Wir danken Mitglieder der Tuschl Labor für hilfreiche Diskussionen. MH ist durch den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD) unterstützt. Diese Arbeit wurde vom Schweizerischen Nationalfonds Grant # 3100A0-114001 bis MZ unterstützt; TT ist ein HHMI Ermittler, und die Arbeit in seinem Labor wurde durch die NIH gewährt GM073047 und MH08442 und der Starr Foundation unterstützt.

Das Protokoll beschreibt die PAR-CliP Verfahren für HEK293-Zellen, die FLAG / IGF2BP1 bei Induktion mit Doxycyclin HA-markierten. Wir werden eine Anti-FLAG-Antikörper für die Immunpräzipitation verwendet werden. PAR-Clip wird mit jeder Zelllinie nachweisbare Mengen des endogenen, untagged RNA bindenden Proteins (RBP) von Interesse, wenn eine effiziente Antikörper für die Immunpräzipitation ist Arbeit. Expanding Cells <ol><li> Expand FlpIn-HEK293/TO/FLAG/HA-IGF2BP1 Zellen in Wachstumsmedium. Wir empfehlen zwischen 100-400 x 10 6 Zellen (ca. 10 bis 40 15 cm Zellkulturplatten) mit als Ausgangspunkt. Wachsen sie auf etwa 80% Konfluenz. </li><li> 14 h vor dem Vernetzen add a) 4-Thiouridin bis zu einer Endkonzentration von 100 nM (1:1000 v / v einer 1 M 4-Thiouridin Stammlösung) direkt an das Zellkulturmedium und b) induzieren die Expression der FLAG / HA getaggt IGF2BP1 durch Zugabe von 1 pg / ml Doxycyclin (1:10.000 v / v von 10 mg / ml Doxycyclin Stammlösung). HINWEIS: statt 4-Thiouridin können Sie auch 100 uM von 6-thioguanosine. </li></ol> UV-Crosslinking <ol><li> Wash-Zellen einmal mit 10 ml eiskaltem PBS pro Platte und entfernen PBS vollständig. </li><li> Legen Platten auf einem Tablett mit Eis und bestrahlen mit 0,15 J / cm 2 von 365 nm UV-Licht in einem Stratalinker 2400 (Stratagene) oder ein ähnliches Gerät entdeckt. </li><li> Scrape-Zellen mit einem Gummi-Polizist in 1 ml PBS pro Platte, Transfer zum 50 ml Zentrifugenröhrchen sammeln und durch Zentrifugation bei 500 xg für 5 min bei 4 ° C und den Überstand verwerfen. 100 x 10 6 HEK293-Zellen (10 15 cm-Platten) werden Ausbeute ca.. 1 ml des nassen Zellpellets. </li><li> (Optional) Wenn Sie nicht direkt weiter mit Zelllyse wollen, frieren Schock das Zellpellet in flüssigem Stickstoff eingefroren und bei -80 ° C. Zellpellets können für mindestens 12 Monate gelagert werden. </li></ol> Zelllyse und RNaseT1 verdauen <ol><li> Nehmen Sie Zellpellet aus vernetzten Zellen in 3 Bänden von 1x NP40-Lysepuffer und auf Eis inkubieren für 10 min. </li><li> Klare Zelllysat durch Zentrifugation bei 13.000 xg für 15 min bei 4 ° C. </li><li> Deaktivieren Sie das Lysat durch Filtrieren über eine 0,2 um Membran Spritzenfilter (Pall Acrodisc oder gleichwertig). </li><li> Add RNase T1 (Fermentas, 10.000 U / ul) auf eine Endkonzentration von 1 U / ul und inkubieren in einem Wasserbad für 15 min bei 22 ° C. Coole Reaktion anschließend für 5 min auf Eis, bevor Sie fortfahren. </li></ol> Immunpräzipitation und Wiederherstellung von vernetzten Ziel-RNA-Fragmente Mit dem Magnetabscheider Befolgen Sie diese Richtlinien in der Probenvorbereitung auf die magnetischen Beads vor dem Austrocknen zu verhindern. <ol><li> Das Röhrchen mit den Perlen auf den magnetischen Ständer für 1 2 Minuten. </li><li> Fügen Sie den Puffer in die Röhre, während der Schlauch auf dem Magnetabscheider. </li><li> Cap der Röhre, entfernen Sie sie aus dem Magnetabscheider und resuspendieren Perlen. Sie können die Perlen durch flicking das Rohr mit dem Finger resuspendieren oder verwenden Sie einen Vortexer bei 5 6 gesetzt. </li><li> Kurz zentrifugieren, um Beads, die in die Röhre Kappe verbleiben können zu sammeln. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 1 bis 4 wie erforderlich. </li></ol> Herstellung von magnetischen Kügelchen <ol><li> Transfer 10 ul der Dynabeads Protein G magnetischen Partikeln (Invitrogen) pro ml Zelllysat (bei einem typischen Experiment sollte ca.. 40 50 ul von Kugeln) in ein 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen. Wash Perlen zweimal mit 1 ml Citrat-Phosphat-Puffer. </li><li> Resuspendieren in das doppelte Volumen von Citrat-Phosphat-Puffer gegenüber dem ursprünglichen Volumen von Beadsuspension. </li><li> Add 0,25 ug der anti-FLAG M2 monoklonalen Antikörper (Sigma) pro ml Suspension und Inkubation auf einem rotierenden Rad für 40 min bei Raumtemperatur. </li><li> Wash Perlen zweimal in 1 ml Citrat-Phosphat-Puffer, um ungebundenen Antikörper zu entfernen. </li><li> Resuspendieren Perlen in das doppelte Volumen von Citrat-Phosphat-Puffer gegenüber dem ursprünglichen Volumen von Beadsuspension. </li></ol> Immunpräzipitation (IP), zweite RNase T1 Verdauung und Dephosphorylierung <ol><li> Add 20 ul frisch zubereiteten Antikörper-konjugierten magnetischen Beads pro ml teilweisen RNase T1 behandelt Zelllysat und inkubieren in 15 ml Zentrifugenröhrchen auf einem rotierenden Rad für 1 h bei 4 ° C. </li><li> Sammeln magnetische Perlen auf einer magnetischen Partikel Sammler für 15 und 50 ml Zentrifugenröhrchen (Invitrogen) und Transfer zu 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen. </li><li> Wash Perlen 3-mal in 1 ml IP-Waschpuffer. </li><li> Add RNaseT1 (Fermentas, 10.000 U / ul) auf eine Endkonzentration von 100 U / ul und inkubieren der Beadsuspension in einem Wasserbad für 15 min bei 22 ° C. Coole anschließend auf Eisfür 5 min. </li><li> Wash Perlen 3-mal in 1 ml der High-Salz Waschpuffer. </li><li> Resuspendieren Perlen in 1 Volumen Dephosphorylierungspuffer </li><li> Add Kälberdarm alkalische Phosphatase (CIAP, NEB) auf eine Endkonzentration von 0,5 U / ul, und inkubieren der Suspension für 10 min bei 37 ° C. </li><li> Wash Perlen zweimal in 1 ml der Phosphatase Waschpuffer </li><li> Wash Perlen zweimal in Polynukleotidkinase (PNK)-Puffer ohne DTT (DTT-Konzentration, die für die enzymatische Reaktion ist hoch genug, um die magnetischen Beads Schaden). </li><li> Resuspendieren Perlen in einem Original bead Volumen von PNK-Puffer </li></ol> Radiomarkierung von RNA-Segmente vernetzt immunpräzipitiert Proteine <ol><li> Um der Beadsuspension oben beschrieben, fügen Υ-32 P-ATP zu einer Endkonzentration von 0,5 Ci / ul und T4 PNK (NEB) auf 1 U / ul in einem Original bead Volumen. Inkubieren der Suspension für 30 min bei 37 ° C. </li><li> Fügen Sie nicht radioaktiven ATP zu einer Endkonzentration von 100 uM zu erhalten und Inkubation für weitere 5 min bei 37 ° C. </li><li> Waschen Sie die magnetischen Beads 5-mal mit 800 ul PNK-Puffer ohne DTT. </li><li> Resuspendieren der Beads in 70 ul SDS-PAGE-Ladepuffer. </li></ol> SDS-PAGE und Elektroelution aus vernetztem RNA-Protein-Komplexe aus Gelscheiben <ol><li> Inkubieren Sie die radioaktiv markierten Suspension für 5 min in einem Heizblock bei 95 ° C zu denaturieren und lassen Sie die immunpräzipitiert RBP mit vernetzten RNA und vortexen. </li><li> Entfernen Sie die magnetische Kügelchen auf dem Separator und den Überstand in ein sauberes 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen. </li><li> Last 40 ul des Überstandes pro Vertiefung einer Novex Bis-Tris 4-12% (Invitrogen) Fertigteile Polyacrylamidgel und führen Sie das Gel für 55 min bei 200 V. </li><li> Demontieren Sie die Gelkammer und Abbau des Gels, so dass es montiert auf einer Platte. Zur Erleichterung der Ausrichtung des Gels auf die Phosporimager Papierausdruck, empfehlen wir implantieren drei winzige radioaktive Gelstückchen asymmetrisch an drei der vier Ecken des Gels. Radioaktive Gelstücke können von Gelen, die bisher verwendet wurden, um radioaktiv markierte synthetische Oligonukleotide reinigen gesammelt werden. Wickeln Sie das Gel in Kunststoff-Folie (zB Frischhaltefolie), um Verunreinigungen zu vermeiden. </li><li> Setzen Sie das Gel auf eine ausgeblendet Phosporimager Bildschirm für 1 h und visualisieren auf einem Phosporimager. </li><li> Richten Sie das Gel auf der Oberseite des Phosporimager Ausdruck mit dem implantierten Gelstückchen zur Orientierung. Schneiden Sie die Bänder, die zu der erwarteten Größe von RBP (IGF2BP1, ca.. 75 kDa) entsprechen und in ein D-Tube Dialysator Midi Tube und fügen Sie 800 ul 1x SDS Laufpuffer. </li><li> Electroelute das vernetzte RNA-RBP-Komplex in 1x SDS-Laufpuffer bei 100 V für 2 h. aus dem Gel und elektroeluiert in einem D-Rohr Dialysator Midi (Novagen) in 800 ul SDS Laufpuffer gemäß den Anweisungen des Herstellers. </li></ol> Proteinase K-Verdau <ol><li> Fügen Sie dem gleichen Volumen 2x Proteinase K Puffer mit Bezug auf die electroeluate, durch die Zugabe von Proteinase K (Roche) auf eine Endkonzentration von 1,2 mg / ml an. Inkubieren für 30 min bei 55 ° C. </li><li> Recover der RNA durch saure Phenol / Chloroform / IAA-Extraktion (25:24:1, pH 4,0), gefolgt von einer Chloroform-Extraktion. Add 1 ul Glykogen (10 mg / ml Stammlösung) Fällung der RNA durch Zugabe von 3 Volumen Ethanol. Lösen Sie das Pellet in 10,5 ul Wasser. </li></ol> cDNA-Bibliothek Vorbereitung und Deep-Sequencing Carry das gewonnene RNA über einen Standard-cDNA-Bibliothek Vorbereitung Protokoll ursprünglich für das Klonen von kleinen regulatorischen RNAs 19 beschrieben. Der erste Schritt, 3 &#39;Adaptorligation, wurde, wie auf einem 20 ul Skala In 10.5 ul des gewonnenen RNA beschrieben. Verwenden Sie die Solexa-Sequenzierung Adapter-Sets beschrieben. Je nach der Menge der RNA erholt, kann 5&#39;-Adapter-3&#39;-Adapter Produkte ohne Einsätze nach Amplifikation der cDNA als zusätzliche PCR-Bands erkannt werden. In solchen Fällen, Verbrauchsteuer je länger PCR-Produkt der erwarteten Größe von einem 3% NuSieve niedrigen Schmelzpunkt Agarosegel eluiert das PCR-Produkt aus dem Gel Stücke mit dem GelElute Kit (Qiagen) und die Sequenz mit der Solexa-Technologie. Ein Solexa-Sequenzierung laufen in der Regel bietet zwischen 6 und 10 Millionen Reihenfolge liest, dass genug sind für eine Transkriptom breite Abdeckung der Bindungsstellen der RNA-bindenden Proteinen. Die bioinformatische Analyse Sorgfältige bioinformatische Analyse der Sequenz liest getan werden muss, um aussagekräftige Einblicke in die RNA-Bindungsstellen für die untersuchten RBP, wie die RNA-Erkennung Element, das bevorzugte bindenden Regionen der RBP hat (exonische vs intronischen zu erhalten, kodierender Sequenz vs unübersetzt Sequenz). Die Sequenzabschnitte müssen gegen die Genom-und EST-Datenbanken ausgerichtet werden. Wir verwenden normalerweise liest Mapping eindeutig das Genom mit bis zu einem Missverhältnis, Insertion oder Deletion von Clustern von Sequenz zu bauen heißt es, dass kann dann weiter analysiert werden. Die Frequenz der charakteristischen Mutationen in den gruppierten sequenziert liest, T zu C-Übergänge bei der Verwendung von 4-SU und G bis A-Übergänge bei der Verwendung von 6-SG, sind bezeichnend für erfolgreich vernetzt Sequenzen. In unserer Erfahrung unvernetzten RNAs mit 4-SU beschriftet zeigen einen Hintergrund Mutationsrate von ca. 20%. Diese Rate wird erhöht auf ca.. 50-80% auf Vernetzung. Eine detaillierte Beschreibung der bioinformatischen Analyse kann in der ergänzenden Material der Veröffentlichung von Hafner et al. 18 Optional Steps Bestimmung der Inkorporation Ebenen des 4-Thiouridin in Gesamt-RNA Isolieren der Gesamt-RNA aus der Zelllinie stabil exprimieren die RBP von Interesse nach wächst in Medium mit 100 uM 4SU 16 h vor der Ernte ergänzt. Als Kontrolle Ernte Zellen ohne 4SU hinaus gewachsen. Isolieren der Gesamt-RNA durch Zugabe von 3 Volumen Trizol Reagenz (Sigma) zu den gewaschenen Zellpellets nach Angaben des Herstellers s Anweisungen. war weiter zu reinigen Gesamt-RNA mit Qiagen RNeasy nach dem Protokoll des Herstellers. Um zu verhindern, Oxidation von 4SU während der RNA-Isolierung und Analyse, fügen 0,1 mM Dithiothreitol (DTT), um den Waschpuffer und nachfolgende enzymatische Schritte. Digest und dephosphoryliert Gesamt-RNA zu einzelnen Nukleoside zur HPLC-Analyse, wie zuvor beschrieben 20. Kurz gesagt, in einem 30 ul Volumen, inkubieren 40 ug des gereinigten Gesamt-RNA wurden für 16 h bei 37 ° C mit 0,4 U bakterieller alkalischer Phosphatase (Worthington Biochemical) und 0,09 U Schlangengift-Phosphodiesterase (Worthington Biochemical). Als Referenz-Standard, mit einem synthetischen 4SU-markierte RNA, (wir standardmäßig verwenden CGUACGCGGAAUACUUCGA (4SU) U) und unterliegen auch sie enzymatische Verdauung abgeschlossen. Trennen Sie die resultierenden Mischungen von Ribonukleosiden durch HPLC auf einer Supelco Entdeckung C18 (gebundene Phase Silica 5 uM Partikel, 250 x 4,6 mm) Reverse-Phase-Säule (Bellefonte PA, USA). HPLC Puffer 0,1 M TEAA in 3% Acetonitril (A) und 90% Acetonitril in Wasser (B). Verwenden Sie einen isokratischen Gradienten: 0% B für 15 min, 0 bis 10% B für 20 min, 10 bis 100% B für 30 min. Tragen Sie eine 5 min 100% B waschen angewendet zwischen den Läufen auf der HPLC-Säule zu reinigen. Repräsentative Ergebnisse <img src="/files/ftp_upload/2034/2034fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1 (rechts) zeigt ein repräsentatives Ergebnis einer PAR-Clip mit Zelllinien, FLAG / HA-markierten IGF2BP1 mit 4-SU und 6-SG durchgeführt. Beachten Sie, dass die Vernetzung Effizienz des 6-SG für IGF2BP1 niedriger als die Vernetzungseffizienz für 4-SU ist. Die untere Vernetzungseffizienz wird in eine höhere Hintergrund-Sequenzen aus Fragmenten von reichlich zellulären RNAs abgeleitete Ergebnis und deshalb sollten Sie sich überlegen Aufstockung des Experiments bei der Verwendung von weniger effizienten photoreaktiven Nukleoside. Der linke Teil der Abbildung 1 zeigt einen Vergleich der mit verschiedenen photoreaktiven Uridin-Analoga, die potenziell für PAR-CliP werden im Vergleich zu herkömmlichen UV 254 nm Vernetzung könnte verwendet werden. Die Intensität der radioaktiven Bande der richtigen Länge gibt Ihnen eine gute Idee, ob die PAR-CliP Experiment hat funktioniert, und Sie haben genügend RNA isoliert zu tragen durch ein kleines RNA-Sequenzierung Protokoll (Schritt-für-Schritt-Beschreibung für cDNA-Bibliothek Herstellung kleiner RNAs Sequenzierung kann in 19 zu finden). Die Häufigkeit der charakteristische Mutationen im sequenziert liest, T zu C-Übergänge bei der Verwendung von 4-SU und G bis A-Übergänge bei der Verwendung von 6-SG, sind bezeichnend für erfolgreich vernetzt Sequenzen. In unserer Erfahrung unvernetzten RNAs mit 4-SU beschriftet zeigen einen Hintergrund Mutationsrate von ca. 20%. Diese Rate wird erhöht auf ca.. 50-80% auf Vernetzung.

<ol>
	<li>Keene, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNA+regulons:+coordination+of+post-transcriptional+events.">RNA regulons: coordination of post-transcriptional events.</a> Nat. Rev. Genet. 8 (7), 533-533 (2007).</li><li>Tenenbaum, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identifying+mRNA+subsets+in+messenger+ribonucleoprotein+complexes+by+using+cDNA+arrays.">Identifying mRNA subsets in messenger ribonucleoprotein complexes by using cDNA arrays.</a> Proc. Nat. Acad. Sci. 97 (26), 14085-14085 (2000).</li><li>Gerber, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome-wide+identification+of+mRNAs+associated+with+the+translational+regulator+PUMILIO+in+Drosophila+melanogaster.">Genome-wide identification of mRNAs associated with the translational regulator PUMILIO in Drosophila melanogaster.</a> Proc. Nat. Acad. Sci. 103 (12), 4487-4487 (2006).</li><li>Lopez de Silanes, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+target+RNA+motif+for+RNA-binding+protein+HuR.">Identification of a target RNA motif for RNA-binding protein HuR.</a> Proc. Nat. Acad. Sci. 101 (9), 2987-2987 (2004).</li><li>Greenberg, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultraviolet+light-induced+crosslinking+of+mRNA+to+proteins.">Ultraviolet light-induced crosslinking of mRNA to proteins.</a> Nucl. Acids Res. 6 (2), 715-715 (1979).</li><li>Wagenmakers, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cross-linking+of+mRNA+to+proteins+by+irradiation+of+intact+cells+with+ultraviolet+light.">Cross-linking of mRNA to proteins by irradiation of intact cells with ultraviolet light.</a> Eur. J. Biochem. 112 (2), 323-323 (1980).</li><li>Mayrand, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structure+of+nuclear+ribonucleoprotein:+identification+of+proteins+in+contact+with+poly(A)++heterogeneous+nuclear+RNA+in+living+HeLa+cells.">Structure of nuclear ribonucleoprotein: identification of proteins in contact with poly(A)+ heterogeneous nuclear RNA in living HeLa cells.</a> The Journal of Cell Biology. 90 (2), 380-380 (1981).</li><li>Dreyfuss, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+heterogeneous+nuclear+RNA-protein+complexes+in+vivo+with+monoclonal+antibodies.">Characterization of heterogeneous nuclear RNA-protein complexes in vivo with monoclonal antibodies.</a> Mol. Cell. Biol. 4 (6), 1104-11 (1984).</li><li>Adam, S. A., Dreyfuss, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adenovirus+proteins+associated+with+mRNA+and+hnRNA+in+infected+HeLa+cells.">Adenovirus proteins associated with mRNA and hnRNA in infected HeLa cells.</a> J. Virol. 61 (10), 3276-3276 (1987).</li><li>Ule, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CLIP+identifies+Nova-regulated+RNA+networks+in+the+brain.">CLIP identifies Nova-regulated RNA networks in the brain.</a> Science. 302 (5648), 1212-1212 (2003).</li><li>Licatalosi, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HITS-CLIP+yields+genome-wide+insights+into+brain+alternative+RNA+processing.">HITS-CLIP yields genome-wide insights into brain alternative RNA processing.</a> Nature. 456 (7221), 464-464 (2008).</li><li>Yeo, G. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+RNA+code+for+the+FOX2+splicing+regulator+revealed+by+mapping+RNA-protein+interactions+in+stem+cells.">An RNA code for the FOX2 splicing regulator revealed by mapping RNA-protein interactions in stem cells.</a> Nat. Struct. Mol. Biol. 16 (2), 130-130 (2009).</li><li>Sanford, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Splicing+factor+SFRS1+recognizes+a+functionally+diverse+landscape+of+RNA+transcripts.">Splicing factor SFRS1 recognizes a functionally diverse landscape of RNA transcripts.</a> Genome Res. 19 (3), 381-381 (2009).</li><li>Granneman, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+protein+binding+sites+on+U3+snoRNA+and+pre-rRNA+by+UV+cross-linking+and+high-throughput+analysis+of+cDNAs.">Identification of protein binding sites on U3 snoRNA and pre-rRNA by UV cross-linking and high-throughput analysis of cDNAs.</a> Proc. Nat. Acad. Sci. , (2009).</li><li>Guil, S., Caceres, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+multifunctional+RNA-binding+protein+hnRNP+A1+is+required+for+processing+of+miR-18a.">The multifunctional RNA-binding protein hnRNP A1 is required for processing of miR-18a.</a> Nat. Struct. Mol. Biol. 14 (7), 591-591 (2007).</li><li>Chi, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Argonaute+HITS-CLIP+decodes+microRNA-mRNA+interaction+maps.">Argonaute HITS-CLIP decodes microRNA-mRNA interaction maps.</a> Nature. 460 (7254), 479-479 (2009).</li><li>Zisoulis, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comprehensive+discovery+of+endogenous+Argonaute+binding+sites+in+Caenorhabditis+elegans.">Comprehensive discovery of endogenous Argonaute binding sites in Caenorhabditis elegans.</a> Nat. Struct. Mol. Biol. , (2010).</li><li>Hafner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcriptome-wide+identification+of+RNA-binding+protein+and+microRNA+target+sites+by+PAR-CLIP.">Transcriptome-wide identification of RNA-binding protein and microRNA target sites by PAR-CLIP.</a> Cell. , (2010).</li><li>Hafner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+microRNAs+and+other+small+regulatory+RNAs+using+cDNA+library+sequencing.">Identification of microRNAs and other small regulatory RNAs using cDNA library sequencing.</a> Methods. 44 (1), 3-3 (2008).</li><li>Andrus, A., Kuimelis, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Base+composition+analysis+of+nucleosides+using+HPLC.">Base composition analysis of nucleosides using HPLC.</a> Current Protocols in Nucleic Acid Chemistry. Chapter 10 (Unit 10.6), (2001).</li></ol>

TT ist Mitbegründer und wissenschaftlicher Berater Alnylam Pharmaceuticals und Berater Regulus Therapeutics.

Puffer und Reagenzien Wachstumsmedium HEK293-Zellen <ul><li> DMEM </li><li> 10% FBS </li><li> 2 mM L-Glutamin </li><li> 100 U / ml Penicillin </li><li> 100 U / ml Streptomycin </li><li> 100 pg / ml Hygromycin </li><li> 15 ug / ml Blasticidin </li></ul> 4-Thiouridin Stammlösung (1 M) <ul><li> 260,27 mg 4-Thiouridin </li><li> 1 ml DMSO </li></ul> Doxycyclin Lager (10 mg / ml) <ul><li> 10 mg Doxycyclin </li><li> 1 ml DMSO </li></ul> 1x NP40-Lysepuffer Bereiten Sie einen Bestand von 5x Puffer ohne DTT und Protease-Inhibitoren. Add DTT und Protease-Inhibitor direkt vor dem Experiment. <ul><li> 50 mM HEPES, pH 7,5 </li><li> 150 mM KCl </li><li> 2 mM EDTA </li><li> 1 mM NaF </li><li> 0,5% (v / v) NP40 </li><li> 0,5 mM DTT </li><li> komplette EDTA-freie Protease Inhibitor Cocktail (Roche) </li></ul> Citrat-Phosphat-Puffer <ul><li> 4,7 g / l Zitronensäure </li><li> 9,2 g / l Na 2 HPO 4 </li><li> pH 5,0 </li></ul> IP-Waschpuffer <ul><li> 50 mM HEPES-KOH, pH 7,5 </li><li> 300 mM KCl </li><li> 0,05% (v / v) NP40 </li><li> 0,5 mM DTT (add direkt vor Experiment) </li><li> komplette EDTA-freie Protease Inhibitor Cocktail (Roche) (add direkt vor Experiment) </li></ul> High-Salz Waschpuffer <ul><li> 50 mM HEPES-KOH, pH 7,5 </li><li> 500 mM KCl </li><li> 0,05% (v / v) NP40 </li><li> 0,5 mM DTT (add direkt vor dem Experiment) </li><li> komplette EDTA-freie Protease Inhibitor Cocktail (Roche) (add direkt vor dem Experiment) </li></ul> Dephosphorylierungspuffer <ul><li> 50 mM Tris-HCl, pH 7,9 </li><li> 100 mM NaCl </li><li> 10 mM MgCl 2 </li><li> 1 mM DTT </li></ul> Phosphatase Waschpuffer <ul><li> 50 mM Tris-HCl, pH 7,5 </li><li> 20 mM EGTA </li><li> 0,5% (v / v) NP40 </li></ul> Polynukleotid-Kinase (PNK)-Puffer ohne DTT <ul><li> 50 mM Tris-HCl, pH 7,5 </li><li> 50 mM NaCl </li><li> 10 mM MgCl 2 </li></ul> PNK-Puffer <ul><li> 50 mM Tris-HCl, pH 7,5 </li><li> 50 mM NaCl </li><li> 10 mM MgCl 2 </li><li> 5 mM DTT </li></ul> SDS-PAGE-Ladepuffer <ul><li> 10% Glycerin (v / v) </li><li> 50 mM Tris-HCl, pH 6,8 </li><li> 2 mM EDTA </li><li> 2% SDS (w / v) </li><li> 100 mM DTT </li><li> 0,1% Bromphenolblau </li></ul> 2x Proteinase K-Puffer <ul><li> 100 mM Tris-HCl, pH 7,5 </li><li> 150 mM NaCl </li><li> 12,5 mM EDTA </li><li> 2% (w / v) SDS </li></ul>

par-clip - a method to identify transcriptome-wide the binding sites of rna binding proteins

RNA-Transkripte sind post-transkriptionellen Genregulation durch die Interaktion mit Hunderten von RNA-bindenden Proteinen (RBPs) und microRNA-haltigen Ribonukleoproteinkomplexe (miRNPs), die oft in einem Zelltyp abhängig exprimiert werden. Unterzogen Um zu verstehen, wie das Zusammenspiel dieser RNA-bindenden Faktoren beeinflusst die Regulierung einzelner Transkripte, hochauflösende Karten von in vivo Protein-RNA-Wechselwirkungen sind notwendig 1. Eine Kombination von genetischen, biochemischen und computergestützte Ansätze sind in der Regel angewendet, um RNA-RBP-oder RNA-RNP-Interaktionen zu identifizieren. Microarray-Profiling von RNAs mit immunopurified RBPs assoziiert (RIP-Chip) 2 definiert Ziele bei einer Transkriptom-Ebene, aber ihre Anwendung ist die Charakterisierung von kinetisch stabile Interaktionen und nur in seltenen Fällen 3,4 erlaubt es, die RBP Anerkennung Element (RRE identifizieren begrenzt ) innerhalb der langen Ziel-RNA. Mehr direkte RBP Zielort Informationen wird durch die Kombination in vivo UV-Vernetzung mit 5,6 Immunpräzipitation 7-9 durch die Isolierung aus vernetztem RNA-Segmenten und cDNA-Sequenzierung (CLIP) 10 gewonnen wird. CLIP wurde benutzt, um Ziele einer Reihe von RBPs 11-17 identifizieren. Allerdings ist CLIP durch die geringe Effizienz der UV 254 nm RNA-Protein-Vernetzung beschränkt, und die Lage der Vernetzung ist nicht leicht zu identifizieren innerhalb des sequenzierten vernetzt Fragmente, was es schwierig macht UV-vernetzten Ziel-RNA-Segmente aus dem Hintergrund nicht-vernetzten separaten RNA-Fragmente auch in der Probe vorhanden. Wir entwickelten eine starke Zell-basierten Ansatz zur Vernetzung bei hoher Auflösung und Transkriptom-weiten Bindungsstellen der zellulären RBPs und miRNPs feststellen, dass wir als PAR-Clip (Photoaktivierbare-Ribonucleosid-Enhanced Vernetzung und Immunpräzipitation) (siehe Abb.. 1A für eine Gliederung der Methode). Die Methode beruht auf dem Einbau von photoreaktiven Ribonukleosid Analoga, wie 4-Thiouridin (4-SU) und 6-thioguanosine (6-SG) in naszierenden RNA-Transkripte von lebenden Zellen. Die Bestrahlung der Zellen durch UV-Licht von 365 nm induziert eine effiziente Vernetzung von photoreaktiven Nukleosid-markierten zellulären RNAs zu interagieren RBPs. Immunpräzipitation des RBP in der Umgebung ist durch Isolierung des vernetzten und coimmunoprecipitated RNA gefolgt. Die isolierte RNA wird in einer cDNA-Bibliothek umgewandelt und tiefe sequenziert mit Solexa-Technologie. Ein charakteristisches Merkmal von cDNA-Bibliotheken von PAR-CliP vorbereitet ist, dass die genaue Position der Vernetzung durch Mutationen mit Wohnsitz in der sequenzierten cDNA identifiziert werden können. Bei der Verwendung von 4-SU, Thymidin vernetzt Sequenzen zu Cytidin Übergang, während mit 6-SG-Ergebnis in Guanosin zu Adenosin-Mutationen. Das Vorhandensein der Mutationen in vernetzten Sequenzen ist es möglich, sie aus dem Hintergrund der Sequenzen aus reichlich zellulären RNAs abgeleitet trennen. Die Anwendung der Methode auf eine Reihe von verschiedenen RNA-bindende Proteine ​​wurde in Hafner et al. 18

Watch this Scientific Journal Video about PAR-CliP - A Method to Identify Transcriptome-wide the Binding Sites of RNA Binding Proteins at JoVE.com

PAR-CliP - A Method to Identify Transcriptome-wide the Binding Sites of RNA Binding Proteins

RNA-Transkripte sind Gegenstand intensiver posttranskriptioneller Regelung, die durch eine Vielzahl von trans-agierenden RNA-bindende Proteine ​​(RBPs) vermittelt wird. Hier präsentieren wir Ihnen eine verallgemeinerbare Methode zur Identifizierung und präzise auf Transkriptom-weiten Skala der RNA-Bindungsstellen von RBPs.

PAR-Clip - Ein Verfahren zur Transkriptom-weiten die Bindungsstellen des RNA-bindende Proteine ​​Identifizieren

RNA transcripts are subjected to post-transcriptional gene regulation by interacting with hundreds of RNA-binding proteins (RBPs) and microRNA-containing ...

par-clip-method-to-identify-transcriptome-wide-binding-sites-rna

Research

JoVE Journal

Biology

53.2K Aufrufe.  Rockefeller University. RNA-Transkripte sind Gegenstand intensiver posttranskriptioneller Regelung, die durch eine Vielzahl von trans-agierenden RNA-bindende Proteine ​​(RBPs) vermittelt wird. Hier präsentieren wir Ihnen eine verallgemeinerbare Methode zur Identifizierung und präzise auf Transkriptom-weiten Skala der RNA-Bindungsstellen von RBPs.

Serie: PAR-CliP - A Method to Identify Transcriptome-wide the Binding Sites of RNA Binding Proteins

Actin Co-Sedimentation Assay; for the Analysis of Protein Binding to F-Actin

The actin cytoskeleton within the cell is a network of actin filaments that allows the movement of cells and cellular processes, and that generates tension and helps maintains cellular shape.  Although the actin cytoskeleton is a rigid structure, it is a dynamic structure that is constantly remodeling.  A number of proteins can bind to the actin cytoskeleton.  The binding of a particular protein to F-actin is often desired to support cell biological observations or to further understand dynamic processes due to remodeling of the actin cytoskeleton. The actin co-sedimentation assay is an in vitro assay routinely used to analyze the binding of specific proteins or protein domains with F-actin.  The basic principles of the assay involve an incubation of the protein of interest (full length or domain of) with F-actin, ultracentrifugation step to pellet F-actin and analysis of the protein co-sedimenting with F-actin.  Actin co-sedimentation assays can be designed accordingly to measure actin binding affinities and in competition assays.

Proteins bind to filamentous actin (F-actin) through distinct actin binding modules. In this video we demonstrate the procedure of actin co-sedimentation, which is an in vitro assay routinely used to analyze proteins or specific domains that bind F-actin.

Aktin Co-Sedimentation Assay; für die Analyse von Protein-Bindung an F-Aktin

The actin cytoskeleton within the cell is a network of actin filaments that allows the movement of cells and cellular processes, and that generates ...

Forschung

Biologie

Proteomics to Identify Proteins Interacting with P2X2 Ligand-Gated Cation Channels

Ligand-gated ion channels underlie synaptic communication in the nervous system1. In mammals there are three families of ligand-gated channels: the cys loop, the glutamate-gated and the P2X receptor channels2. In each case binding of transmitter leads to the opening of a pore through which ions flow down their electrochemical gradients. Many ligand-gated channels are also permeable to calcium ions3, 4, which have downstream signaling roles5 (e.g. gene regulation) that may exceed the duration of channel opening. Thus ligand-gated channels can signal over broad time scales ranging from a few milliseconds to days. Given these important roles it is necessary to understand how ligand-gated ion channels themselves are regulated by proteins, and how these proteins may tune signaling. Recent studies suggest that many, if not all, channels may be part of protein signaling complexes6. In this article we explain how to identify the proteins that bind to the C-terminal aspects of the P2X2 receptor cytosolic domain.
P2X receptors are ATP-gated cation channels and consist of seven subunits (P2X1-P2X7). P2X receptors are widely expressed in the brain, where they mediate excitatory synaptic transmission and presynaptic facilitation of neurotransmitter release7. P2X receptors are found in excitable and non-excitable cells and mediate key roles in neuronal signaling, inflammation and cardiovascular function8. P2X2 receptors are abundant in the nervous system9 and are the focus of this study. Each P2X subunit is thought to possess two membrane spanning segments (TM1 &amp; TM2) separated by an extracellular region7 and intracellular N and C termini (Fig 1a)7. P2X subunits10 (P2X1-P2X7) show 30-50% sequence homology at the amino acid level11. P2X receptors contain only three subunits, which is the simplest stoichiometry among ionotropic receptors. The P2X2 C-terminus consists of 120 amino acids (Fig 1b) and contains several protein docking consensus sites, supporting the hypothesis that P2X2 receptor may be part of signaling complexes. However, although several functions have been attributed to the C-terminus of P2X2 receptors9 no study has described the molecular partners that couple to the intracellular side of this protein via the full length C-terminus. In this methods paper we describe a proteomic approach to identify the proteins which interact with the full length C-terminus of P2X2 receptors.

We describe a simple protocol to identify brain proteins that bind to the full length C terminus of ATP-gated P2X2 receptors. The extension and systematic application of this approach to all P2X receptors is expected to lead to a better understanding of P2X receptor signaling.

Proteomics, um Proteine ​​interagieren mit P2X2 Ligand-Gated Kationenkanäle Identifizieren

Ligand-gated ion channels underlie synaptic communication in the nervous system1. In mammals there are three families of ligand-gated channels: the cys ...

Profiling of Methyltransferases and Other S-adenosyl-L-homocysteine-binding Proteins by Capture Compound Mass Spectrometry (CCMS)

There is a variety of approaches to reduce the complexity of the proteome on the basis of functional small molecule-protein interactions such as affinity chromatography 1 or Activity Based Protein Profiling 2. Trifunctional Capture Compounds (CCs, Figure 1A) 3 are the basis for a generic approach, in which the initial equilibrium-driven interaction between a small molecule probe (the selectivity function, here S-adenosyl-L-homocysteine, SAH, Figure 1A) and target proteins is irreversibly fixed upon photo-crosslinking between an independent photo-activable reactivity function (here a phenylazide) of the CC and the surface of the target proteins. The sorting function (here biotin) serves to isolate the CC - protein conjugates from complex biological mixtures with the help of a solid phase (here streptavidin magnetic beads). Two configurations of the experiments are possible: "off-bead" 4 or the presently described "on-bead" configuration (Figure 1B). The selectivity function may be virtually any small molecule of interest (substrates, inhibitors, drug molecules).
S-Adenosyl-L-methionine (SAM, Figure 1A) is probably, second to ATP, the most widely used cofactor in nature 5, 6. It is used as the major methyl group donor in all living organisms with the chemical reaction being catalyzed by SAM-dependent methyltransferases (MTases), which methylate DNA 7, RNA 8, proteins 9, or small molecules 10. Given the crucial role of methylation reactions in diverse physiological scenarios (gene regulation, epigenetics, metabolism), the profiling of MTases can be expected to become of similar importance in functional proteomics as the profiling of kinases. Analytical tools for their profiling, however, have not been available. We recently introduced a CC with SAH as selectivity group to fill this technological gap (Figure 1A).
SAH, the product of SAM after methyl transfer, is a known general MTase product inhibitor 11. For this reason and because the natural cofactor SAM is used by further enzymes transferring other parts of the cofactor or initiating radical reactions as well as because of its chemical instability 12, SAH is an ideal selectivity function for a CC to target MTases. Here, we report the utility of the SAH-CC and CCMS by profiling MTases and other SAH-binding proteins from the strain DH5&alpha; of Escherichia coli (E. coli), one of the best-characterized prokaryotes, which has served as the preferred model organism in countless biochemical, biological, and biotechnological studies. Photo-activated crosslinking enhances yield and sensitivity of the experiment, and the specificity can be readily tested for in competition experiments using an excess of free SAH.

Profiling of Methyltransferases and Other S-adenosyl-L-homocysteine-binding Proteins by Capture Compound Mass Spectrometry CCMS

Capture Compounds are trifunctional small molecules to reduce the complexity of the proteome by functional reversible small molecule-protein interaction followed by photo-crosslinking and purification. Here we use a Capture Compound with S-adenosyl-L-homocysteine-binding as selectivity function to isolate methyltransferases from an Escherichia coli whole cell lysate and identify them by MS.

Profiling von Methyltransferasen und andere S-Adenosyl- L-Homocystein-bindende Proteine ​​von Capture Compound Mass Spectrometry (CCMS)

There is a variety of approaches to reduce the complexity of the proteome on the basis of functional small molecule-protein interactions such as affinity ...

Collecting Variable-concentration Isothermal Titration Calorimetry Datasets in Order to Determine Binding Mechanisms

Isothermal titration calorimetry (ITC) is commonly used to determine the thermodynamic parameters associated with the binding of a ligand to a host macromolecule. ITC has some advantages over common spectroscopic approaches for studying host/ligand interactions. For example, the heat released or absorbed when the two components interact is directly measured and does not require any exogenous reporters. Thus the binding enthalpy and the association constant (Ka) are directly obtained from ITC data, and can be used to compute the entropic contribution. Moreover, the shape of the isotherm is dependent on the c-value and the mechanistic model involved. The c-value is defined as c = n[P]tKa, where [P]t is the protein concentration, and n is the number of ligand binding sites within the host. In many cases, multiple binding sites for a given ligand are non-equivalent and ITC allows the characterization of the thermodynamic binding parameters for each individual binding site. This however requires that the correct binding model be used. This choice can be problematic if different models can fit the same experimental data. We have previously shown that this problem can be circumvented by performing experiments at several c-values. The multiple isotherms obtained at different c-values are fit simultaneously to separate models. The correct model is next identified based on the goodness of fit across the entire variable-c dataset. This process is applied here to the aminoglycoside resistance-causing enzyme aminoglycoside N-6'-acetyltransferase-Ii (AAC(6')-Ii). Although our methodology is applicable to any system, the necessity of this strategy is better demonstrated with a macromolecule-ligand system showing allostery or cooperativity, and when different binding models provide essentially identical fits to the same data. To our knowledge, there are no such systems commercially available. AAC(6')-Ii, is a homo-dimer containing two active sites, showing cooperativity between the two subunits. However ITC data obtained at a single c-value can be fit equally well to at least two different models a two-sets-of-sites independent model and a two-site sequential (cooperative) model. Through varying the c-value as explained above, it was established that the correct binding model for AAC(6')-Ii is a two-site sequential binding model. Herein, we describe the steps that must be taken when performing ITC experiments in order to obtain datasets suitable for variable-c analyses.

ITC is a powerful tool for studying the binding of a ligand to its host. In complex systems however, several models may fit the data equally well. The method described here provides a means to elucidate the appropriate binding model for complex systems and extract the corresponding thermodynamic parameters.

Sammeln Variable-Konzentration Isotherme Titrationskalorimetrie Datasets in Auftrag, um bindende Mechanismen bestimmen

Isothermal titration calorimetry (ITC) is commonly used to determine the thermodynamic parameters associated with the binding of a ligand to a host ...

iCLIP - Transcriptome-wide Mapping of Protein-RNA Interactions with Individual Nucleotide Resolution

The unique composition and spatial arrangement of RNA-binding proteins (RBPs) on a transcript guide the diverse aspects of post-transcriptional regulation1. Therefore, an essential step towards understanding transcript regulation at the molecular level is to gain positional information on the binding sites of RBPs2.
Protein-RNA interactions can be studied using biochemical methods, but these approaches do not address RNA binding in its native cellular context. Initial attempts to study protein-RNA complexes in their cellular environment employed affinity purification or immunoprecipitation combined with differential display or microarray analysis (RIP-CHIP)3-5. These approaches were prone to identifying indirect or non-physiological interactions6. In order to increase the specificity and positional resolution, a strategy referred to as CLIP (UV cross-linking and immunoprecipitation) was introduced7,8. CLIP combines UV cross-linking of proteins and RNA molecules with rigorous purification schemes including denaturing polyacrylamide gel electrophoresis. In combination with high-throughput sequencing technologies, CLIP has proven as a powerful tool to study protein-RNA interactions on a genome-wide scale (referred to as HITS-CLIP or CLIP-seq)9,10. Recently, PAR-CLIP was introduced that uses photoreactive ribonucleoside analogs for cross-linking11,12.
Despite the high specificity of the obtained data, CLIP experiments often generate cDNA libraries of limited sequence complexity. This is partly due to the restricted amount of co-purified RNA and the two inefficient RNA ligation reactions required for library preparation. In addition, primer extension assays indicated that many cDNAs truncate prematurely at the crosslinked nucleotide13. Such truncated cDNAs are lost during the standard CLIP library preparation protocol. We recently developed iCLIP (individual-nucleotide resolution CLIP), which captures the truncated cDNAs by replacing one of the inefficient intermolecular RNA ligation steps with a more efficient intramolecular cDNA circularization (Figure 1)14. Importantly, sequencing the truncated cDNAs provides insights into the position of the cross-link site at nucleotide resolution. We successfully applied iCLIP to study hnRNP C particle organization on a genome-wide scale and assess its role in splicing regulation14.

The spatial arrangement of RNA-binding proteins on a transcript is a key determinant of post-transcriptional regulation. Therefore, we developed individual-nucleotide resolution UV crosslinking and immunoprecipitation (iCLIP) that allows precise genome-wide mapping of the binding sites of an RNA-binding protein.

iClip - Transkriptom-weiten Mapping von Protein-RNA Wechselwirkungen mit Individual Nucleotide Resolution

The unique composition and spatial arrangement of RNA-binding proteins (RBPs) on a transcript guide the diverse aspects of post-transcriptional ...

Pull-down of Calmodulin-binding Proteins

Calcium (Ca2+) is an ion vital in regulating cellular function through a variety of mechanisms. Much of Ca2+ signaling is mediated through the calcium-binding protein known as calmodulin (CaM)1,2. CaM is involved at multiple levels in almost all cellular processes, including apoptosis, metabolism, smooth muscle contraction, synaptic plasticity, nerve growth, inflammation and the immune response. A number of proteins help regulate these pathways through their interaction with CaM. Many of these interactions depend on the conformation of CaM, which is distinctly different when bound to Ca2+ (Ca2+-CaM) as opposed to its Ca2+-free state (ApoCaM)3.
While most target proteins bind Ca2+-CaM, certain proteins only bind to ApoCaM. Some bind CaM through their IQ-domain, including neuromodulin4, neurogranin (Ng)5, and certain myosins6. These proteins have been shown to play important roles in presynaptic function7, postsynaptic function8, and muscle contraction9, respectively. Their ability to bind and release CaM in the absence or presence of Ca2+ is pivotal in their function. In contrast, many proteins only bind Ca2+-CaM and require this binding for their activation. Examples include myosin light chain kinase10, Ca2+/CaM-dependent kinases (CaMKs)11 and phosphatases (e.g. calcineurin)12, and spectrin kinase13, which have a variety of direct and downstream effects14.
The effects of these proteins on cellular function are often dependent on their ability to bind to CaM in a Ca2+-dependent manner. For example, we tested the relevance of Ng-CaM binding in synaptic function and how different mutations affect this binding. We generated a GFP-tagged Ng construct with specific mutations in the IQ-domain that would change the ability of Ng to bind CaM in a Ca2+-dependent manner. The study of these different mutations gave us great insight into important processes involved in synaptic function8,15. However, in such studies, it is essential to demonstrate that the mutated proteins have the expected altered binding to CaM.
Here, we present a method for testing the ability of proteins to bind to CaM in the presence or absence of Ca2+, using CaMKII and Ng as examples. This method is a form of affinity chromatography referred to as a CaM pull-down assay. It uses CaM-Sepharose beads to test proteins that bind to CaM and the influence of Ca2+ on this binding. It is considerably more time efficient and requires less protein relative to column chromatography and other assays. Altogether, this provides a valuable tool to explore Ca2+/CaM signaling and proteins that interact with CaM.

Calmodulin (CaM) pull-down assay is an effective way to investigate the interaction of CaM with various proteins. This method uses CaM-sepharose beads for efficient and specific analysis of CaM-binding proteins. This provides an important tool to explore CaM signaling in cellular function.

Pull-down von Calmodulin-bindende Proteine

Calcium (Ca2+) is an ion vital in regulating cellular function through a variety of mechanisms. Much of Ca2+ signaling is mediated through the ...

Modified Yeast-Two-Hybrid System to Identify Proteins Interacting with the Growth Factor Progranulin

Progranulin (PGRN), also known as granulin epithelin precursor (GEP), is a 593-amino-acid autocrine growth factor. PGRN is known to play a critical role in a variety of physiologic and disease processes, including early embryogenesis, wound healing 1, inflammation 2, 3, and host defense 4. PGRN also functions as a neurotrophic factor 5, and mutations in the PGRN gene resulting in partial loss of the PGRN protein cause frontotemporal dementia 6, 7. Our recent studies have led to the isolation of PGRN as an important regulator of cartilage development and degradation 8-11. Although PGRN, discovered nearly two decades ago, plays crucial roles in multiple physiological and pathological conditions, efforts to exploit the actions of PGRN and understand the mechanisms involved have been significantly hampered by our inability to identify its binding receptor(s). To address this issue, we developed a modified yeast two-hybrid (MY2H) approach based on the most commonly used GAL4 based 2-hybrid system. Compared with the conventional yeast two-hybrid screen, MY2H dramatically shortens the screen process and reduces the number of false positive clones. In addition, this approach is reproducible and reliable, and we have successfully employed this system in isolating the binding proteins of various baits, including ion channel 12, extracellular matrix protein 10, 13, and growth factor14. In this paper, we describe this MY2H experimental procedure in detail using PGRN as an example that led to the identification of TNFR2 as the first known PGRN-associated receptor 14, 15.

We have modified the conventional yeast two-hybrid screening, an effective genetic tool in identifying protein interaction. This modification markedly shortens the process, reduces the workload, and most importantly, reduces the number of false positives. In addition, this approach is reproducible and reliable.

Modifizierten Hefe-Zwei-Hybrid-System, um Proteine ​​interagieren mit dem Growth Factor Progranulin Identifizieren

Progranulin (PGRN), also known as granulin epithelin precursor (GEP), is a 593-amino-acid autocrine growth factor. PGRN is known to play a critical role ...

Isolation of Ribosome Bound Nascent Polypeptides in vitro to Identify Translational Pause Sites Along mRNA

The rate of translational elongation is non-uniform. mRNA secondary structure, codon usage and mRNA associated proteins may alter ribosome movement on the messagefor review see 1. However, it's now widely accepted that synonymous codon usage is the primary cause of non-uniform translational elongation rates1. Synonymous codons are not used with identical frequency. A bias exists in the use of synonymous codons with some codons used more frequently than others2. Codon bias is organism as well as tissue specific2,3. Moreover, frequency of codon usage is directly proportional to the concentrations of cognate tRNAs4. Thus, a frequently used codon will have higher multitude of corresponding tRNAs, which further implies that a frequent codon will be translated faster than an infrequent one. Thus, regions on mRNA enriched in rare codons (potential pause sites) will as a rule slow down ribosome movement on the message and cause accumulation of nascent peptides of the respective sizes5-8. These pause sites can have functional impact on the protein expression, mRNA stability and protein foldingfor review see 9. Indeed, it was shown that alleviation of such pause sites can alter ribosome movement on mRNA and subsequently may affect the efficiency of co-translational (in vivo) protein folding1,7,10,11. To understand the process of protein folding in vivo, in the cell, that is ultimately coupled to the process of protein synthesis it is essential to gain comprehensive insights into the impact of codon usage/tRNA content on the movement of ribosomes along mRNA during translational elongation.
Here we describe a simple technique that can be used to locate major translation pause sites for a given mRNA translated in various cell-free systems6-8. This procedure is based on isolation of nascent polypeptides accumulating on ribosomes during in vitro translation of a target mRNA. The rationale is that at low-frequency codons, the increase in the residence time of the ribosomes results in increased amounts of nascent peptides of the corresponding sizes. In vitro transcribed mRNA is used for in vitro translational reactions in the presence of radioactively labeled amino acids to allow the detection of the nascent chains. In order to isolate ribosome bound nascent polypeptide complexes the translation reaction is layered on top of 30% glycerol solution followed by centrifugation. Nascent polypeptides in polysomal pellet are further treated with ribonuclease A and resolved by SDS PAGE. This technique can be potentially used for any protein and allows analysis of ribosome movement along mRNA and the detection of the major pause sites. Additionally, this protocol can be adapted to study factors and conditions that can alter ribosome movement and thus potentially can also alter the function/conformation of the protein.

Isolation of Ribosome Bound Nascent Polypeptides in vitro to Identify Translational Pause Sites Along mRNA

A technique to identify translational pause sites on mRNA is described. This procedure is based on isolation of nascent polypeptides accumulating on ribosomes during in vitro translation of a target mRNA, followed by the size analysis of the nascent chains using a denaturing gel electrophoresis.

Isolierung von Ribosom gebunden Nascent Polypeptide<em&gt; In-vitro-</em&gt; Identifizieren Translational Pause Standorten entlang mRNA

The rate of translational elongation is non-uniform. mRNA secondary structure, codon usage and mRNA associated proteins may alter ribosome movement on the ...

Protein Purification-free Method of Binding Affinity Determination by Microscale Thermophoresis

Quantitative characterization of protein interactions is essential in practically any field of life sciences, particularly drug discovery. Most of currently available methods of KD determination require access to purified protein of interest, generation of which can be time-consuming and expensive. We have developed a protocol that allows for determination of binding affinity by microscale thermophoresis (MST) without purification of the target protein from cell lysates. The method involves overexpression of the GFP-fused protein and cell lysis in non-denaturing conditions. Application of the method to STAT3-GFP transiently expressed in HEK293 cells allowed to determine for the first time the affinity of the well-studied transcription factor to oligonucleotides with different sequences. The protocol is straightforward and can have a variety of application for studying interactions of proteins with small molecules, peptides, DNA, RNA, and proteins.

Microscale thermophoresis (MST) can be widely used for determination of binding affinity without purification of the target protein from cell lysates. The protocol involves overexpression of the GFP-fused protein, cell lysis in non-denaturing conditions, and detection of MST signal in the presence of varying concentrations of the ligand.

Protein Purification-freie Methode der Bindungsaffinität Bestimmung durch Microscale Thermophorese

Quantitative characterization of protein  interactions is essential in practically any field of life sciences,  particularly drug discovery. Most of ...

A Sensitive and Specific Quantitation Method for Determination of Serum Cardiac Myosin Binding Protein-C by Electrochemiluminescence Immunoassay

Biomarkers are becoming increasingly more important in clinical decision-making, as well as basic science. Diagnosing myocardial infarction (MI) is largely driven by detecting cardiac-specific proteins in patients' serum or plasma as an indicator of myocardial injury. Having recently shown that cardiac myosin binding protein-C (cMyBP-C) is detectable in the serum after MI, we have proposed it as a potential biomarker for MI. Biomarkers are typically detected by traditional sandwich enzyme-linked immunosorbent assays. However, this technique requires a large sample volume, has a small dynamic range, and can measure only one protein at a time.	
Here we show a multiplex immunoassay in which three cardiac proteins can be measured simultaneously with high sensitivity. Measuring cMyBP-C in uniplex or together with creatine kinase MB and cardiac troponin I showed comparable sensitivity. This technique uses the Meso Scale Discovery (MSD) method of multiplexing in a 96-well plate combined with electrochemiluminescence for detection. While only small sample volumes are required, high sensitivity and a large dynamic range are achieved. Using this technique, we measured cMyBP-C, creatine kinase MB, and cardiac troponin I levels in serum samples from 16 subjects with MI and compared the results with 16 control subjects. We were able to detect all three markers in these samples and found all three biomarkers to be increased after MI. This technique is, therefore, suitable for the sensitive detection of cardiac biomarkers in serum samples.

Measuring biomarkers in complex biological samples is increasingly guiding clinical decision-making. We describe a highly sensitive method to simultaneously measure cardiac myosin binding protein-C, creatine kinase MB, and cardiac troponin I in serum samples from subjects with myocardial infarction and healthy control subjects.

Eine empfindliche und spezifische Quantifizierung Methode zur Bestimmung der Serum Cardiac Myosin Binding Protein-C durch Elektrochemilumineszenz Immunoassay

Biomarkers are becoming increasingly more  important in clinical decision-making, as well as basic science. Diagnosing  myocardial infarction (MI) is ...

PAR-Clip - Ein Verfahren zur Transkriptom-weiten die Bindungsstellen des RNA-bindende Proteine ​​Identifizieren

PAR-Clip - Ein Verfahren zur Transkriptom-weiten die Bindungsstellen des RNA-bindende Proteine Identifizieren