Este trabajo fue apoyado por los Institutos Nacionales de Salud (R01HL056046 a PAL y K99HL116769 a AJT), y el Instituto de Investigación del Hospital Nacional de Niños (para PAL y AJT).

Declaración de Ética: Este estudio se realizó de acuerdo con los Institutos Nacionales de Salud, el cual fue aprobado por el Cuidado de Animales institucional y el empleo Comisión en el Hospital Nacional de Niños. 1. Preparación / Configurar Nota: Esta técnica de aislamiento requiere dos serpentines de calefacción Langendorff de lado a lado posicionado en un soporte de anillo, y conectado en paralelo a un baño de agua circulante. <ol><li> A su vez en baño de agua circulante y ajustar la temperatura para alcanzar una temperatura final de 33-34 ° C en la punta de la cánula de Langendorff (el baño de agua utilizado en esta configuración se establece en 40 ° C debido a una pérdida de 6-7 ° C de la temperatura a través de los tubos). Encender las bombas de perfusión y establecer la velocidad de perfusión de 0,5 ml / min. <ol><li> Limpiar ambos de los serpentines de calentamiento con camisa de agua, la tubería adjunta y 25 de cánula de calibre lavando cada una con 50 ml de 70% de etanol, seguidos por 100 ml de agua ultrapura tratada en autoclave. </li><li> Limpiar los serpentines de calefacciónempujando el aire con una jeringa y se lava con 10 ml de solución salina equilibrada de Hank (HBSS) sin rojo de fenol. Deja HBSS en los serpentines de calefacción y tubos. </li><li> Adjuntar un 10 ml jeringa luer-lock estéril llena de temperatura ambiente HBSS sin rojo de fenol al tubo. Asegúrese de que no queden burbujas de aire atrapadas dentro de las bobinas de tubos de calefacción y al colocar la jeringa llena de HBSS ya que esto podría causar una embolia de aire durante la digestión para impactar negativamente en el aislamiento CMLV. </li></ol></li><li> Retire la cánula de calibre 25 de los serpentines de calefacción y el lugar en otra jeringa de 10 ml estéril lleno de HBSS enfriado con hielo sin rojo fenol. Tenga esto en hielo hasta que esté listo para su uso. Repita este procedimiento para la otra cánula. </li><li> Preparar solución enzimática La digestión. <ol><li> Pesar colagenasa tipo 2 de acuerdo con el número de lote específico para 75 ml de solución de digestión para lograr una concentración final de 300 unidades / ml. </li><li> Disolver la colagenasa en 75 ml de HBSS con rojo de fenol. A continuación, añadir 1,5 ml de 00,1 mg / ml de inhibidor de tripsina de soja y 75 l de 1 M CaCl 2 a la mezcla. </li></ol></li><li> Si se utiliza la solución de digestión de inmediato, deje que se caliente a 37 ° C. Si no es así, lo coloca a 4 ° C durante un máximo de 6 horas. Esta solución se debe hacer todos los días frescos. </li><li> Prepare los medios de solución de parada / chapado. <ol><li> Agregar 100 ml de FBS inactivado por calor, 5 ml de L-glutamina, 5 ml de aminoácidos no esenciales, 5 ml de HEPES, y 1 ml de primocin a 500 ml de alta glucosa (4,5 g / L) DMEM. se recomienda la esterilización del filtro. </li><li> Alícuota de 6 ml de la solución de parada en cada uno de los doce tubos de 15 ml cónicos, numeradas de A1 a A6 y B1-B6 y a 4 ° C. Alícuota de 50 ml de solución de paro en un cónica 50 ml y colocar en 37 ° C incubadora. Nota: Este paso también se puede preparar el día antes del aislamiento si es necesario. Esta solución de parada se utiliza como los medios de comunicación de chapado siguientes de aislamiento de células. </li></ol></li><li> Preparar dos jeringas de 1 ml equipada con una aguja de 30 Gcon 100 l de heparina (1.000 unidades / ml). </li><li> Cortar un trozo de 5 cm de seda 5-0 quirúrgica. Atar un nudo suelto en la seda quirúrgica con un extremo doble de larga que la otra. Colocar sobre la cánula de calibre 25, pero no apriete. Repita para el otro 25 G cánula. </li><li> Llenar cuatro 35 mm placas de Petri estériles (# 1-4) con 2 ml de, enfriada con hielo, HBSS sin rojo fenol estéril. Mantener en hielo. </li></ol> 2. La eutanasia, el aislamiento del corazón y la canulación <ol><li> Antes del aislamiento del corazón, asegúrese de que la solución de digestión y cónico de 50 ml de solución de parada están calientes. Retire la jeringa llena con HBSS-25 G unida cánula del hielo y colocar en una pinza de bureta (o abrazadera de soporte del anillo) en un soporte de anillo. </li><li> Anestesiar a los ratones utilizando 3% de isofluorano. Confirmar el ratón se anestesia por un toque del dedo del pie en cada extremidad posterior. Si los espasmos en las piernas, el ratón aún no está anestesiado por lo espere 1 minuto y repita el toque del dedo del pie. </li><li> Exponer la vena yugular mediante la eliminación de la piel de unand piel en la parte anterior del cuello con unas tijeras. A continuación, el uso de fórceps para quitar cuidadosamente la grasa que rodea la vena yugular. Después de la eliminación de grasa, inyectar lentamente 100 l de heparina (1.000 unidades / ml). Coloque una esponja quirúrgica sobre la vena para evitar el sangrado excesivo. </li><li> Después de 1 minuto, a tórax abierto para exponer el corazón, corazón ascensor con pinzas curvas y consumo de la que el uso de tijeras, asegurándose de mantener intacta la aorta ascendente a través de la primera rama braquiocefálico. Inmediatamente colocar el corazón en una placa de 35 mm (# 1) con helado de HBSS sin rojo fenol y enjuague. Nota: Realice los siguientes 4 pasos con un microscopio de disección. </li><li> Posicionar el 25 G cánula que se monta en el soporte de anillo en un ángulo de 45 ° para que la punta se encuentra justo debajo de la superficie de HBSS enfriado con hielo en un plato # 2 y es claramente visible a través del microscopio de disección. Transferir el corazón al plato # 2. </li><li> El uso de pinzas Dumont, exponer la aorta quitando suavemente el exceso de tejido adiposo mediante disección roma appunción revenir o desgarro de la aorta. A continuación, el uso de fórceps para deslizar la aorta por encima del 25 G cánula. </li><li> Guía de la cánula hacia abajo a través de la aorta, cerca de, pero no más allá de la válvula aórtica, que pondrá en peligro la integridad de la válvula y por lo tanto, la perfusión retrógrada. Una vez que la cánula está en su lugar, deslice la seda pre-atada sobre la aorta, y apriete. Ate un segundo nudo para formar un nudo cuadrado alrededor de la aorta para garantizar el corazón. </li><li> Una vez que la aorta está ligado de forma segura, lave cuidadosamente el resto de la sangre de la circulación coronaria con el HBSS enfriado con hielo en la jeringa conectada a la cánula 25 G. Tenga cuidado de no empujar demasiado para evitar la presión excesiva coronaria. Sólo se requiere un color muy lento y suave para completar la descarga. canulación aórtica sin fugas también se puede observar en esta suave al ras. </li><li> Encienda la bomba de perfusión para iniciar el flujo de HBSS. Retire la cánula 25 G (adjunta con el corazón) de la jeringa llena de HBSS, teniendo cuidado demantener el cubo de la cánula llena con HBSS, y conectarlo a los serpentines de calefacción calientes rellenos de HBSS. Comience la perfusión del corazón con la bomba de perfusión a una velocidad de 0,5 ml / min durante 8 min. </li><li> Después de la primera corazón se canula y se perfundió en el sistema, repita los pasos 2.1 a 2.8 para el segundo corazón. Estos aislamientos serán escalonados para cada corazón, por lo tanto se requiere una cuidadosa planificación y el calendario. </li></ol> 3. La digestión <ol><li> Después de lavar con HBSS, cambiar la 10 ml jeringa HBSS actualmente en la bomba para uno lleno con 10 ml de solución de digestión pre-calentado. Perfundir cada corazón con solución de digestión de 12 minutos a una velocidad de 0,5 ml / min. No recoger las fracciones derivadas de esta primera digestión, ya que contendrá cualquier sangre remanente y las células endoteliales. </li><li> Después de 12 min, cambiar la velocidad de perfusión de 0,4 ml / min, colocar una cónica 15 ml (A1 tubo o B1, correspondiente a la primera o segunda corazón para cada digestión) lleno de solut parada fríaión en un cubo de hielo, bajo el corazón con el fin de iniciar la recopilación de perfusión CMLV enriquecida. </li><li> Después de 15 min, cambiar el cónica colección para A2 tubo o tubo B2 y cónica giro A1 y B1 en 89 xg durante 10 min inmediatamente después de la recogida de las dos fracciones. Cuando la jeringa llena con la solución de la digestión de la bomba con menos de 1 ml de solución, reemplazar con un llenado recién jeringa 10 ml de solución de digestión. </li><li> Después de la centrifugación, aspirado de sobrenadante de cada tubo de recogida, dejando aproximadamente 0,5 ml. Resuspender pellet de A1 con 2 ml de solución de parada en caliente (o medio de siembra). Añadir resuspensión del tubo de A1 a B1 tubo y el tubo lugar en la incubadora a 37ºC con la tapa suelta. </li><li> Repita los pasos 3.3 y 3.4 hasta que todos los tubos (a A6 y B6) se utilizan durante un tiempo total de 90 min de recogida. A 80 minutos de la digestión, cortar el ápice del corazón para eliminar cualquier célula que pueden estar atrapadas dentro del ventrículo y recoger estas células en el tubo A6 y B6, respectively. Nota: De vez en cuando el corazón se caerá la cánula antes del punto de tiempo de 90 min. Si esto ocurre, recuperar el corazón y el lugar en un 35 mm placa de Petri estéril llena con 2 ml de solución de digestión. Cortar la punta del corazón y enjuagar suavemente el corazón con solución de digestión. A continuación, filtrar los 2 ml de solución de digestión a través de un colador de células estéril micras 100 en una cónica 50 ml y añadir a A6 tubo o B6. </li><li> Después de cada giro de los tubos subsiguientes (A2 y B2), añadir las CMLV resuspenderse para el tubo de recogida anterior (combinado A1 y B1). Además, tenga cuidado de no dejar que la solución de digestión en la bomba y se queda sin cambiar las jeringas de 10 ml como sea necesario a lo largo de la digestión. </li><li> Después de que todos los tubos se combinan, se centrifuga la suspensión VSMC-rico a 89 xg durante 10 min. </li><li> Aspirar tanto sobrenadante de los tubos de recogida como sea posible. Resuspender el sedimento restante en 2 ml de chapado medios de comunicación y la placa en una placa de cultivo de 35 mm. Lugar placa de cultivo in incubadora a 37ºC durante 24 horas. </li></ol> 4. Cultura de la célula Nota: Complete los pasos restantes de la cabina de bioseguridad. <ol><li> Después de 24 horas, aspirar suavemente el medio de siembra. La cultura tendrá normalmente una gran cantidad de escombros. Para lavar las células, añadir 2 ml de tibia, PBS estéril y golpee suavemente el plato contra dos dedos mientras se gira en sentido horario. </li><li> Después de girar 360 °, aspirar el PBS y repetir una segunda vez. Aspirar el PBS y añadir otros 2 ml de PBS estéril, caliente. Compruebe la placa de cultivo bajo el microscopio para asegurarse de que hay muy poco o ningún residuo en la placa. confluencia celular también se puede determinar en este momento. </li><li> Si los desechos se mantiene en la placa de cultivo, repita el paso 4.2. Si la placa de cultivo esté libre de escombros, aspirar el PBS y añadir 2 ml de medio de siembra caliente. </li><li> Después de 24 horas, se lavan las células una vez más con agua tibia, PBS estéril para eliminar cualquier residuo final o células muertas de la cultura. Aspirar el PBS y pata para otros 2 ml de medio de siembra caliente en las células. </li><li> Comprobar en las células de todos los días y alimentar cada 48 h con medio de siembra frescas calentado. En este punto, las células se pueden utilizar para ensayos de cultivo celular estándar. CMLV deben ser aproximadamente 80% confluentes 4-5 días después de la siembra, aunque puede tardar hasta 7 días hasta que se perfeccionó el procedimiento. Si la división de pasajes posteriores, utilice un máximo de 1: 4 platos de 35 mm (o de un área comparable de placas de cultivo). </li></ol>

<ol>
	<li>Katz, P. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coronary+arterioles+in+type+2+diabetic+(db/db)+mice+undergo+a+distinct+pattern+of+remodeling+associated+with+decreased+vessel+stiffness.">Coronary arterioles in type 2 diabetic (db/db) mice undergo a distinct pattern of remodeling associated with decreased vessel stiffness.</a> Basic Res Cardiol. 106 (6), 1123-1134 (2011).</li><li>Husarek, K. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+angiotensin+receptor+blocker+losartan+reduces+coronary+arteriole+remodeling+in+type+2+diabetic+mice.">The angiotensin receptor blocker losartan reduces coronary arteriole remodeling in type 2 diabetic mice.</a> Vascul Pharmacol. , (2015).</li><li>Teng, B., Ansari, H. R., Oldenburg, P. J., Schnermann, J., Mustafa, S. 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K., Kumar, M. S., Wamhoff, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+regulation+of+vascular+smooth+muscle+cell+differentiation+in+development+and+disease.">Molecular regulation of vascular smooth muscle cell differentiation in development and disease.</a> Physiol Rev. 84 (3), 767-801 (2004).</li><li>Li, L., Miano, J. M., Cserjesi, P., Olson, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=SM22+alpha,+a+marker+of+adult+smooth+muscle,+is+expressed+in+multiple+myogenic+lineages+during+embryogenesis.">SM22 alpha, a marker of adult smooth muscle, is expressed in multiple myogenic lineages during embryogenesis.</a> Circ Res. 78 (2), 188-195 (1996).</li><li>Santiago, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+fibroblast+to+myofibroblast+differentiation+in+vivo+and+in+vitro:+expression+of+focal+adhesion+components+in+neonatal+and+adult+rat+ventricular+myofibroblasts.">Cardiac fibroblast to myofibroblast differentiation in vivo and in vitro: expression of focal adhesion components in neonatal and adult rat ventricular myofibroblasts.</a> Dev Dyn. 239 (6), 1573-1584 (2010).</li><li>Fisher, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+smooth+muscle+phenotypic+diversity+and+function.">Vascular smooth muscle phenotypic diversity and function.</a> Physiol Genomics. 42A (3), 169-187 (2010).</li><li>Archer, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diversity+of+phenotype+and+function+of+vascular+smooth+muscle+cells.">Diversity of phenotype and function of vascular smooth muscle cells.</a> J Lab Clin Med. 127 (6), 524-529 (1996).</li><li>Souza-Smith, F. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mesenteric+resistance+arteries+in+type+2+diabetic+db/db+mice+undergo+outward+remodeling.">Mesenteric resistance arteries in type 2 diabetic db/db mice undergo outward remodeling.</a> PLoS One. 6 (8), e23337 (2011).</li><li>Thuroff, J. W., Hort, W., Lichti, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diameter+of+coronary+arteries+in+36+species+of+mammalian+from+mouse+to+giraffe.">Diameter of coronary arteries in 36 species of mammalian from mouse to giraffe.</a> Basic Res Cardiol. 79 (2), 199-206 (1984).</li></ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

El propósito de este estudio fue adaptar los protocolos de aislamiento de células existentes para aumentar el rendimiento de liso vascular coronaria del corazón murino. La mayor parte del trabajo pionero en la biología del músculo liso vascular se realizó con células de músculo liso de aorta de rata cultivadas. Estos estudios proporcionan conocimientos fundamentales de los mecanismos moleculares que controlan el crecimiento de VSMC, migración y la hipertrofia 7. Sin embargo, como el campo avanzaba, s...

El objetivo de este método es aislar células de músculo liso vascular (CMLV) de la circulación coronaria murino para uso en cultivo de células y ensayos de cultivo celular estándar. Hemos desarrollado esta técnica para evaluar los mecanismos moleculares de la remodelación vascular en diabetes. Hemos informado anteriormente hacia el interior remodelación hipertrófica en las arteriolas coronarias septales en el modelo de ratón db / db de la diabetes 1. Debido a la limitada cantidad de tejido que se encuentra en las coronarias septales murinos, técnicas experimentales estándar que investigan cambios en las proteínas (por ejemplo, Western blot) en ratones db / db y de control son difíciles en el mejor. Además, hemos demostrado previamente que el bloqueador del receptor de angiotensina (ARB) losartán reduce la remodelación observada en los ratones db / db 2. Por lo tanto, el aislamiento de las CMLV primarias de la circulación coronaria nos permite investigar más a fondo los cambios en las CMLV fenotipo o vías de señalización activadas en ratones diabéticos, que pueden ser contribuciónting a la remodelación de las arteriolas coronarias adverso. Numerosos estudios han dilucidado vías de señalización canónica utilizando CMLV aislados de aorta de roedores, en lugar de en cada lecho vascular específico. Sin embargo, hemos demostrado vascular-cama remodelación específico en coronaria, la aorta, y circulaciones mesentéricos de ratones db / db 1, lo que sugiere las CMLV en cada lecho vascular puede ser diferente. Por lo tanto, es necesario aislar CMLV de cada lecho vascular con el fin de comprender mejor los cambios patológicos que se producen en cada conjunto de CMLV. Hay una gran cantidad de diferentes métodos para el aislamiento y cultivo de las CMLV de la aorta. Sin embargo, en la actualidad, sólo hay un estudio que se ha publicado sobre el aislamiento de CMLV desde el ratón circulación coronaria 3. Teng et al. fue el primero en informar de un método para aislar CMLV de la circulación coronaria del ratón; Sin embargo, hemos modificado el protocolo de manera significativa, ya que también aislaron cel endotelialls. Otros laboratorios también han utilizado el protocolo de Teng et al. Aislar miocitos arteriales coronarias y de las vías respiratorias células musculares lisas 4,5. Las alteraciones que hemos incorporado producirán una población de células altamente enriquecida para CMLV de la circulación coronaria. La perfusión retrógrada del corazón de los mamíferos aislado, o la técnica de Langendorff, se estableció en 1897 por Oscar 6 Langendorff y sigue siendo ampliamente utilizado hoy en día para el aislamiento de células cardiovasculares. La técnica que aquí se presenta, junto con el avance de las modificaciones genéticas modernas murinos, proporciona una valiosa herramienta para la investigación más profunda del comportamiento molecular de CMLV de la circulación coronaria.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="758">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;">Fetal bovine serum</td>
			<td style="width:143px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">16140-071</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;">HEPES 1M solution</td>
			<td style="width:143px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">MT-25-060</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Primocin - 20mL</td>
			<td>Invivogen</td>
			<td>ant-pm-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">DMEM (High Glucose, Sodium Pyruvate, L-Glutamine)&#160;</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>11995-065</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">MEM NEAA 10 mM 100X</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>11140-050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">L-Glut 200 mM - Gibco</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>25030-081</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sterile Cell Strainer 100um nylon mesh</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>22363549</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Nunclon Polystrene dish with lid, sterile, 35 mm</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>12-565-91</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Harvard Apparatus black silk suture 5-0</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>14-516-124</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;"></td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Collagenase Type-2&#160;</td>
			<td>Worthington Biochemical</td>
			<td>LS004176</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Soybean Trypsin Inhibitor 25mg</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T6522</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;"></td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Hanks&#39; Balanced Salt Solution (HBSS) (1X), liquid (clear)</td>
			<td style="width:143px;">Life Technologies</td>
			<td>14175-103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Hanks&#39; Balanced Salt Solution (HBSS) (1X), liquid (phenol red)</td>
			<td style="width:143px;">Life Technologies</td>
			<td>14170-161</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;"></td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;"></td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">5.0 ml heating coil with degassing bubble trap</td>
			<td>Radnoti</td>
			<td>158830</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;">11 plus pump</td>
			<td style="width:143px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:119px;">70-2208</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;">Circulating heated water pump</td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>any brand will work</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

isolation of murine coronary vascular smooth muscle cells

Mientras que el aislamiento y cultivo de las células del músculo liso vascular (CMLV) de buques de gran tamaño está bien establecida, hemos tratado de aislar y cultivar las CMLV de la circulación coronaria. Corazones con arcos aórticos intactos se retiraron y se sometieron a perfusión a través de Langendorff retrógrada con solución de digestión que contiene 300 unidades / ml de inhibidor de tripsina de soja ml de colagenasa tipo II, 0,1 mg / 1 y M CaCl 2. Los perfundidos se recogieron a intervalos de 15 min durante 90 min, se sedimentaron por centrifugación, se resuspendieron en medio de siembra, y se sembraron en placas de cultivo de tejidos. CMLV se caracterizaron por la presencia de SM22α, α-SMA y vimentina. Una de las principales ventajas del uso de esta técnica es la capacidad de aislar las CMLV de la circulación coronaria de los ratones. Aunque el pequeño número de células obtenidas pueden limitar algunas de las aplicaciones para las que se puedan usar las células, CMLV coronarias aisladas se puede utilizar en una variedad de técnicas de cultivo celular bien establecidos y ASSAys. Los estudios que investigan las CMLV de ratones modificados genéticamente pueden proporcionar más información sobre los procesos de señalización asociados con patologías vasculares estructura-función y.

Debido al aspecto novedoso de nuestra técnica de aislamiento CMLV coronaria, hemos tratado de determinar la pureza de la celda de aislamiento. CMLV coronarias de ratón se identificaron en base a su morfología y tinción de inmunofluorescencia hasta el paso 2. Basándose en la morfología de las células en cultivo después del primer lavado, el procedimiento de aislamiento elimina eficazmente los miocitos cardíacos y las células endoteliales. Las CMLV conservan su morfología hasta ...

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Isolation of Murine Coronary Vascular Smooth Muscle Cells

El objetivo de este protocolo es demostrar las técnicas de aislamiento y cultivo de las células del músculo liso vascular primaria murino (CMLV) de la circulación coronaria. Una vez que se han aislado CMLV, que se pueden utilizar para muchas técnicas de cultivo estándar.

Aislamiento de murino coronaria células musculares lisas vasculares

While the isolation and culture of vascular smooth muscle cells (VSMCs) from large vessels is well established, we sought to isolate and culture VSMCs ...

isolation-of-murine-coronary-vascular-smooth-muscle-cells

Research

JoVE Journal

Biology

14.0K vistas.  The Ohio State University College of Medicine.  El objetivo de este protocolo es demostrar las técnicas de aislamiento y cultivo de las células del músculo liso vascular primaria murino (CMLV) de la circulación coronaria. Una vez que se han aislado CMLV, que se pueden utilizar para muchas técnicas de cultivo estándar. 

Video: Isolation of Murine Coronary Vascular Smooth Muscle Cells

Focal Ca2+ Transient Detection in Smooth Muscle

Ca2+ imaging of smooth muscle provides insight into cellular mechanisms that may not result in changes of membrane potential, such as the release of Ca2+ from internal stores, and allows multiple cells to be monitored simultaneously to assess, for example, coupling in syncytial tissue. Subcellular Ca2+ transients are common in smooth muscle, yet are difficult to measure accurately because of the problems caused by their stochastic occurrence, over an often wide field of view, in an organ that it prone to contract. To overcome this problem, we've developed a series of imaging protocols and analysis routines to acquire and then analyse, in an automated fashion, the frequency, location and amplitude of such events. While this approach may be applied in other contexts, our own work involves the detection of local purinergic Ca2+ transients for locating transmitter release with submicron resolution. 
ATP is released as a cotransmitter from autonomic nerves, where it binds to P2X1 receptors on the smooth muscle of the detrusor and vas deferens. Ca2+ enters the smooth muscle, resulting in purinergic neuroeffector Ca2+ transients (NCTs). The focal Ca2+ transients allow the optical monitoring of neurotransmitter release in a manner that has many advantages over electrophysiology. Apart from the greatly improved spatial resolution, optical recording has the additional advantage of allowing the recording of transmitter release from many distinguishable sites simultaneously. Furthermore, the optical plane of focus is easier to maintain or correct during long recording series than is the repositioning of an intracellular sharp microelectrode. 
In summary, a method for imaging of Ca2+ fluorescence is outlined which details the preparation of tissue, and the acquisition and analysis of data. We outline the use of several scripts for the analysis of such Ca2+ transients.

Focal Ca2+ Transient Detection in Smooth Muscle

Details methods for high-resolution Ca2+ imaging of smooth muscle within isolated organs, including: preparation of the tissue, image acquisition and data analysis.

Focal Ca 2 + Detección de transitorios en el músculo liso

Ca2+ imaging of smooth muscle provides insight into cellular mechanisms that may not result in changes of membrane potential, such as the release of Ca2+ ...

Investigación

Biología

Isolation of Human Umbilical Arterial Smooth Muscle Cells (HUASMC)

The human umbilical cord (UC) is a biological sample that can be easily obtained just after birth. This biological sample is, most of the time, discarded and their collection does not imply any added risk to the newborn or mother s health. Moreover no ethical concerns are raised. The UC is composed by one vein and two arteries from which both endothelial cells (ECs) 1 and smooth muscle cells (SMCs) 2, two of the main cellular components of blood vessels, can be isolated. In this project the SMCs were obtained after enzymatic treatment of the UC arteries accordingly the experimental procedure previously described by Jaffe et al 3. After cell isolation they were kept in t-flash with DMEM-F12 supplemented with 5% of fetal bovine serum and were cultured for several passages. Cells maintained their morphological and other phenotypic characteristics in the different generations. The aim of this study was to isolate smooth muscle cells in order to use them as models for future assays with constrictor drugs, isolate and structurally characterize L-type calcium channels, to study cellular and molecular aspects of the vascular function 4 and to use them in tissue engineering.

Isolation of Human Umbilical Arterial Smooth Muscle Cells HUASMC

The umbilical cords are used to isolate smooth muscle cells by different ways. In this work we used the enzymatic treatment to isolated smooth muscle cells.

El aislamiento de los Derechos Humanos de la arteria umbilical células musculares lisas (HUASMC)

The human umbilical cord (UC) is a biological sample that can be easily obtained just after birth. This biological sample is, most of the time, discarded ...

Adult and Embryonic Skeletal Muscle Microexplant Culture and Isolation of Skeletal Muscle Stem Cells

Cultured embryonic and adult skeletal muscle cells have a number of different uses. The micro-dissected explants technique described in this chapter is a robust and reliable method for isolating relatively large numbers of proliferative skeletal muscle cells from juvenile, adult or embryonic muscles as a source of skeletal muscle stem cells. The authors have used micro-dissected explant cultures to analyse the growth characteristics of skeletal muscle cells in wild-type and dystrophic muscles. Each of the components of tissue growth, namely cell survival, proliferation, senescence and differentiation can be analysed separately using the methods described here. The net effect of all components of growth can be established by means of measuring explant outgrowth rates. The micro-explant method can be used to establish primary cultures from a wide range of different muscle types and ages and, as described here, has been adapted by the authors to enable the isolation of embryonic skeletal muscle precursors.
Uniquely, micro-explant cultures have been used to derive clonal (single cell origin) skeletal muscle stem cell (SMSc) lines which can be expanded and used for in vivo transplantation. In vivo transplanted SMSc behave as functional, tissue-specific, satellite cells which contribute to skeletal muscle fibre regeneration but which are also retained (in the satellite cell niche) as a small pool of undifferentiated stem cells which can be re-isolated into culture using the micro-explant method.

The micro-dissected explants technique is a robust and reliable method for isolating proliferative skeletal muscle cells from juvenile, adult or embryonic muscles as a source of skeletal muscle stem cells. Uniquely, these cells have been clonally derived to produce skeletal muscle stem cell lines used for in vivo transplantation.

Adultas y embrionarias del músculo esquelético Cultura Microexplant y aislamiento de células madre de músculo esquelético

Cultured embryonic and adult skeletal muscle cells have a number of different uses. The micro-dissected explants technique described in this chapter is a ...

Isolation and Differentiation of Stromal Vascular Cells to Beige/Brite Cells

Brown adipocytes have the ability to uncouple the respiratory chain in mitochondria and dissipate chemical energy as heat. Development of UCP1-positive brown adipocytes in white adipose tissues (so called beige or brite cells) is highly induced by a variety of environmental cues such as chronic cold exposure or by PPAR&gamma; agonists, therefore, this cell type has potential as a therapeutic target for obesity treatment. Although most immortalized adipocyte lines cannot recapitulate the process of "browning" of white fat in culture, primary adipocytes isolated from stromal vascular fraction in subcutaneous white adipose tissue (WAT) provide a reliable cellular system to study the molecular control of beige/brite cell development. Here we describe a protocol for effective isolation of primary preadipocytes and for inducing differentiation to beige/brite cells in culture. The browning effect can be assessed by the expression of brown fat-selective markers such as UCP1.

Primary white preadipocytes isolated from white adipose tissues in mice can be differentiated into beige/brite cells. Presented here is a reliable cellular model system to study the molecular regulation of "browning" of white fat.

Aislamiento y diferenciación de las células del estroma vascular a células Beige / Brite

Brown adipocytes have the ability to uncouple the  respiratory chain in mitochondria and dissipate chemical energy as heat.  Development of UCP1-positive ...

Isolation, Culture, and Transplantation of Muscle Satellite Cells

Muscle satellite cells are a stem cell population required for postnatal skeletal muscle development and regeneration, accounting for 2-5% of sublaminal nuclei in muscle fibers. In adult muscle, satellite cells are normally mitotically quiescent. Following injury, however, satellite cells initiate cellular proliferation to produce myoblasts, their progenies, to mediate the regeneration of muscle. Transplantation of satellite cell-derived myoblasts has been widely studied as a possible therapy for several regenerative diseases including muscular dystrophy, heart failure, and urological dysfunction. Myoblast transplantation into dystrophic skeletal muscle, infarcted heart, and dysfunctioning urinary ducts has shown that engrafted myoblasts can differentiate into muscle fibers in the host tissues and display partial functional improvement in these diseases. Therefore, the development of efficient purification methods of quiescent satellite cells from skeletal muscle, as well as the establishment of satellite cell-derived myoblast cultures and transplantation methods for myoblasts, are essential for understanding the molecular mechanisms behind satellite cell self-renewal, activation, and differentiation. Additionally, the development of cell-based therapies for muscular dystrophy and other regenerative diseases are also dependent upon these factors.

However, current prospective purification methods of quiescent satellite cells require the use of expensive fluorescence-activated cell sorting (FACS) machines. Here, we present a new method for the rapid, economical, and reliable purification of quiescent satellite cells from adult mouse skeletal muscle by enzymatic dissociation followed by magnetic-activated cell sorting (MACS). Following isolation of pure quiescent satellite cells, these cells can be cultured to obtain large numbers of myoblasts after several passages. These freshly isolated quiescent satellite cells or ex vivo expanded myoblasts can be transplanted into cardiotoxin (CTX)-induced regenerating mouse skeletal muscle to examine the contribution of donor-derived cells to regenerating muscle fibers, as well as to satellite cell compartments for the examination of self-renewal activities.

The isolation and culture of a pure population of quiescent satellite cells, a muscle stem cell population, is essential to the understanding of muscle stem cell biology and regeneration, as well as stem cell transplantation for therapies in muscular dystrophy and other degenerative diseases.&#160;

Aislamiento, cultivo y trasplante de células musculares satélite

Muscle satellite cells are a stem cell population required for postnatal skeletal muscle development and regeneration, accounting for 2-5% of sublaminal ...

Isolation of Pulmonary Artery Smooth Muscle Cells from Neonatal Mice

Pulmonary hypertension is a significant cause of morbidity and mortality in infants. Historically, there has been significant study of the signaling pathways involved in vascular smooth muscle contraction in PASMC from fetal sheep. While sheep make an excellent model of term pulmonary hypertension, they are very expensive and lack the advantage of genetic manipulation found in mice. Conversely, the inability to isolate PASMC from mice was a significant limitation of that system. Here we described the isolation of primary cultures of mouse PASMC from P7, P14, and P21 mice using a variation of the previously described technique of Marshall et al.26 that was previously used to isolate rat PASMC. These murine PASMC represent a novel tool for the study of signaling pathways in the neonatal period. Briefly, a slurry of 0.5% (w/v) agarose + 0.5% iron particles in M199 media is infused into the pulmonary vascular bed via the right ventricle (RV). The iron particles are 0.2 &#956;M in diameter and cannot pass through the pulmonary capillary bed. Thus, the iron lodges in the small pulmonary arteries (PA). The lungs are inflated with agarose, removed and dissociated. The iron-containing vessels are pulled down with a magnet. After collagenase (80 U/ml) treatment and further dissociation, the vessels are put into a tissue culture dish in M199 media containing 20% fetal bovine serum (FBS), and antibiotics (M199 complete media) to allow cell migration onto the culture dish. This initial plate of cells is a 50-50 mixture of fibroblasts and PASMC. Thus, the pull down procedure is repeated multiple times to achieve a more pure PASMC population and remove any residual iron. Smooth muscle cell identity is confirmed by immunostaining for smooth muscle myosin and desmin.

We have developed a novel and reproducible technique to isolate primary cultures of pulmonary artery smooth muscle cells (PASMC) from mice as young as P7, thereby allowing better study of the signaling pathways involved in neonatal smooth muscle cell contraction and relaxation.

El aislamiento de la arteria pulmonar células musculares lisas de los ratones recién nacidos

Pulmonary hypertension is a significant cause of morbidity and mortality in infants. Historically, there has been significant study of the signaling ...

Isolation of Murine Valve Endothelial Cells

Normal valve structures consist of stratified layers of specialized extracellular matrix (ECM) interspersed with valve interstitial cells (VICs) and surrounded by a monolayer of valve endothelial cells (VECs). VECs play essential roles in establishing the valve structures during embryonic development, and are important for maintaining life-long valve integrity and function. In contrast to a continuous endothelium over the surface of healthy valve leaflets, VEC disruption is commonly observed in malfunctioning valves and is associated with pathological processes that promote valve disease and dysfunction. Despite the clinical relevance, focused studies determining the contribution of VECs to development and disease processes are limited. The isolation of VECs from animal models would allow for cell-specific experimentation. VECs have been isolated from large animal adult models but due to their small population size, fragileness, and lack of specific markers, no reports of VEC isolations in embryos or adult small animal models have been reported. Here we describe a novel method that allows for the direct isolation of VECs from mice at embryonic and adult stages. Utilizing the Tie2-GFP reporter model that labels all endothelial cells with Green Fluorescent Protein (GFP), we have been successful in isolating GFP-positive (and negative) cells from the semilunar and atrioventricular valve regions using fluorescence activated cell sorting (FACS). Isolated GFP-positive VECs are enriched for endothelial markers, including CD31 and von Willebrand Factor (vWF), and retain endothelial cell expression when cultured; while, GFP-negative cells exhibit molecular profiles and cell shapes consistent with VIC phenotypes. The ability to isolate embryonic and adult murine VECs allows for previously unattainable molecular and functional studies to be carried out on a specific valve cell population, which will greatly improve our understanding of valve development and disease mechanisms.

The ability to isolate heart valve endothelial cells (VECs) is critical for understanding mechanisms of valve development, maintenance, and disease. Here we describe the isolation of VECs from embryonic and adult Tie2-GFP mice using FACS that will allow for studies determining the contribution of VECs in developmental and disease processes.

Aislamiento de las células murinas de la válvula endoteliales

Normal valve structures consist of stratified layers of specialized extracellular matrix (ECM) interspersed with valve interstitial cells (VICs) and ...

Isolation and Primary Culture of Mouse Aortic Endothelial Cells

The vascular endothelium is essential to normal vascular homeostasis. Its dysfunction participates in various cardiovascular disorders. The mouse is an important model for cardiovascular disease research. This study demonstrates a simple method to isolate and culture endothelial cells from the mouse aorta without any special equipment. To isolate endothelial cells, the thoracic aorta is quickly removed from the mouse body, and the attached adipose tissue and connective tissue are removed from the aorta. The aorta is cut into 1 mm rings. Each aortic ring is opened and seeded onto a growth factor reduced matrix with the endothelium facing down. The segments are cultured in endothelial cell growth medium for about 4 days. The endothelial sprouting starts as early as day 2. The segments are then removed and the cells are cultured continually until they reach confluence. The endothelial cells are harvested using neutral proteinase and cultured in endothelial cell growth medium for another two passages before being used for experiments. Immunofluorescence staining indicated that after the second passage the majority of cells were double positive for Dil-ac-LDL uptake, Lectin binding, and CD31 staining, the typical characteristics of endothelial cells. It is suggested that cells at the second to third passages are suitable for in vitro and in vivo experiments to study the endothelial biology. Our protocol provides an effective means of identifying specific cellular and molecular mechanisms in endothelial cell physiopathology.

The vascular endothelial cells play a significant role in many important cardiovascular disorders. This article describes a simple method to isolate and expand endothelial cells from the mouse aorta without using any special equipment. Our protocol provides an effective means of identifying mechanisms in endothelial cell physiopathology.

Aislamiento y cultivo primario de células endoteliales aórticas de ratón

The vascular endothelium is essential to normal vascular homeostasis. Its dysfunction participates in various cardiovascular disorders. The mouse is an ...

Isolation of Mouse Coronary Endothelial Cells

Endothelial cells line the inner wall of blood vessels and play an important role in the regulation of vascular tone, vascular permeability, and new vascular formation. Endothelial cell dysfunction is implicated in the development and progression of many cardiovascular diseases including ischemic heart disease. To examine the function and characterization of coronary endothelial cells, cell isolation is the first step and it requires high purity and quantity to conduct subsequent experiments. This protocol describes an efficient method to isolate adult mouse coronary endothelial cells. The mouse heart is dissected and minced into small pieces. After the digestion of the heart using dispase and collagenase II, cells are washed&#160;and incubated with magnetic beads which are conjugated with anti-CD31 antibody. The beads with endothelial cells are washed several times and are ready to use in various applications, including imaging and molecular biological experiments. Efficient isolation yields approximately 104 cells per one heart with over 90% purity.

This protocol is prepared to share our method of isolating mouse coronary endothelial cells for the purpose of imaging or to conduct molecular biological experiments.

Aislamiento de células endoteliales de ratón coronaria

Endothelial cells line the inner wall of blood vessels and play an important role in the regulation of vascular tone, vascular permeability, and new ...

Murine Aortic Crush Injury: An Efficient In Vivo Model of Smooth Muscle Cell Proliferation and Endothelial Function

Arterial reconstruction, whether angioplasty or bypass surgery, involves iatrogenic trauma causing endothelial disruption and vascular smooth muscle cell (VSMC) proliferation. Common murine models study small vessels such as the carotid and femoral arteries. Herein we describe an in vivo system in which both VSMC proliferation and endothelial barrier function can be simultaneously assessed in a large vessel. We studied the infrarenal aortic response to injury in C57BL/6 mice. The aorta was injured from the left renal vein to the aortic bifurcation by 30 transmural crushes of 5-seconds duration with a cotton-tipped applicator. Morphological changes were assessed with conventional histology. Aorta wall thickness was measured from the luminal surface to the adventitia. EdU integration and counter staining with DAPI and alpha-actin was used to demonstrate VSMC proliferation. Activation of ERK1/2, a known moderator of intimal hyperplasia formation, was determined by Western Blot analysis. The effect of inflammation was determined by immunohistochemistry for B-cells, T-cells, and macrophages. En face sections of endothelium were visualized with scanning electron microscopy (SEM). Endothelial barrier function was determined with Evans Blue staining. Transmural injury resulted in aortic wall thickening. This injury induced VSMC proliferation, most prominently at 3 days after injury, and early activation of ERK1/2 and decreased p27kip1 expression. Injury did not result in increased B-cells, T-cells, or macrophages infiltration in the vessel wall. Injury caused partial endothelial cell denudation and loss of cell-cell contact. Injury resulted in a significant loss of endothelial barrier function, which returned to baseline after seven days. The murine transmural blunt aortic injury model provides an efficient system to simultaneously study both VSMC proliferation and endothelial barrier function in a large vessel.

Murine Aortic Crush Injury: An Efficient In Vivo Model of Smooth Muscle Cell Proliferation and Endothelial Function

Restenosis following cardiovascular procedures (bypass surgery, angioplasty, or stenting) is a significant problem reducing the durability of these procedures. An ideal therapy would inhibit smooth muscle cell (VSMC) proliferation while promoting regeneration of the endothelium. We describe a model for simultaneous assessment of VSMC proliferation and endothelial function in vivo.

Lesión por aplastamiento aórtico murino: una eficacia<em&gt; In Vivo</em&gt; Modelo de proliferación de células musculares lisas y función endotelial

Arterial reconstruction, whether angioplasty or bypass surgery, involves iatrogenic trauma causing endothelial disruption and vascular smooth muscle cell ...

Aislamiento de murino coronaria células musculares lisas vasculares

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Focal Ca^{2 +} Detección de transitorios en el músculo liso