Method Article
Dieses Protokoll demonstriert den Echtzeit-Assay für die Reverse-Transkriptase-Polymerase-Kettenreaktion (RT-PCR) des Pan-Lyssavirus LN34 von der Gewebeentnahme bis zur Ergebnisinterpretation, einschließlich Aktualisierungen von Primersequenzen und Formulierungen zur Verbesserung der Assay-Leistung für einige Nicht-Tollwut-Lyssaviren und Hasentiere. Wir demonstrieren auch den Assay-Aufbau für ein Single-Well-LN34-Multiplexformat (LN34M).
Tollwut ist eine tödliche Zoonose, die durch das Lyssavirus-Tollwut (RABV) und verwandte Negativstrang-RNA-Viren der Gattung Lyssavirus (Familie Rhabdoviridae) verursacht wird. Der LN34-Assay zielt auf die hochkonservierte Leader-Region und das Nukleoprotein-Gen des Lyssavirus-Genoms ab und verwendet entartete Primer und eine TaqMan-Sonde mit gesperrten Nukleotiden, um RNA in der verschiedenen Lyssavirus-Gattung nachzuweisen. Ein negativer Befund für die Tollwut sollte nur gemacht werden, wenn ein vollständiger Querschnitt des Hirnstamms und drei Hirnlappen untersucht werden; Die Identifizierung von Lyssavirus-RNA in einem Gewebe ist jedoch diagnostisch für eine Tollwutinfektion. Das Gewebe wird gesammelt und in einem TRIzol-Reagenz homogenisiert, das das Virus ebenfalls inaktiviert. Die RNA-Extraktion wird mit einem kommerziellen Extraktionskit auf Basis von Spin-Säulen durchgeführt. Mastermixe werden in einem sauberen Raum hergestellt und in eine 96-Well-Platte aliquotiert, bevor Proben-RNA hinzugefügt wird. Im klinischen Umfeld wird jede Probe mittels real-time RT-PCR auf das Vorhandensein von Lyssavirus-RNA in dreifacher Ausfertigung und einzeln auf Wirt-β--Aktin-mRNA getestet. Positiv- und Negativkontrollen sind in den Extraktions- und Echtzeit-RT-PCR-Schritten des Protokolls enthalten. Die Datenanalyse beinhaltet eine manuelle Anpassung der Schwellenwerte, um die Ct-Werte über Geräteläufe hinweg zu standardisieren. Positive Ergebnisse werden durch das Vorhandensein einer typischen Amplifikation im Pan-Lyssavirus-Assay (Ct ≤ 35) bestimmt. Negative Ergebnisse werden durch das Fehlen einer typischen Amplifikation im Pan-Lyssavirus-Assay und den Nachweis von Wirts-β-Aktin-mRNA (Ct ≤ 33) bestimmt. Die Beobachtung von Werten außerhalb dieser Bereiche oder das Versagen der Assay-Kontrollen kann den Lauf ungültig machen oder zu nicht schlüssigen Ergebnissen für eine Probe führen. Das Protokoll sollte genau befolgt werden, um eine hohe Sensitivität und Spezifität des Assays zu gewährleisten. Verfahrensänderungen können die Assay-Leistung beeinträchtigen und zu falsch positiven, falsch negativen oder nicht interpretierbaren Ergebnissen führen.
Dieses Protokoll beschreibt das Verfahren für die Tollwutdiagnostik mit dem LN34-Pan-Lyssavirus-Echtzeit-Reverse-Transkriptase-Polymerase-Kettenreaktions-Assay (RT-PCR) von der Probenentnahme bis zur Interpretation der Ergebnisse. Das Verfahren wird in drei Abschnitte unterteilt: Entnahme von Gehirnproben, die für den LN34-Assay relevant sind (Abschnitt 1), manuelle säulenbasierte RNA-Extraktion mit dem Direct-zol RNA Miniprep-Kit (Zymo Research R2051) (Abschnitt 2) und LN34-Echtzeit-RT-PCR-Assay, der mit dem AgPath-ID One-Step RT-PCR-Kit (ThermoFisher Scientific AM1005) eingerichtet wurde (Abschnitt 3). RNA-Extraktion und RT-PCR können mit anderen Produkten durchgeführt werden, aber die Kits sollten vor der Verwendung validiert werden, um sicherzustellen, dass die Lyssavirus-RNA angemessen extrahiert und amplifiziert wird.
Abschnitt 1 beschreibt die Entnahme des richtigen Hirngewebes, das für den LN34 real-time RT-PCR-Assay verwendet werden soll. Die Beschreibung der Autopsie von Tieren, der Enthauptung und der Entfernung des Gehirns ist nicht enthalten. Die Proben können Infektionserreger enthalten. Die Biosicherheitsverfahren, die in der 6. Auflage1 der Biosicherheit in mikrobiologischen und biomedizinischen Laboratorien beschrieben sind, sollten befolgt werden, um das Risiko zu mindern. Die Proben sollten bis zum Abschluss der Inaktivierung als infektiös gelten. Die Virusinaktivierung und die Validierung des Assays sollten in jedem Labor gemäß den Standards der jeweiligen Einrichtung durchgeführt werden. Laboratorien sollten bei der Einführung eines neuen diagnostischen Tests die von ihrer Institution festgelegten Standardsicherheits- und Qualitätsverfahren befolgen.
Basierend auf dem, was über die Ausbreitung des Tollwutvirus während einer Infektion bekannt ist, sind der Hirnstamm und das Kleinhirn die besten Gewebe für die Tollwutdiagnose, und diese Gewebe werden von der Weltgesundheitsorganisation und der Weltorganisation für Tiergesundheit für Tollwuttests empfohlen 2,3,4,5. Da die Virusausbreitung vor allem bei größeren Tieren einseitig sein kann (Abbildung 1), sollte ein vollständiger Querschnitt des Hirnstamms und drei Lappen des Kleinhirns auf Tollwutausschluss untersucht werden. Bei Proben, die diese Mindestkriterien nicht erfüllen, kann das Laboratorium die Probe als unzureichend für die Untersuchung ablehnen oder sich für einen Test zu Überwachungs- oder Rule-in-Zwecken entscheiden. Wenn die erforderlichen Gewebe nicht eingegangen sind, das Labor sich jedoch dafür entscheidet, die Probe zu testen, sollte ein negatives Testergebnis als nicht schlüssig für die Tollwut dieses Tieres interpretiert werden, da das Vorhandensein viraler RNA in anderen Geweben verzögert, gering, intermittierend oder nicht vorhanden sein kann. Die Entnahme der erforderlichen Proben oder zusätzliche Tests sind erforderlich, um in diesem Fall eine Tollwut auszuschließen. Die Identifizierung von Lyssavirus-RNA in einem Gewebe ist jedoch diagnostisch für eine Tollwutinfektion 3,6. Beispiele für Proben, die auf Tollwutvirus-RNA getestet werden können, um eine Tollwutinfektion auszuschließen oder zu überwachen (aber nicht auszuschließen), sind Kortex, Hippocampus, Rückenmark, degradierte Proben, Haut, Speichel und Hornhaut. Eine qualitative Beurteilung des Zustands jeder Probe sollte bei der Ankunft im Labor erfolgen. Durch Kühlung kann eine Probe mindestens 72 Stunden aufbewahrt werden, sollte aber nicht langfristig verwendet werden. Wiederholte Frost-Tau-Zyklen können die Testempfindlichkeit verringern, und mehr als fünf Frost-Tau-Zyklen sollten vermieden werden. Wenn der Zustand des Gewebes eine sichere Identifizierung von Hirnstrukturen verhindert, sollte die Probe als unbefriedigend identifiziert werden. Im Falle einer unbefriedigenden Probe kann immer noch getestet werden, um Tollwut auszuschließen (aber nicht auszuschließen). Positive Testergebnisse werden als solche gemeldet. Negative oder nicht schlüssige Ergebnisse bei unbefriedigendem Gewebe sollten als nicht schlüssig gemeldet werden, um eine Fehlinterpretation als negative Diagnose zu vermeiden.
Dieses Protokoll wurde auf der Grundlage der veröffentlichten Verfahren 7,8,9 entwickelt und enthält aktualisierte Primer, die auf die Leader-Region des Lyssavirus-Genoms und die Nukleoprotein-kodierende Sequenz abzielen. Die Sonde zielt auf eine kurze, hochkonservierte Sequenz ab und verwendet gesperrte Nukleotide, um eine breite Detektion zu ermöglichen. Der Assay weist RNA von verschiedenen Lyssaviren in unterschiedlichen Konzentrationennach 8. Dieses Protokoll demonstriert die Laborverfahren zur Durchführung des LN34-Echtzeit-PCR-Assays, aber der genaue und empfindliche Nachweis von Lyssavirus-RNA hängt von anderen Elementen ab, die in diesem Protokoll nicht ausführlich behandelt werden, wie z. B. Probenlagerung, Aufzeichnungen, Personalschulung/-kompetenz, Ergebnisverfolgung, Ergebnisinterpretation, Qualitätssicherung, Laborsicherheitsmaßnahmen und Fehlerbehebung. PCR-basierte Assays sind aufgrund ihrer hohen Sensitivität anfällig für Kreuzkontaminationen. Kreuzkontaminationen können vermieden werden, indem gute Laborpraktiken eingehalten werden, wie z. B. häufiges Wechseln der Handschuhe, Umgang mit einer Probe nach der anderen, Desinfektion von Arbeitsoberflächen mit wirksamen Dekontaminationsmitteln zwischen den Proben und Halten der Röhrchen geschlossen und Proben von PCR-Reagenzien getrennt. PCR-Reagenzien und Proben können leicht getrennt werden, indem ein einseitiger Arbeitsablauf verwendet und Arbeitsbereiche vor und nach der Amplifikation getrennt werden. Bereiten Sie beispielsweise PCR-Mastermixe an einem Ort vor, der physisch von dem Ort getrennt ist, an dem die Proben gehandhabt werden. Wechseln Sie die Handschuhe häufig, um eine Kontamination der PCR-Reagenzien mit Proben, Rückständen oder Positivkontroll-RNA zu vermeiden. Die PCR-Platte oder -Röhrchen sollten nach der Zugabe des Mastermixes an eine zweite Stelle gebracht werden, an der die Probe und die Kontroll-RNA hinzugefügt werden können. Wichtig ist, dass PCR-Produkte nicht in Bereichen manipuliert werden sollten, in denen Proben oder Mastermixe hergestellt werden.
Es gibt keinen Ersatz für praktisches Üben und Erfahrung bei der Durchführung von diagnostischen Tests. Alle neuen Mitarbeiter sollten geschult werden, und das Testpersonal sollte mindestens einmal pro Jahr gemäß den Anforderungen des zuständigen Laborleiters auf seine Kompetenz hin bewertet werden. Jegliche Beobachtungen ungewöhnlicher Ergebnisse oder Untersuchungsfehler sollten sofort notiert, untersucht und korrigiert werden. Jede neue Charge von Reagenzien sollte anhand von Proben mit bekannten Ct-Werten validiert werden (z. B. eine Positivkontrolle oder eine archivierte Probe). Alle Geräte sollten routinemäßig gewartet werden, wie vom Hersteller empfohlen, und die Leistung der Assays sollte nach jeder Wartung oder Reparatur überprüft werden. Die Temperaturniveaus sollten an den entsprechenden Geräten überwacht werden, um sicherzustellen, dass Kühl- und Gefriergeräte innerhalb der Kriterien für einen akzeptablen Temperaturbereich für Reagenzien bleiben, die für diagnostische Tests verwendet werden.
Verfahrensänderungen können die Assay-Leistung beeinträchtigen und zu falsch positiven, falsch negativen oder nicht interpretierbaren Ergebnissen führen. Die Empfehlungen sollten genau befolgt werden, um eine hohe Sensitivität und Spezifität des Assays zu gewährleisten. Ein Laboratorium, das Änderungen an diesem Protokoll vornehmen möchte, sollte die geänderten Methoden in Absprache mit der CDC validieren und bestätigen.
Postmortale Hirngewebeproben wurden im Rahmen routinemäßiger Überwachungs- oder Diagnoseaktivitäten der Pockenvirus- und Tollwutabteilung (CDC; Atlanta, GA, USA).
1. Entnahme von Hirngewebe für die postmortale Diagnose von Tollwut bei Tieren mit dem LN34-Pan-Lyssavirus-Echtzeit-RT-PCR-Assay
HINWEIS: Die Proben können Infektionserreger enthalten. Tragen Sie geeignete persönliche Schutzausrüstung (PSA) (schwere Gummihandschuhe oder andere schnittfeste Handschuhe, Laborkittel, wasserdichte Schürze, chirurgische Maske, Stiefel, Schutzhüllen und Gesichtsschutz) und befolgen Sie die erforderlichen Sicherheitsvorschriften für die Verwendung, Lagerung und Entsorgung von Proben. Eine Präexpositions-Tollwutimpfung, regelmäßige serologische Tests und Auffrischungsimpfungen (falls erforderlich) sind für jedermann erforderlich, der mit Lyssaviren oder bekannten oder potenziell infizierten Proben arbeitet, diese testet, herstellt oder Forschungsaktivitäten durchführt 2,3,4,6,10.
2. Protokoll für die RNA-Extraktion mit dem RNA MiniPrep Kit
3. Protokoll für den LN34-Pan-Lyssavirus-Echtzeit-RT-PCR-Assay
4. Interpretation der Ergebnisse
5. Aufbewahrung und Lagerung von Proben
Repräsentative Bilder eines erfolgreichen LN34-Assays, der auf einem ABI ViiA7 real-time PCR-Instrument durchgeführt wurde, sind in Abbildung 2 dargestellt. Die Anzeige der Ergebnisse auf einer logarithmischen Skala ermöglicht eine einfache Anzeige des Ct-Wertes, des Punktes, an dem die Kurve die Schwellenwertlinie überschreitet (Abbildung 2A,C). Bei der Darstellung auf einer linearen Skala wird die erfolgreiche Verstärkung als sigmoidale (oder "S"-förmige) Kurve dargestellt (Abbildung 2B, D), während negative Ergebnisse als gerade, flache Linie dargestellt werden sollten. Es wird empfohlen, die Ergebnisse sowohl in linearen als auch in logarithmischen Maßstabsansichten anzuzeigen, um mögliche Anomalien oder Fehler zu identifizieren. Typische positive und negative Ergebnisse in der Mehrkomponenten-Diagrammansicht sind in Abbildung 2E, F zu sehen, wo das Fluoreszenzniveau des Farbstoffs, der die Sonde markiert (FAM für LN34, VIC/HEX für βA), relativ zum passiven Farbstoff im Reaktionspuffer (ROX) beobachtet werden kann.
Beispiele für abnormale Ergebnisse sind in Abbildung 3 dargestellt. Vergleiche zwischen den Diagrammen erfolgreicher Läufe (Abbildung 2) und abnormalen Diagrammen (Abbildung 3) können verwendet werden, um atypische Läufe und Geräteprobleme zu isolieren. Abbildung 3A zeigt ein Signal, das den Schwellenwert überschreitet und einen Ct-Wert für LN34 erzeugt, aber die Verstärkungskurve ist sehr untypisch und steigt linear an. Das Mehrkomponentendiagramm (Abbildung 3B) zeigt auch eine Wellenlinie, die für eine positive Stichprobe nicht typisch ist. Dieses Beispiel zeigt, wie wichtig es ist, die Verstärkungsdiagramme anzuzeigen und nicht einfach Ct-Werte zu kopieren. Stellen Sie immer sicher, dass die Amplifikationskurven für alle Proben normal aussehen. Es wird auch empfohlen, das Diagramm mit mehreren Komponenten zu betrachten, um sicherzustellen, dass keine Unregelmäßigkeiten vorhanden sind. Gelegentlich können unübersichtliche Basissignale Ct-Werte erzeugen, wenn keine Verstärkung stattgefunden hat. Wenn Verstärkungssignale linear erscheinen, wird empfohlen, die Basislinie anzupassen, um zu sehen, ob die Kurve verschwindet. Im Falle eines ungewöhnlichen Signals sollte der gesamte Lauf wiederholt werden. Es wird empfohlen, Ihr real-time PCR-Gerät zu reinigen und eine Hintergrundplatte laufen zu lassen, wenn die Probleme weiterhin bestehen. Falls verfügbar, können PCR-Produkte auf einem Agarose-Gel laufen und/oder sequenziert werden, um ungewöhnliche Ergebnisse zu beheben. Es wird nicht empfohlen, die Ergebnisse der Gelelektrophorese oder Sequenzierung zur Bestimmung der diagnostischen Ergebnisse zu verwenden.
Frühere Studien haben eine geringe Variabilität zwischen Replikaten, Assay-Lauf, Bediener und Labor für den LN34-Assaygezeigt 7. Wenn eine hohe Variabilität (>±1,5 ct Unterschied) zwischen den Replikaten derselben Probe beobachtet wird, sollte diese RNA erneut getestet werden. Eine hohe Variabilität kann durch Probleme mit Pipetten, Laborpraktiken, falschem Pipettieren oder Echtzeit-PCR-Geräten verursacht werden. Die wiederholte Beobachtung einer hohen Variabilität über mehrere Proben oder über Testläufe hinweg kann auf systemische Probleme hinweisen. Proben mit niedriger RNA, die sich der Assay-Schwelle für eine positive Probe (Ct 35) nähern, können eine höhere Variabilität der Ct-Werte zwischen den Replikaten aufweisen. Eine Rücksprache mit der CDC und eine Fehlerbehebung können erforderlich sein, um die Ursache für die anhaltende Variabilität, die inkonsistenten Ergebnisse oder das Versagen des Assays zu beheben.
Die hohe Sensitivität von PCR-basierten Assays macht sie von Natur aus anfällig für Kontaminationen. Die strikte Einhaltung guter Laborpraktiken ist der beste Weg, um Kreuzkontaminationen zu mindern. Es ist wichtig zu wissen, wie man potenzielle Kontaminationen erkennt. Eine Reagenzkontamination sollte vermutet werden, wenn keine Vorlagenkontrolle und vermutete negative Probenvertiefungen in einem Assay-Lauf alle ähnliche Ct-Werte ergeben. Wiederholen Sie den Test mit neuen Aliquoten von PCR-Reagenzien (Puffer, Wasser, Primer und Enzym) und derselben RNA. Wenn alle Proben und die Extraktionskontrolle ähnliche CT-Werte ergeben, der NTC jedoch negativ ist, sollte die Kontamination der Extraktionsreagenzien untersucht und die Extraktion mit neuen Reagenzien wiederholt werden. Es empfiehlt sich, kleine Aliquots von Reagenzien zu erstellen, um das Risiko einer Kontamination zu verringern und die Möglichkeit zu vermeiden, dass große Mengen teurer Reagenzien entsorgt werden. Eine Kreuzkontamination der Probe ist schwieriger zu identifizieren. Bei Verdacht auf eine Probenkontamination ist die Probenentnahme beginnend mit dem ursprünglichen Gewebe zu wiederholen. In einigen Fällen kann die Sequenzierung der viralen RNA eine Kontamination bestätigen, insbesondere wenn sich die kontaminierende RNA stark von der erwarteten Virusvariante unterscheidet (z. B. ein im Labor verwendetes Kontrollvirus). Die Sequenzierung von zwei Proben, die gleichzeitig verarbeitet werden, kann feststellen, ob die Virussequenzen identisch sind, kann aber nicht aussagekräftig sein, wenn erwartet wird, dass die Sequenzen sehr ähnlich sind (z. B. dieselbe Variante, die im selben Landkreis gesammelt wurde). Bei Verdacht auf eine Kontamination der Probe mit der Positivkontroll-RNA kann man die LN34-Assay-Amplikons auf einem Agarose-Gel laufen lassen, um die Lyssavirus-RNA (165 bp) von der Positivkontroll-RNA (99 bp) zu unterscheiden. Die Sequenz des Templates, die zur Erzeugung der von CDC8 bereitgestellten Positivkontroll-RNA verwendet wird.
Bei anderen Krankheitserregern können Laboratorien verwendet werden, um den Schwellenwert manuell einzustellen, um "Rauschen" wie die schwache Verstärkung in Cyan in Abbildung 4 zu beseitigen. Diese Praxis wird für die Tollwutdiagnose NICHT empfohlen, da sie zu falsch negativen Ergebnissen mit schlimmen Folgen führen kann, da Tollwut fast zu 100% tödlich ist. Ändern Sie den Schwellenwert NICHT manuell, um negative Ergebnisse für schwache oder späte Amplifikationsproben zu erhalten. Diese Proben müssen erneut entnommen und/oder erneut getestet werden, um Tollwut auszuschließen.
Abbildung 1: Bildfeld, das die einseitige Ausbreitung des Tollwutvirus-Antigens in einem infizierten Esel durch direkten Fluoreszenz-Antikörpertest zeigt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Amplifikations- und Mehrkomponenten-Plots aus einem erfolgreichen LN34-Assay-Lauf. (A-D) Die Ergebnisdaten sind auf einer (A,C) logarithmischen Skala und (B,D) auf einer linearen Skala für den LN34- und βA-Assay dargestellt. Die Felder A und B zeigen die LN34-Ergebnisse von zwei Proben (in Rosa und Cyan) im Vergleich zur Positivkontrolle (in Gelb). In Feld B befindet sich eine flache grüne Linie, die eine zusätzliche negative Probe im Lauf darstellt. In A zeigen die grünen Linien keine Verstärkung und werden als unterbrochene Segmente dargestellt. Der Schwellenwert für den LN34-Assay wurde manuell auf 0,2 gesetzt und ist durch die rote horizontale Linie dargestellt. (C,D) Ergebnisse des βA-Assays für zwei Proben (rot und cyan). Der Schwellenwert für den βA-Assay wurde manuell auf 0,05 festgelegt. (E,F) Mehrkomponenten-Plots zeigen die Fluoreszenz (RFU) bei jedem Zyklus für FAM (LN34), VIC (βA) und ROX (passiver Farbstoff im AgPath-ID-Puffer). Die ROX-Werte sollten über alle Zyklen hinweg flach bleiben. Eine typische positive Probe ist in Feld E dargestellt; Die FAM-Fluoreszenz nimmt bei dieser Probe ab Zyklus 18 als sigmoidale Kurve zu. Eine typische negative Stichprobe ist in Panel F dargestellt, bei dem der FAM-Pegel über alle Zyklen hinweg parallel zum ROX-Pegel bleibt. Die Daten stammen von einem ABI ViiA7 Real-Time-PCR-Instrument. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Repräsentative Bilder des seltenen, atypischen Signals, das im LN34-Assay auf einem ViiA7 real-time PCR-Instrument beobachtet wurde. (A-F) Amplifikations- (A,C,E) und Mehrkomponenten- (B,D,F) Parzellen, die aufgrund von Bohrlochkontamination erstellt wurden. Die lineare Zunahme (A,C) und die wellenförmigen Fluktuationen (B,D) in der FAM-Fluoreszenz stellen keine echte Verstärkung dar, die auf der Form der Kurven und der Größe der Fluoreszenzänderung basiert. Die Panels A bis D stellen wahrscheinlich negative Stichproben dar, obwohl für das in den Panels A und B gezeigte Replikat ein Ct-Wert erzeugt wurde. Die Felder E und F zeigen ein seltsames wellenförmiges Signal, das im Mehrkomponentendiagramm leichter zu erkennen ist. Diese Art von Signal sollte untersucht werden und kann auf Geräteprobleme hinweisen, obwohl alle Kontrollen in diesem Lauf wie erwartet funktionierten. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: LN34 real-time RT-PCR-Kurven von 2 Proben mit Tollwutverdacht zeigen zwei Methoden zur Einstellung von Schwellenwerten. (A) Der LN34-Schwellenwert wurde auf 0,2 gesetzt (empfohlen für alle Durchläufe). (B) Manuelles Bestimmen eines anderen Schwellenwerts für jeden Lauf, um das als "Rauschen" (spätes Verstärkungssignal) ermittelte Signal zu maskieren. Die in Panel B verwendete Methode wird bei Tollwut NICHT empfohlen, da das Fehlen eines wirklich positiven Ergebnisses schwerwiegende Folgen hat. Eine späte Amplifikation kann auf eine schwache positive Probe, eine PCR-Hemmung oder eine fehlgeschlagene Extraktion in einem positiven Fall hinweisen. Es könnte auch auf eine Kreuzkontamination hinweisen. Die goldene Probe (gekennzeichnet durch schwarze Pfeile) ergibt einen Ct-Wert am Cutoff-Ton des Untersuchungsergebnisses und sollte nicht als negativ angesehen werden. Proben mit später Amplifikation sollten erneut extrahiert und erneut getestet werden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Tabelle 1: Primer- und Sondensequenzen und -konzentrationen, die in den Echtzeit-RT-PCR-Assays LN34lys (Singleplex LN34), LN34M (LN34 und βA multiplexed) verwendet wurden. LN34-Sonden werden am 5ʹ-Ende mit dem fluoreszierenden FAM-Farbstoff und am 3ʹ-Ende mit dem Black-Hole-Quencher (BHQ1) markiert. Die βA-Sonde ist am 5ʹ-Ende mit dem fluoreszierenden HEX-Farbstoff und am 3ʹ-Ende mit dem Schwarze-Loch-Quencher (BHQ1) markiert. Gesperrte Nukleotid-modifizierte Basen werden durch ein Plus vor der Base in der Sequenz angezeigt. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.
Tabelle 2: Assay-Setup für LN34lys-, Actin3- und LN34M-Assays. Namen, Sequenzen und Konzentrationen von Primern und Sonden sind in Tabelle 1 zu finden. LN34_F1 entspricht ACGCTTAACAACCAGATCAAAGAA7. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.
Tabelle 3: Zyklusparameter für ABI-Instrumente. WICHTIG: Stellen Sie sicher, dass Sie im STANDARD-Modus und nicht im FAST-Modus ausgeführt werden. ROX sollte als passiver Referenzfarbstoff ausgewählt werden. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.
Tabelle 4: Algorithmus zur Interpretation von LN34 real-time RT-PCR-Ergebnissen für Singleplex- (oben, blaue Tabelle) und Multiplex- (unten, rote Tabelle) Formate. Ein positives LN34-Ergebnis sollte als positiv angesehen werden, auch wenn das βA-Ergebnis negativ oder nicht schlüssig ist. Wenn LN34-Amplikon nicht nachgewiesen wird, muss der βA-Ct-Wert ≤ dem angegebenen Ct-Grenzwert liegen, um als negativ zu gelten. βA Ct-Werte geben Aufschluss über die Qualität der zu untersuchenden Probe und weisen auf eine mögliche Hemmung hin. Eine niedrige Konzentration in der ursprünglichen klinischen Probe kann die βA-Wachstumskurven beeinflussen, was zu keiner erkennbaren Amplifikation führt. Zu den weiteren Faktoren, die zum Scheitern des Nachweises von β-Aktin beitragen, gehören eine schlechte Extraktion von RNA aufgrund von RNA-Verlust oder Verschleppung von PCR-Inhibitoren, falsche Assay-Einrichtung und -Technik, unbefriedigende Probenart oder -qualität sowie Fehlfunktionen von Reagenzien oder Geräten. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.
Tabelle 5: Maßnahmen und Interpretationen der allgemeinen Ergebnisse für LN34-Assay-Kontrollen. Alle drei Kontrollen (Tollwut-Positivkontroll-RNA, Tollwut-Negativextraktionskontrolle und Kontrolle ohne Schablone) müssen die erwarteten Ergebnisse liefern, damit ein Lauf bestanden wird. Ein Fehlschlagen der Positivkontrolle oder keine Schablonenkontrolle kann auf ein Fehlpipettieren, ein Reagenz oder einen Geräteausfall hinweisen. Der gesamte Lauf, einschließlich aller getesteten RNA-Proben, muss wiederholt werden. Ein Ausfall der Extraktionskontrolle kann auf ein Problem während der Extraktion hinweisen, wie z. B. Reagenzfehler, falsches Pipettieren oder Kreuzkontamination. Die Entnahme aller Proben muss wiederholt werden. Ein Versagen der Kontrollen sollte für erfahrenes Laborpersonal selten sein. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.
Ein erfolgreicher LN34-Assay-Lauf erfordert eine Positivkontrolle, eine Extraktionskontrolle und keine Template-Kontrollreaktionen, die in jedem Assay-Lauf wie erwartet durchgeführt werden, oder der Lauf muss ungültig gemacht und wiederholt werden. Alle drei LN34-Positivkontroll-Replikatreaktionen sollten den Schwellenwert innerhalb des angegebenen Bereichs überschreiten, oder der Lauf sollte wiederholt werden. Die in früheren Publikationen 7,8 beschriebene Positivkontroll-RNA wird im βA-Assay nicht amplifiziert. Die Kontrollreaktionen ohne Template sollten keine Amplifikationskurven aufweisen, die die Schwellenwertlinie für den LN34- oder den βA-Assay überschreiten. Die Extraktionssteuerung sollte keine Amplifikation für LN34 aufweisen. Wenn in der NTC- oder Extraktionskontrolle eine unerwartete Amplifikation beobachtet wird, kann dies auf eine Kontamination hinweisen und den Lauf und die Wiederholungstests für alle Proben ungültig machen (siehe Tabelle 5). Benutzer können erwägen, zusätzliche Kontrollen hinzuzufügen, einschließlich einer No-Process-Kontrolle oder einer No-Sample-Extraktionskontrolle, um die βA-Kontamination der Extraktionsreagenzien durch den Wirt zu überwachen.
Da sich die Tollwutsterblichkeit 100 % nähert, wird empfohlen, jede schwache oder abnormale Amplifikation weiter zu untersuchen, auch wenn sie keinen Ct-Wert erzeugt. Negative oder NTC-Reaktionen sollten keine Amplifikation aufweisen, und die Fluoreszenz sollte in der Mehrkomponentenansicht als flache Linie parallel zur ROX-Fluoreszenz erscheinen. Beobachtungen von Kurven, insbesondere in mehreren Replikaten, können auf eine Kreuzkontamination oder ein schwaches positives Ergebnis hinweisen. Alle Replikate einer positiven Probe sollten amplifiziert werden, um ein gültiges positives Ergebnis zu erhalten. Wenn nur eine Teilmenge der Replikate in einem der Assays amplifiziert wird, sollte die Probe erneut getestet werden. Darüber hinaus sollte jede Probe, die stark schwankende Ergebnisse liefert (Ct-Wert-Unterschiede > ±1,5 zwischen den Wiederholungen), als ungültig betrachtet und die Probe erneut getestet werden. Wenn das Problem weiterhin besteht, sollte die Probe erneut extrahiert werden.
Es wird erwartet, dass eine tollwutpositive Probe, die aus ordnungsgemäß entnommenem und gelagertem Hirnstamm- und Kleinhirngewebe extrahiert wurde, einen Ct-Wert von weniger als 35 Zyklen für den LN34-Assay aufweist. Alle nicht eindeutigen Proben müssen erneut mittels LN34 real-time RT-PCR getestet werden. Wenn die Probe bei wiederholten Tests nicht schlüssig ist und alle Kontrollen wie erwartet durchgeführt wurden, wird eine erneute Extraktion der RNA empfohlen. Proben mit niedrigem Virus-RNA-Gehalt (LN34 ct > 35) können auf potenzielle Probleme hinweisen, wie z. B. Kontamination, geringe Viruslast, PCR-Hemmung oder fehlgeschlagene Extraktion. Sammeln Sie frische Stücke des Gehirns aus dem ursprünglichen Gewebe, führen Sie eine RNA-Extraktion durch und testen Sie die Probe erneut. Ebenso können Ct-Werte > 33 (Singleplex), 37 (LN34M) oder keine Amplifikation im βA-Assay auf eine fehlgeschlagene RNA-Extraktion hinweisen. Wiederholen Sie die Extraktion für solche Proben und wiederholen Sie dann den Test für LN34 und Aktin. Wenn eine Probe nach wiederholten Tests erneut ein nicht schlüssiges Ergebnis liefert, verwenden Sie eine sekundäre Methode wie den DFA-Test (auch FAT genannt), DRIT oder die Virusisolierung. Wenn weiterhin widersprüchliche oder nicht schlüssige Ergebnisse beobachtet werden, wenden Sie sich bitte an ein Tollwut-Referenzlabor, um einen Bestätigungstest durchzuführen.
Wenn Inhibitoren in einer RNA-Extraktion vorhanden sind, können PCR-Assays ein falsch negatives Ergebnis liefern. Wenn der Verdacht auf eine Hemmung besteht oder eine Hemmung der βA-Kontrollreaktionen (wie Ct-Wert > 33 oder Ct-Wert > 37) für eine bestimmte Probe festgestellt wird, sollte die extrahierte RNA bei 2 oder mehr Verdünnungen (z. B. 1:10 und 1:100 in nukleasefreiem Wasser) getestet werden, um potenzielle PCR-Inhibitoren zu verdünnen. Bei schwierigen Proben kann der RNA-Eintrag in der RT-PCR-Reaktion auf 8,5 μl erhöht werden, indem kein Wasser hinzugefügt wird. Dies kann auf eine erhöhte Hemmung (späterer Ct-Wert im Vergleich zu 2 μL Input-RNA) oder einen niedrigen RNA-Spiegel in der Originalprobe (früherer Ct-Wert bei Verwendung von 8,5 μL im Vergleich zu 2 μL Input-RNA) hindeuten.
Der LN34-Assay unterscheidet nicht zwischen Lyssaviren und bestimmt auch keine Tollwutvirusvarianten. Das LN34-Assay-Amplikon kann für die niedrig aufgelöste Typisierung von Tollwutvirusvarianten oder die Identifizierung von Lyssavirus-Speziessequenziert werden 11.
Keine zur Offenlegung
Wir würdigen die Bemühungen und die Zusammenarbeit vieler Laboratorien für Tollwutdiagnostik, die durch ihren offenen Datenaustausch und ihr Feedback zur Implementierung, Validierung und Optimierung des LN34-Assays beigetragen haben. Die Verwendung von Handelsnamen und kommerziellen Quellen dient nur zur Identifizierung und impliziert keine Billigung durch die Centers for Disease Control and Prevention, das U.S. Department of Health and Human Services oder die mit den Autoren verbundenen Institutionen. Die Schlussfolgerungen, Ergebnisse und Meinungen, die von den Autoren geäußert werden, spiegeln nicht unbedingt die offizielle Position des US-Gesundheitsministeriums, der Centers for Disease Control and Prevention oder der den Autoren angeschlossenen Institutionen wider.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
7500 Fast | Applied Biosystems | N/A | Do not substitute without validation |
7500 Fast Dx | Applied Biosystems | N/A | Do not substitute without validation |
ABI ViiA 7 | Applied Biosystems | N/A | Do not substitute without validation |
AgPath-ID One-Step RT-PCR Kit | ThermoFisher Scientific | AM1005 | Do not substitute without validation |
Beadbug6 | Benchmark Scientific | D1036 | |
Direct-zol RNA MiniPrep kit | Zymo Research | R2052 | |
MagNA Lyser green beads | Roche | 3358941001 | |
Microcentrifuge | Eppendorf | 5425 R | |
Optical 96-well Reaction Plates | ThermoFisher Scientific | 4346907 | |
Optical Adhesive covers | ThermoFisher Scientific | 4311971 | Alternative: caps |
Polyester fiber-tipped applicator swabs | BD BBL Polyester Fiber Tipped Application Swab | 220690 | |
QuantStudio 6Flex | Applied Biosystems | 4485691 | Do not substitute without validation |
Quaternary ammonium disinfectant (1:256) | LYSOL | WBB56939 | Do not substitute without validation |
RNase AWAY | ThermoFisher Scientific | 7002PK | |
RNaseZap | ThermoFisher Scientific | AM9780 | |
Single-use scalpel, a scalpel with a safety mechanism | Integra Miltex | 4-510 | |
Sterile polyproylene microcentrifuge tubes (1.5 mL), nuclease free | Sarstedt | 72.692.405 | |
Sterile polyproylene microcentrifuge tubes (2 mL), nuclease free | Sarstedt | 72.694.600 | |
TRIzol Reagent | ThermoFisher Scientific | 15596026 | Do not substitute without validation |
Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden
Genehmigung beantragenThis article has been published
Video Coming Soon
Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten