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In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt eine Methode, bei der eine Patch-Clamp verwendet wird, um die elektrischen Reaktionen von Motoneuronen auf die Rückenmarkstimulation (SCS) mit hoher räumlich-zeitlicher Auflösung zu untersuchen, was Forschern helfen kann, ihre Fähigkeiten bei der Trennung des Rückenmarks und der gleichzeitigen Aufrechterhaltung der Zelllebensfähigkeit zu verbessern.

Zusammenfassung

Die Rückenmarkstimulation (SCS) kann die Bewegungsfunktion nach einer Rückenmarksverletzung effektiv wiederherstellen. Da die Motoneuronen die letzte Einheit sind, die sensomotorisches Verhalten ausführt, kann uns die direkte Untersuchung der elektrischen Reaktionen von Motoneuronen mit SCS helfen, die zugrunde liegende Logik der spinalen motorischen Modulation zu verstehen. Um gleichzeitig verschiedene Reizeigenschaften und zelluläre Reaktionen zu erfassen, ist eine Patch-Clamp eine gute Methode, um die elektrophysiologischen Eigenschaften auf Einzelzellebene zu untersuchen. Es gibt jedoch noch einige komplexe Schwierigkeiten, um dieses Ziel zu erreichen, einschließlich der Aufrechterhaltung der Zelllebensfähigkeit, der schnellen Trennung des Rückenmarks von der knöchernen Struktur und der Verwendung des SCS zur erfolgreichen Induktion von Aktionspotenzialen. Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll vor, das Patch-Clamp verwendet, um die elektrischen Reaktionen von Motoneuronen auf SCS mit hoher räumlich-zeitlicher Auflösung zu untersuchen, was Forschern helfen kann, ihre Fähigkeiten bei der Trennung des Rückenmarks zu verbessern und gleichzeitig die Lebensfähigkeit der Zelle aufrechtzuerhalten, um den elektrischen Mechanismus von SCS auf Motoneuronen reibungslos zu untersuchen und unnötige Versuche und Fehler zu vermeiden.

Einleitung

Die Rückenmarkstimulation (SCS) kann die Bewegungsfunktion nach einer Rückenmarksverletzung effektiv wiederherstellen. Andreas Rowald et al. berichteten, dass SCS die Funktion des Bewegungsapparates und des Rumpfes der unteren Gliedmaßen innerhalb eines einzigen Tages ermöglicht1. Die Erforschung des biologischen Mechanismus von SCS für die Erholung des Bewegungsapparates ist ein kritisches Forschungsfeld für die Entwicklung einer präziseren SCS-Strategie. Das Team um Grégoire Courtine zeigte beispielsweise, dass exzitatorische Vsx2-Interneuronen und Hoxa10-Neuronen im Rückenmark die Schlüsselneuronen für die Reaktion auf SCS sind, und dass eine zellspezifische Neuromodulation möglich ist, um die Gehfähigkeit der Ratte nach einer Rückenmarksverletzung2 wiederherzustellen. Es gibt jedoch nur wenige Studien, die sich auf den elektrischen Mechanismus von SCS auf Einzelzellebene konzentrieren. Obwohl bekannt ist, dass der überschwellige Gleichstromreiz die Aktionspotentiale (APs) im klassischen Tintenfischexperiment 3,4,5 hervorrufen kann, ist noch unklar, wie sich die gepulste elektrische Wechselstimulation, wie z.B. SCS, auf die motorische Signalerzeugung auswirkt.

Angesichts der Komplexität intraspinaler neuronaler Schaltkreise ist eine geeignete Selektion für die Zellpopulation wichtig, um den elektrischen Mechanismus der SCS zu untersuchen. Obwohl SCS die motorische Funktion durch Aktivierung des propriozeptiven Pfades6 wiederherstellt, sind die Motoneuronen die letzte Einheit, die den motorischen Befehl ausführt, der von der Integration des afferenten Eingangs7 der Propriozeptionsinformation abgeleitet wird. Daher kann uns die direkte Untersuchung der elektrischen Eigenschaften von Motoneuronen mit SCS helfen, die zugrunde liegende Logik der spinalen motorischen Modulation zu verstehen.

Wie wir wissen, ist die Patch-Clamp-Methode die goldene Standardmethode für zellulär elektrophysiologische Aufzeichnungen mit extrem hoher raumzeitlicher Auflösung8. Daher beschreibt diese Studie eine Methode, bei der eine Patch-Klemme verwendet wird, um die elektrischen Reaktionen von Motoneuronen auf SCS zu untersuchen. Im Vergleich zur Gehirn-Patch-Klemme9 ist die Rückenmark-Patch-Klemme aus folgenden Gründen schwieriger: (1) Das Rückenmark wird durch den Wirbelkanal mit winzigem Volumen geschützt, was eine sehr feine Mikromanipulation und eine rigorose eiskalte Wartung erfordert, um eine bessere Zelllebensfähigkeit zu erhalten. (2) Da das Rückenmark zu dünn ist, um auf der Schneideschale befestigt zu werden, sollte es in Agarose mit niedrigem Schmelzpunkt getaucht und nach dem Erstarren gekürzt werden.

Daher liefert diese Methode technische Details bei der Dissektion des Rückenmarks und der gleichzeitigen Aufrechterhaltung der Zelllebensfähigkeit, um den elektrischen Mechanismus der SCS auf Motoneuronen reibungslos zu untersuchen und unnötige Versuche und Fehler zu vermeiden.

Protokoll

Das Institutional Animal Care and Use Committee genehmigte alle Tierversuche und die Studien wurden in Übereinstimmung mit den einschlägigen Tierschutzbestimmungen durchgeführt.

1. Vorbereitung der Tiere

  1. Tiere
    1. Haltungsinformationen: Männliche Sprague-Dawley-Ratten (postnatal 10-14 Tage, P10-P14) in einer spezifischen, pathogenfreien Umgebung.
      HINWEIS: Die Raumbedingungen wurden bei 20 °C ± 2 °C gehalten, Luftfeuchtigkeit: 50%-60%, mit einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus. Die Tiere hatten freien Zugang zu Futter und Wasser.
    2. Markierung der Motoneuronen retrograde: Injizieren Sie Fluor-Gold (FG) in den bilateralen Musculus tibialis anterior und den Musculus gastrocnemius (2% in steriler Kochsalzlösung, 50 μl pro Muskel), um die Motoneuronen 2 Tage vor der Opferung retrograd zu markieren.
  2. Lösungen
    1. Schneidlösung vorbereiten: Mischen Sie 120 mM Cholinchlorid, 2,6 mM KCl, 26 mM NaHCO 3, 1,25 mM NaH 2 PO4, 0,5 mM CaCl 2, 7 mM MgCl2, 1,3 mM Ascorbinsäure, 15 mM Glukose. Die Lösung wird mit 95 % O2 und 5 %CO2 (mit KOH auf pH 7,4 eingestellt) 30 Minuten lang vor dem Sezieren und Schneiden aufgeblasen. Kühlen Sie die Lösung mit Crushed Ice ab.
    2. Künstliche Zerebrospinalflüssigkeit (ACSF) vorbereiten: Mischen Sie 126 mM NaCl, 3 mM KCl, 1,2 mM NaH2PO4; 1,3 mM MgCl2, 2,4 mM CaCl2, 26 mM NaHCO3 und 10 mM Glukose. Die Lösung wird vor der Inkubation 30 min lang mit 95 % O2 und 5 %CO2 vorgebläubt.
    3. Intrazelluläre Lösung vorbereiten: Mischen Sie 126 mM K-Gluconat, 2 mM KCl, 2 mM MgCl2, 0,2 mM EGTA, 10 mM HEPES, 4 mM Na2 ATP, 0,4 mMNa2GTP, 10 mM K-Phosphokreatin und 0,5% Neurobiotin (pH7,25 und 305 mOsm/Kg). Kühlen Sie die Lösung mit Crushed Ice ab.
    4. Niedrigschmelzendes Agarose-Gel vorbereiten: 4 g Agarose in 100 ml Schneidlösung auflösen und mit einem Magnetrührrotor vollständig auflösen. 30 Minuten vor dem Einbetten wird die Agarose mit niedrigem Schmelzpunkt 1 Minute lang in der Mikrowelle mit hoher Leistung erhitzt und dann in ein 39 °C warmes Wasserbad gegeben, um den flüssigen Zustand zu erhalten.
  3. Vorbereitung des Instruments
    1. Legen Sie Crushed Ice 10 Minuten vor der Perfusion auf die Perfusionsschiene (Ergänzende Abbildung 1A). Platzieren Sie die anatomische Schiene (Ergänzende Abbildung 1B) und die Schneideschiene (Ergänzende Abbildung 1C) mit einem Wasserband im Voraus bei -80 °C.
    2. Stellen Sie die Inkubationskammer mit Nylongewebe über Nacht in den Ofen bei 45 °C.
    3. Verwenden Sie Agarose mit niedrigem Schmelzpunkt, um eine 35°-Neigung und eine 2 mm dicke Plattform vorzufertigen (ergänzende Abbildung 1D). Platzieren Sie sie nach der Erstarrung des Gels in der Mitte einer 35-mm-Petrischale, um das Rückenmark bei den nächsten Eingriffen zu unterstützen.
  4. Intrakardiale Perfusion
    1. Die Ratten werden mit 2,5 % Tribromethanol (160 μl/10 g) durch intraperitoneale Injektion anästhesiert. Stellen Sie sicher, dass die Ratten vollständig betäubt sind, indem Sie die fehlende Reaktion auf äußere Reize, wie z. B. ein sanftes Kneifen des Zehs, überprüfen.
    2. Wenn die richtige Anästhesie bestätigt ist, legen Sie die Ratten in Rückenlage und immobilisieren Sie sie in der mit Kieselgel gefüllten Petrischale.
    3. Schneiden Sie einen 5 mm langen Längsschnitt der Haut kaudal zum Processus xiphoideus und erweitern Sie dann den subkutanen Raum vollständig. Schneiden Sie einen 2 cm langen Hautschnitt entlang der ventralen Mittellinie, um die äußere Brustwand vollständig freizulegen, beginnend mit dem oben genannten Schnitt und endend mit der Oberseite des Brustkorbs.
    4. Verwenden Sie eine Zahnpinzette, um das Xiphoid anzuheben (Ergänzende Abbildung 2A), und schneiden Sie dann mit einer feinen Schere das Zwerchfell ab. Durchtrennen Sie das Brustbein auf beiden Seiten des Processus xiphoideus, um den Brustkorb zu öffnen und das Herz freizulegen (ergänzende Abbildung 2B).
      HINWEIS: Achten Sie darauf, die inneren Brustgefäße auf beiden Seiten zu erhalten. Andernfalls kann es zu massiven Blutungen kommen.
    5. Verwende eine zahnlose Pinzette, um die linke Herzkammer anzuheben. Eine 22-G-Nadel wird entlang der Längsachse des linken Ventrikels in die linksventrikuläre Spitze eingeführt (ergänzende Abbildung 2C). Beobachten Sie in der Zwischenzeit das rhythmische Pulsieren des Blutes im Perfusionsschlauch, da die Nadel sonst in die rechte Herzkammer stechen kann, was zu einer schlechten Perfusionswirkung führen kann.
      HINWEIS: Eine gezahnte Pinzette sollte nicht verwendet werden. Andernfalls kann es zu einem zusätzlichen Blutaustritt aus der Pinzettenhaltestelle kommen.
    6. Verwenden Sie eine feine Schere, um den rechten Vorhof zu schneiden (ergänzende Abbildung 2C), und injizieren Sie dann manuell 100 ml eiskalte Perfusionsflüssigkeit mit einer Geschwindigkeit von etwa 2 ml/s innerhalb von 1 Minute.
      HINWEIS: Wenn die Leber und die Pfoten von Ratten blass werden und kein Blut aus dem rechten Vorhof fließt, kann eine gute Durchblutung erreicht werden.
  5. Rückenmarksdissektion (Abbildung 1)
    1. Platzieren Sie die Ratte in Bauchlage und schneiden Sie die Wirbelsäule an der vorderen oberen Darmbeinwirbelsäule (etwa L4-Wirbelhöhe) bzw. am Krümmungsverschiebungspunkt der Brustsäule (etwa T6-Wirbelhöhe) auf (Abbildung 1A). Legen Sie dann sofort die isolierte Wirbelsäule in die sauerstoffhaltige, eiskalte Perfusionslösung, um das restliche Blut- und Fettgewebe abzuwaschen. Dieses Verfahren ist vorteilhaft, um das Operationsfeld bei den nachfolgenden Eingriffen sauber zu halten.
      HINWEIS: Die paraspinale Muskulatur sollte geschont werden, was für die anschließende Fixierung der Wirbelsäule mittels einer Insektennadel förderlich ist.
    2. Übertragen Sie die isolierte Wirbelsäule sofort auf die anatomische Schiene (Abbildung 1B) mit der dorsalen Seite nach oben und dem rostralen Ende in der Nähe des Bedieners. Füllen Sie die anatomische Schale mit 50 ml kontinuierlich sauerstoffhaltiger, eiskalter Schneidlösung (Abbildung 1B).
    3. Verwenden Sie vier Insektenstifte, um die Wirbelsäule zu fixieren, indem Sie in die paraspinalen Muskeln eindringen (Abbildung 1B).
    4. Unter dem Präpariermikroskop werden die Wirbelstiele beidseits vom rostralen Ende mit der Mikroschere durchtrennt, was als "Laminektomie" bezeichnet werden kann (Abbildung 1C). Achten Sie darauf, das Rückenmark nicht zu beschädigen. Verwenden Sie in der Zwischenzeit die mikroverzahnte Pinzette, um den durchtrennten Wirbelkörper anzuheben.
    5. Trennen Sie nach der Laminektomie das Rückenmark nicht sofort vom Spinalkanal. Verwenden Sie stattdessen eine Mikroschere, um die Dura mater entlang der dorsalen Mittellinie zu schneiden, was für die Nährstoffaufnahme zwischen den Zellen und der sauerstoffreichen ACSF förderlich ist (Abbildung 1D).
      HINWEIS: Reißen Sie niemals die Dura Mater. Nur das Schneiden der Dura mater mit einer Mikroschere ist erlaubt; Andernfalls werden die Nervenwurzel und das Spinalparenchym ernsthaft geschädigt!
    6. Heben Sie den rostralen Teil des Rückenmarks an und schneiden Sie dann die Nervenwurzel vorsichtig mit ca. 1 mm Reserve ab (Abbildung 1E). Nachdem Sie das Rückenmark vom Wirbelkanal getrennt haben, verwenden Sie 2 Insektenstifte, um das Rückenmark mit der ventralen Seite nach oben zu fixieren (Abbildung 1F).
    7. Verwenden Sie eine Mikroschere, um die Dura mater entlang der ventralen Mittellinie zu schneiden (Abbildung 1F). Schneiden Sie die überflüssigen Nervenwurzeln mit ca. 1 mm Reserve ab.
      HINWEIS: Der Nerv ist viel hartnäckiger als das Rückenmark. Wenn die reservierte Nervenwurzel zu lang ist (>1 mm), kann das Vibratom die Nervenwurzel nicht abtrennen, was zu einem schweren Riss im Spinalparenchym führen kann.
    8. Verwenden Sie eine Mikroschere, um die Lumbalvergrößerung auf eine Länge von 6-7 mm zu trennen (Abbildung 1G).
  6. Einbettung in die niedrigschmelzende Agarose
    1. Platzieren Sie die Lumbalvergrößerung auf der 35°-Neigung (Abbildung 1H) mit der dorsalen Seite nach oben und dem kaudalen Ende nach unten. Verwenden Sie ein saugfähiges Filterpapier, um reichlich Wasser auf der Gewebeoberfläche zu entfernen (Abbildung 1H).
    2. Gießen Sie das geschmolzene Agarose-Gel langsam in die Petrischale mit der lumbalen Vergrößerung (Abbildung 1I).
      HINWEIS: Gießen Sie nicht zu schnell, da sich sonst Blasen im Gel ansammeln.
    3. Stellen Sie die obige Petrischale in die Eis-Wasser-Mischung, um das Gel so schnell wie möglich abzukühlen, was der Aufrechterhaltung der Zellaktivität förderlich ist.
    4. Schneiden Sie das Gel in einen 15 mm x 10 mm x 10 mm großen Würfel und montieren Sie ihn mit Sekundenkleber auf die Probenscheibe (Abbildung 1J).
  7. In Scheiben schneidend
    1. Legen Sie die Probenscheibe in die vorgefrorene Schneidschale und gießen Sie dann die eiskalte Schneidlösung (Abbildung 1K). Kontinuierlich mit 95 % CO2 und 5 %O2 in die Schneidschale blasen.
    2. Stellen Sie die Parameter des Vibratoms ein: Dicke: 350 μm; Geschwindigkeit: 0,14-0,16 mm/s, Amplitude: 1,0 mm und Schwingungsfrequenz: 85 Hz.
    3. Ernten Sie 2-3 geeignete Scheiben pro Tier. Zeichnen Sie 1-2 gesunde FG+-Motoneuronen pro Schnitt auf, mit einem Bereich von 5-6 Zellen pro Tier.
  8. Inkubation
    1. Verwenden Sie eine Pinzette zum Abdeckschieber, um eine Scheibe abzuschneiden (Abbildung 1L) und legen Sie sie in die Inkubationskammer, die mit kontinuierlich sauerstoffhaltigem ACSF gefüllt ist. Stellen Sie die Inkubationskammer für 30 Minuten in ein Wasserbad bei 32 °C und inkubieren Sie sie dann weitere 30 Minuten bei Raumtemperatur (RT), bevor Sie sie aufzeichnen.
      HINWEIS: Die oben genannten Verfahren, von der Anästhesie bis zur Entnahme der ersten Scheibe, sollten innerhalb von 20-30 Minuten abgeschlossen werden, um die Lebensfähigkeit der Zellen so weit wie möglich zu erhalten. Die Motoneuronen in jeder Schicht können ihre Lebensfähigkeit für etwa 6-7 Stunden aufrechterhalten.

2. Patch-Clamp-Aufnahme mit SCS (Abbildung 2)

  1. Vorbereitungen
    1. Die Aufzeichnungskammer mit kontinuierlich geblasenem ACSF mit einer Rate von etwa 1-2 ml/min durchbluten. Stellen Sie die Durchflussmenge individuell über das Bedienfeld an der Schlauchpumpe ein.
    2. Legen Sie eine Scheibe in die Aufnahmekammer. Verwenden Sie den U-förmigen Platindraht mit Nylonfäden, um die Scheibe fest zu stabilisieren.
    3. Verwenden Sie ein Infrarot-Differenzinterferenzkontrastmikroskop (IR-DIC), um die Schicht zu beobachten. Vergewissern Sie sich unter dem 4-fach-Objektiv, dass die Länge der Rückenwurzel etwa 1 mm beträgt. Finde den Bereich, in dem die dorsale Wurzel in das Parenchym eintritt, und verschiebe dann das zentrale Sichtfeld auf diesen Bereich.
    4. Verbinden Sie den Impulsgeber mit speziell angefertigten Elektroden (Abbildung 2A).
  2. SCS-Konfiguration
    1. Platzieren Sie die SCS-Anode über das Mikromanipulationssystem in der Nähe der dorsalen Mittellinie (Abbildung 2B).
    2. Platzieren Sie die SCS-Kathode über das Mikromanipulationssystem in der Nähe der dorsalen Wurzeleintrittszone (DREZ) (Abbildung 2B).
  3. Zell-Targeting und Bildgebung
    1. Verwenden Sie IR-DIC mit einer 10-fach-Objektivlinse, um den dorsolateralen Bereich der motorischen Säule zu finden, in dem sich die meisten Motoneuronen befinden. Verschieben Sie dann das zentrale Sichtfeld auf diesen Bereich.
    2. Wechseln Sie zu einem 60-fachen Objektiv, um ein gesundes Neuron mit einer glatten und hellen Oberfläche und unsichtbaren Kernen zu finden (Abbildung 2C,F).
    3. Verringern Sie die IR-Intensität leicht und schalten Sie die Fluoreszenzlichtquelle ein. Schalten Sie den Lichtfilter auf den Breitband-Ultraviolett-Anregungsfilter um (Abbildung 2D,G), um ein geeignetes FG-positives (FG+) Motoneuron auszuwählen (Abbildung 2E,H).
    4. Verwenden Sie Saugelektroden, um eine 1-fache motorische Schwellenstimulation auf die dorsale Wurzel anzuwenden. Wird ein evoziertes Aktionspotential in den Motoneuronen detektiert (ergänzende Abbildung 3), bestätigt dies, dass die Aktivität der dorsalen Wurzel intakt ist. Ist dies nicht der Fall, sollte diese Scheibe verworfen werden.
  4. Patch-Clamp-Aufnahme
    1. Füllen Sie die Mikropipette mit der intrazellulären Lösung und führen Sie sie in den Elektrodenhalter ein. Verwenden Sie das Mikromanipulationssystem, um die Pipette in das ACSF-Bad zu senken. Der Pipettenwiderstand liegt zwischen 5 und 8 MΩ.
    2. Üben Sie einen kleinen Überdruck auf die Pipette aus, um den Staub und die Zelltrümmer wegzublasen.
      1. Senken Sie die Elektrode ab, um sich der Zelle zu nähern. Wenn die Pipette die Oberfläche des FG+-Neurons berührt, wird eine kleine Vertiefung der Membran auf Höhe der Spitze sichtbar. Lassen Sie den Überdruck los.
      2. Üben Sie dann mit einer Spritze einen kleinen Unterdruck auf die Pipette aus. Dadurch entsteht ein kleiner Sog, der die Zellmembran in Kontakt mit der Glaspipette zieht. Achten Sie immer auf den Gesamtwiderstand auf der Software-Schnittstelle, bis der Widerstandswert auf Gigaohm (>1 GΩ) ansteigt. Dann wird das Gigaseal gebildet.
    3. Klemmen Sie das Membranpotential auf -70 mV und drücken Sie dann die Taste für die schnelle Kapazitätskompensation auf der Softwareschnittstelle des Verstärkers. Üben Sie vorsichtig einen vorübergehenden Unterdruck aus, um die Zellmembran zu zerreißen, und drücken Sie dann die Taste zur Kompensation der langsamen Kapazität auf der Softwareschnittstelle des Verstärkers. Zu diesem Zeitpunkt erhält man eine gute Ganzzellkonfiguration.
    4. Wechseln Sie in den Stromzangenmodus, indem Sie auf die IC-Taste auf der Softwareoberfläche klicken, und zeichnen Sie das Ruhemembranpotential (RMP) auf.
    5. Wenden Sie das SCS 1-2 s lang mit einer Amplitude von 1-10 mA an, während die Pulsbreite und -frequenz auf 210 μs bzw. 40 Hz festgelegt sind. Bestimmen Sie die motorische Schwelle, indem Sie die Stimulationsamplitude langsam erhöhen, bis der erste AP beobachtet wird.
    6. Unterscheidung von verzögert und sofort feuernden Motoneuronen mit einer 5 s depolarisierenden Strominjektion um die Rheobase im Strom-Zangen-Modus10,11,12. Sofort feuernde Motoneuronen: Eine niedrige Rheobase kann ein sofortiges und wiederholtes Feuern mit stabiler Feuerfrequenz induzieren; Verzögert feuernde Motoneuronen: Eine hohe Rheobase kann einen verzögerten Beginn des wiederholten Feuerns mit einer sich beschleunigenden Feuerrate induzieren (Abbildung 3).
    7. Wenn SCS ausgeschaltet ist, zeichnen Sie weiterhin das Membranpotenzial auf, um die spontan feuernden APs einzufangen.
    8. Führen Sie Spannungsklemmenaufzeichnungen für erregenden postsynaptischen Strom (EPSC) durch, wenn SCS ein- und ausgeschaltet ist. Der Stimulationsparameter ist 1x motorische Schwelle, 210 μs, 2 Hz.

Ergebnisse

Dank der rigorosen Tieftemperaturhaltung während des Feinbetriebs (ergänzende Abbildung 1, ergänzende Abbildung 2 und Abbildung 1) war die Lebensfähigkeit der Zellen gut genug, um nachfolgende elektrophysiologische Aufzeichnungen durchzuführen. Um das klinische Szenario so weit wie möglich zu simulieren, haben wir die SCS-Kathode und die Anode mittels Mikromanipulation in der Nähe der dorsalen Mittellinie bzw. der DREZ platziert (Abbildung 2

Diskussion

Die durch SCS modulierten Bewegungsinformationen werden schließlich zu den Motoneuronen konvergiert. Daher könnte die Verwendung der Motoneuronen als Forschungsziel das Studiendesign vereinfachen und den Neuromodulationsmechanismus des SCS direkter aufdecken. Um gleichzeitig verschiedene Reizeigenschaften und zelluläre Reaktionen zu erfassen, ist eine Patch-Clamp eine gute Methode, um die elektrophysiologischen Eigenschaften auf Einzelzellebene zu untersuchen. Es gibt jedoch immer noch einige Schwierigkeiten, einschli...

Offenlegungen

Nichts

Danksagungen

Diese Studie wurde von der National Natural Science Foundation of China for Young Scholars (52207254 und 82301657) und dem China Postdoctoral Science Fund (2022M711833) finanziert.

Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
Adenosine 5’-triphosphate magnesium saltSigmaA9187
Ascorbic AcidSigmaA4034
CaCl2·2H2OSigmaC5080
Choline ChlorideSigmaC7527
Cover slide tweezersVETUS36A-SAClip a slice
D-GlucoseSigmaG8270
EGTASigmaE4378
Fine scissorsRWD Life ScienceS12006-10Cut the diaphragm
Fluorescence Light SourceOlympus U-HGLGPS
Fluoro-GoldFluorochromeFluorochromeLabel the motor neuron
Guanosine 5′-triphosphate sodium salt hydrateSigmaG8877
HEPESSigmaH3375
infrared CCD cameraDage-MTIIR-1000E
KClSigmaP5405
K-gluconateSigmaP1847
Low melting point agaroseSigmaA9414
MgSO4·7H2OSigmaM2773
Micromanipulator Sutter Instrument MP-200
Micropipette pullerSutter instrumentP1000
Micro-scissors Jinzhongwa1020Laminectomy
Microscope for anatomyOlympus SZX10
Microscope for ecletrophysiologyOlympus BX51WI
Micro-toothed tweezersRWD Life ScienceF11008-09Lift the cut vertebral body
NaClSigmaS5886
NaH2PO4SigmaS8282
NaHCO3SigmaV900182
Na-PhosphocreatineSigmaP7936
Objective lens for ecletrophysiologyOlympus LUMPLFLN60XWworking distance 2 mm 
Osmometer Advanced FISKE 210
Patch-clamp amplifier Axon Multiclamp 700B
Patch-clamp digitizerAxon Digidata 1550B
pH meter Mettler Toledo FE28
Slice AnchorMultichannel systemSHD-27H
Spinal cord stimulatiorPINST901
Toothed tweezerRWD Life ScienceF13030-10Lift the xiphoid
VibratomeLeicaVT1200S
Wide band ultraviolet excitation filterOlympus U-MF2

Referenzen

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  4. Augustine, G. J. Regulation of transmitter release at the squid giant synapse by presynaptic delayed rectifier potassium current. The Journal of Physiology. 431, 343-364 (1990).
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