbilical Arterial Smooth Muscle Cells HUASMC

The umbilical cords are used to isolate smooth muscle cells by different ways. In this work we used the enzymatic treatment to isolated smooth muscle cells.

عزل الشريان السري الإنسان خلايا العضلات الملساء (HUASMC)

The human umbilical cord (UC) is a biological sample that can be easily obtained just after birth. This biological sample is, most of the time, discarded ...

Isolation of Primary Murine Skeletal Muscle Microvascular Endothelial Cells

The endothelial cells of skeletal muscle capillaries (muscle microvascular endothelial cells, MMEC) build up the barrier between blood stream and skeletal muscles regulating the exchange of fluids and nutrients as well as the immune response against infectious agents by controlling immune cell migration. For these functions, MMEC form a functional &#34;myovascular unit&#34; (MVU), with further cell types, such as fibroblasts, pericytes and skeletal muscle cells. Consequently, a dysfunction of MMEC and therefore the MVU contributes to a vast variety of myopathies. However, regulatory mechanisms of MMEC in health and disease remain insufficiently understood and their elucidation precedes more specific treatments for myopathies. The isolation and in-depth investigation of primary MMEC functions in the context of the MVU might facilitate a better understanding of these processes.
This article provides a protocol to isolate primary murine MMEC of the skeletal muscle by mechanical and enzymatic dissociation including purification and culture maintenance steps.

Microvascular endothelial cells of skeletal muscles (MMEC) shape the inner wall of muscle capillaries and regulate both, exchange of fluids/molecules and migration of (immune) cells between muscle tissue and blood. Isolation of primary murine MMEC, as described here, enables comprehensive in vitro investigations of the &#34;myovascular unit&#34;.

عزل خلايا بطانية Microvascular الابتدائي مورين الهيكل العظمى والعضلات

The endothelial cells of skeletal muscle capillaries (muscle microvascular endothelial cells, MMEC) build up the barrier between blood stream and skeletal ...

Neuroscience

Isolation of Microvascular Endothelial Tubes from Mouse Resistance Arteries

The control of blood flow by the resistance vasculature regulates the supply of oxygen and nutrients concomitant with the removal of metabolic by-products, as exemplified by exercising skeletal muscle. Endothelial cells (ECs) line the intima of all resistance vessels and serve a key role in controlling diameter (e.g.&#160;endothelium-dependent vasodilation) and, thereby, the magnitude and distribution of tissue blood flow. The regulation of vascular resistance by ECs is effected by intracellular Ca2+ signaling, which leads to production of diffusible autacoids (e.g.&#160;nitric oxide and arachidonic acid metabolites)1-3 and hyperpolarization4,5 that elicit smooth muscle cell relaxation. Thus understanding the dynamics of endothelial Ca2+ signaling is a key step towards understanding mechanisms governing blood flow control. Isolating endothelial tubes eliminates confounding variables associated with blood in the vessel lumen and with surrounding smooth muscle cells and perivascular nerves, which otherwise influence EC structure and function. Here we present the isolation of endothelial tubes from the superior epigastric artery (SEA) using a protocol optimized for this vessel.
To isolate endothelial tubes from an anesthetized mouse, the SEA is ligated in situ to maintain blood within the vessel lumen (to facilitate visualizing it during dissection), and the entire sheet of abdominal muscle is excised. The SEA is dissected free from surrounding skeletal muscle fibers and connective tissue, blood is flushed from the lumen, and mild enzymatic digestion is performed to enable removal of adventitia, nerves and smooth muscle cells using gentle trituration. These freshly-isolated preparations of intact endothelium retain their native morphology, with individual ECs remaining functionally coupled to one another, able to transfer chemical and electrical signals intercellularly through gap junctions6,7. In addition to providing new insight into calcium signaling and membrane biophysics, these preparations enable molecular studies of gene expression and protein localization within native microvascular endothelium.

We present a preparation for visualizing and manipulating calcium signaling in native, intact microvascular endothelium. Endothelial tubes freshly isolated from mouse resistance arteries supplying skeletal muscle retain in vivo morphology and dynamic signaling within and between neighboring cells. Endothelial tubes can be prepared from microvessels of other tissues and organs.

عزل الاوعية الدموية الدقيقة البطانية أنابيب الشرايين ماوس المقاومة

The control of blood flow by the resistance vasculature regulates the supply of oxygen and nutrients concomitant with the removal of metabolic ...

Isolation of Pulmonary Artery Smooth Muscle Cells from Neonatal Mice

Pulmonary hypertension is a significant cause of morbidity and mortality in infants. Historically, there has been significant study of the signaling pathways involved in vascular smooth muscle contraction in PASMC from fetal sheep. While sheep make an excellent model of term pulmonary hypertension, they are very expensive and lack the advantage of genetic manipulation found in mice. Conversely, the inability to isolate PASMC from mice was a significant limitation of that system. Here we described the isolation of primary cultures of mouse PASMC from P7, P14, and P21 mice using a variation of the previously described technique of Marshall et al.26 that was previously used to isolate rat PASMC. These murine PASMC represent a novel tool for the study of signaling pathways in the neonatal period. Briefly, a slurry of 0.5% (w/v) agarose + 0.5% iron particles in M199 media is infused into the pulmonary vascular bed via the right ventricle (RV). The iron particles are 0.2 &#956;M in diameter and cannot pass through the pulmonary capillary bed. Thus, the iron lodges in the small pulmonary arteries (PA). The lungs are inflated with agarose, removed and dissociated. The iron-containing vessels are pulled down with a magnet. After collagenase (80 U/ml) treatment and further dissociation, the vessels are put into a tissue culture dish in M199 media containing 20% fetal bovine serum (FBS), and antibiotics (M199 complete media) to allow cell migration onto the culture dish. This initial plate of cells is a 50-50 mixture of fibroblasts and PASMC. Thus, the pull down procedure is repeated multiple times to achieve a more pure PASMC population and remove any residual iron. Smooth muscle cell identity is confirmed by immunostaining for smooth muscle myosin and desmin.

We have developed a novel and reproducible technique to isolate primary cultures of pulmonary artery smooth muscle cells (PASMC) from mice as young as P7, thereby allowing better study of the signaling pathways involved in neonatal smooth muscle cell contraction and relaxation.

عزل الشريان الرئوي خلايا العضلات الملساء من الفئران حديثي الولادة

Pulmonary hypertension is a significant cause of morbidity and mortality in infants. Historically, there has been significant study of the signaling ...

Isolation of Primary Mouse Lung Endothelial Cells

Endothelial cells play critical roles in the regulation of vascular tone, immunity, coagulation, and permeability. Endothelial dysfunction occurs in medical conditions including diabetes, atherosclerosis, sepsis, and acute lung injury. A reliable and reproducible method to isolate pure endothelial cells from mice is needed to investigate the role of endothelial cells in the pathogenesis of these and other conditions. In this protocol, lung microvascular endothelial cells were prepared from 5-7 day old neonatal mouse pups. Lungs are harvested, minced, and enzymatically digested with collagenase I, and released cells are cultured overnight. Endothelial cells are then selected using anti-PECAM1 (CD-31) IgG conjugated to magnetic beads, and cells again are cultured to confluence. A secondary cell selection then occurs with anti-ICAM2 (CD-102) IgG conjugated to magnetic beads to increase the purity of the endothelial cells, and the cells again are cultured to confluence. The entire process takes approximately 7-10 days before the cells can be used for experimentation. This simple protocol yields highly pure (purity &#62;92%) endothelial cells that can be immediately used for in vitro studies, including the studies focused on endothelial cytokine and chemokine production, leukocyte-endothelial interactions, endothelial coagulation pathways, and endothelial permeability. With many knockouts and transgenic mouse lines available, this procedure also lends itself to understanding the function of specific genes expressed by endothelial cells in healthy and pathologic responses to injury, infection, and inflammation.

In this article, primary lung endothelial cells were isolated and cultured from neonatal mice.

عزل الخلايا البطانية لرئة الفأر الأولية

Endothelial cells play critical roles in the regulation of vascular tone, immunity, coagulation, and permeability. Endothelial dysfunction occurs in ...

Immunology and Infection

Isolation and Purification of Murine Cardiac Pericytes

Pericytes, perivascular cells of microvessels and capillaries, are known to play a part in angiogenesis, vessel stabilization, and endothelial barrier integrity. However, their tissue-specific functions in the heart are not well understood. Moreover, there is currently no protocol utilizing readily accessible materials to isolate and purify pericytes of cardiac origin. Our protocol focuses on using the widely used mammalian model, the mouse, as our source of cells. Using the enzymatic digestion and mechanical dissociation of heart tissue, we obtained a crude cell mixture that was further purified by fluorescence activating cell sorting (FACS) by a plethora of markers. Because there is no single unequivocal marker for pericytes, we gated for cells that were CD31-CD34-CD45-CD140b+NG2+CD146+. Following purification, these primary cells were cultured and passaged multiple times without any changes in morphology and marker expression. With the ability to regularly obtain primary murine cardiac pericytes using our protocol, we hope to further understand the role of pericytes in cardiovascular physiology and their therapeutic potential.

We have optimized a protocol to isolate and purify murine cardiac pericytes for basic research and investigation of their biology and therapeutic potential.

عزل وتنقية البيريكيتالقلبي ة المورين

Pericytes, perivascular cells of microvessels and capillaries, are known to play a part in angiogenesis, vessel stabilization, and endothelial barrier ...

Medicine

Isolation of Murine Valve Endothelial Cells

Normal valve structures consist of stratified layers of specialized extracellular matrix (ECM) interspersed with valve interstitial cells (VICs) and surrounded by a monolayer of valve endothelial cells (VECs). VECs play essential roles in establishing the valve structures during embryonic development, and are important for maintaining life-long valve integrity and function. In contrast to a continuous endothelium over the surface of healthy valve leaflets, VEC disruption is commonly observed in malfunctioning valves and is associated with pathological processes that promote valve disease and dysfunction. Despite the clinical relevance, focused studies determining the contribution of VECs to development and disease processes are limited. The isolation of VECs from animal models would allow for cell-specific experimentation. VECs have been isolated from large animal adult models but due to their small population size, fragileness, and lack of specific markers, no reports of VEC isolations in embryos or adult small animal models have been reported. Here we describe a novel method that allows for the direct isolation of VECs from mice at embryonic and adult stages. Utilizing the Tie2-GFP reporter model that labels all endothelial cells with Green Fluorescent Protein (GFP), we have been successful in isolating GFP-positive (and negative) cells from the semilunar and atrioventricular valve regions using fluorescence activated cell sorting (FACS). Isolated GFP-positive VECs are enriched for endothelial markers, including CD31 and von Willebrand Factor (vWF), and retain endothelial cell expression when cultured; while, GFP-negative cells exhibit molecular profiles and cell shapes consistent with VIC phenotypes. The ability to isolate embryonic and adult murine VECs allows for previously unattainable molecular and functional studies to be carried out on a specific valve cell population, which will greatly improve our understanding of valve development and disease mechanisms.

The ability to isolate heart valve endothelial cells (VECs) is critical for understanding mechanisms of valve development, maintenance, and disease. Here we describe the isolation of VECs from embryonic and adult Tie2-GFP mice using FACS that will allow for studies determining the contribution of VECs in developmental and disease processes.

عزل خلايا الفئران صمام غشائي

Normal valve structures consist of stratified layers of specialized extracellular matrix (ECM) interspersed with valve interstitial cells (VICs) and ...

Isolation of Mouse Coronary Endothelial Cells

Endothelial cells line the inner wall of blood vessels and play an important role in the regulation of vascular tone, vascular permeability, and new vascular formation. Endothelial cell dysfunction is implicated in the development and progression of many cardiovascular diseases including ischemic heart disease. To examine the function and characterization of coronary endothelial cells, cell isolation is the first step and it requires high purity and quantity to conduct subsequent experiments. This protocol describes an efficient method to isolate adult mouse coronary endothelial cells. The mouse heart is dissected and minced into small pieces. After the digestion of the heart using dispase and collagenase II, cells are washed&#160;and incubated with magnetic beads which are conjugated with anti-CD31 antibody. The beads with endothelial cells are washed several times and are ready to use in various applications, including imaging and molecular biological experiments. Efficient isolation yields approximately 104 cells per one heart with over 90% purity.

This protocol is prepared to share our method of isolating mouse coronary endothelial cells for the purpose of imaging or to conduct molecular biological experiments.

عزل خلايا الفأر التاجي غشائي

Endothelial cells line the inner wall of blood vessels and play an important role in the regulation of vascular tone, vascular permeability, and new ...

Isolation of Intrapulmonary Artery and Smooth Muscle Cells to Investigate Vascular Responses

The intrapulmonary artery (IPA) and vascular smooth muscle cells (VSMCs) isolated from rat lungs can be used to study the underlying mechanisms of vasoconstriction and vasorelaxation. After isolating the IPA and VSMCs, the characteristics of vascular responses in physiological and pathological conditions can be assessed in the absence of extrinsic factors such as nerve signals, hormones, cytokines, etc. Thus, the IPA and VSMCs serve as excellent models for studying vascular physiology/pathophysiology, along with various experimental investigations, such as modulation by pharmacological agents, patch-clamp electrophysiological analysis, calcium imaging, etc. Here, we have used a technique for isolating the IPA to investigate vascular responses in an organ bath setup. IPA segments were mounted on the organ bath chamber via intraluminal wires and stimulated by various pharmacological agents. The changes in IPA vascular tone (i.e., vasoconstriction and vasorelaxation), were recorded using an isometric force transducer and physiological data analysis software program. We implemented several experimental protocols, which can be adapted to investigate the mechanisms of vasorelaxation/vasoconstriction for studying the pharmacological activities of phytochemical or synthetic drugs. The protocols can also be used to evaluate drugs&#39; roles in modulating various diseases, including pulmonary arterial hypertension. The IPA model allows us to investigate the concentration-response curve, which is crucial in assessing drugs&#39; pharmacodynamic parameters.

Vascular responses of arterial pulmonary circulation can be explored using intrapulmonary artery (IPA) and vascular smooth muscle cells (VSMCs). The present study describes the isolation of IPA in detail and the protocols used for investigating vasorelaxation in response to physiological stimuli.

عزل الشريان الرئوي وخلايا العضلات الملساء للتحقيق في استجابات الأوعية الدموية

The intrapulmonary artery (IPA) and vascular smooth muscle cells (VSMCs) isolated from rat lungs can be used to study the underlying mechanisms of ...

العزل والفصل المغناطيسي للخلايا الجذعية CD34 + الفئران من جدار الأوعية الدموية

Immunomagnetic Isolation of the Vascular Wall-Resident CD34+ Stem Cells from Mice

Resident CD34+ vascular wall-resident stem and progenitor cells (VW-SCs) are increasingly recognized for their crucial role in regulating vascular injury and repair. Establishing a stable and efficient method to culture functional murine CD34+ VW-SCs is essential for further investigating the mechanisms involved in the proliferation, migration, and differentiation of these cells under various physiological and pathological conditions. The described method combines magnetic bead screening and flow cytometry to purify primary cultured resident CD34+ VW-SCs. The purified cells are then functionally identified through immunofluorescence staining and Ca2+ imaging. Briefly, vascular cells from the adventitia of the murine aorta and mesenteric artery are obtained through tissue block attachment, followed by subculturing until reaching a cell count of at least 1 &#215; 107. Subsequently, CD34+ VW-SCs are purified using magnetic bead sorting and flow cytometry. Identification of CD34+ VW-SCs involves cellular immunofluorescence staining, while functional multipotency is determined by exposing cells to a specific culture medium for oriented differentiation. Moreover, functional internal Ca2+ release and external Ca2+ entry is assessed using a commercially available imaging workstation in Fura-2/AM-loaded cells exposed to ATP, caffeine, or thapsigargin (TG). This method offers a stable and efficient technique for isolating, culturing, and identifying vascular wall-resident CD34+ stem cells, providing an opportunity for in vitro studies on the regulatory mechanisms of VW-SCs and the screening of targeted drugs.

تسليط الضوء على المؤلف: تعزيز عزل وتوصيف الخلايا الجذعية CD34 + المقيمة في جدار الأوعية الدموية باستخدام قياس التدفق الخلوي المقترن بالخرز المغناطيسي

This study has established a stable and efficient method for the isolation, culture, and functional determination of vascular wall-resident CD34+ stem cells (CD34+ VW-SCs). This easy-to-follow and time-effective isolation method can be utilized by other investigators to study the potential mechanisms involved in cardiovascular diseases.

العزل المغناطيسي المناعي للخلايا الجذعية CD34 + المقيمة في جدار الأوعية الدموية من الفئران

Resident CD34+ vascular wall-resident stem and progenitor cells (VW-SCs) are increasingly recognized for their crucial role in regulating vascular injury ...