Wir danken Sandra Bargen für einen ausgezeichneten technischen Support. Diese Arbeit wurde durch das Protein Research Department (PRD, TP A1.2 (RC und TS) und der RUB Research Fond, Rektoratsprogramme unterstützt -. Wissenschaftlicher Nachwuchs (AK) Der monoklonale Antikörper 39.4D5 und F55A10 aus dem Developmental Studies Hybridoma wurden erhalten Bank (DSHB, Iowa City, IA).

Für spezielle Reagenzien: siehe Tab.. 1. Alle anderen Reagenzien aufgeführt sind in der Zellkultur-Grade-Qualität von der Firma Sigma Aldrich erhalten. 1. PORN-H/laminin Beschichtung von Geschirr / Deckgläser <ol><li> Bereiten Sie arbeiten Lösung von 0,5 mg / ml Poly-DL-Ornithin Hydrobromid (PORN-H) in 150 mM Boratpuffer pH 8,35. <ol><li> Eine Stammlösung von 50 mg PORN / 1 ml Boratpuffer kann im Voraus zubereitet werden und bei -20 ° C. </li></ol></li><li> Sterilisieren Deckgläschen durch Abflammen in 100% Ethanol und lassen Sie sie an der Luft trocknen. </li><li> Bedecken Sie die Oberfläche mit ausreichender PORN-H-Lösung über Nacht bei 4 ° C. </li><li> Am nächsten Tag dreimal mit sterilem Wasser und Luft trocknen Deckgläser. </li><li> Bereiten Sie arbeiten Lösung von 2,5 g / ml Laminin in HBSS <ol><li> Aliquots bei -20 ° C gelagert werden Tauwetter bei 4 ° C unmittelbar vor dem Gebrauch. </li></ol></li><li> Bedecken Sie die Oberfläche des PORN-H-beschichtete Deckgläser mit dem Laminin-Lösung und lassen Sie sie für mindestens 2 h bei Raumtemperatur inkubieren bis zur Verwendung. </li></ol> 2. Lectin Beschichtung der Reinigung Platte <ol><li> Bereiten Sie eine Lösung aus 10 mM Tris in sterilem Wasser, pH 9,5. </li><li> Add-Lektin (lösen das Lektin (Sigma L9640)-Pulver in HBSS) auf eine Endkonzentration von 10 ug / ml. </li><li> Bestreichen Sie die Oberfläche eines 10 cm Zellkulturschale mit 8 ml der Lektin-Lösung und lassen Sie es für mindestens 30 min bei Raumtemperatur inkubieren. </li><li> Waschen Sie die Platte dreimal mit HBSS und speichern in HBSS bis zur Verwendung. </li><li> Bereiten Sie eine 30 mm KCl, 0,8% (w / v) NaCl-Lösung Depolarisation. Sterilisieren durch Filtration und bei Raumtemperatur lagern (RT). </li></ol> 3. Motoneuron Kulturmedium <ol><li> Thaw Pferdeserum über Nacht bei 4 ° C und bei 55 ° C inaktivieren für 30 min, Aliquot in 5 ml und bei -20 ° C. Thaw Aliquot direkt vor bei RT verwenden. </li><li> Shop B27-Ergänzung in 1 ml aliqouts bei -20 ° C. Thaw B27 Ergänzung bei RT unmittelbar vor dem Gebrauch. Vermeiden Sie frieren und Auftauen. </li><li> Aliquot Glutamax in 0,5 ml Aliquots und bei -20 ° C und verwenden Sie es bei 1:100. </li><li> Bereiten Sie eine Stammlösung von 10 pg / ml CNTF in sterilem Wasser mit 0,1% BSA. Lagerung bei -20 ° C. </li><li> Mix 46 ml Neurobasalmedium mit 2,5 ml Pferdeserum, 1 ml B27-Ergänzung und 0,5 ml Glutamax direkt vor dem Gebrauch. </li><li> Add CNTF zu einer Endkonzentration von 10 ng / ml Medium und pre-warmen mittel-bis 37 ° C. </li></ol> 4. Rückenmark Dissektion <ol><li> Opfere ein E12.5 schwangere Maus und entfernen Sie die Embryonen vorsichtig. Fügen Sie genug RT HBSS zur kompletten Abdeckung des Embryos. </li><li> Entfernen Sie den Kopf und Schwanz und Ort des Embryos zurück nach oben mit gespreizten Gliedmaßen. </li><li> Fix der Embryo mit einer Pinzette und entfernen Sie die äußere Haut mit den anderen Pinzette. </li><li> Entfernen des Rückenmarks durch Einstechen in die Zange unter ihm und heben Sie sie mit Säge-Bewegungen auf beiden Seiten des Rückenmarks. </li><li> Übertragen Sie die isolierten Rückenmark ein neues Gericht mit HBSS und öffnen Sie den zentralen Kanal des Rückenmarks auf der Rückenseite. </li><li> Entfernen Sie die Spinalganglien durch das Entfernen der umgebenden Hirnhäuten des Rückenmarks. </li><li> Sammeln Sie die Lendenwirbelsäule Teile des Rückenmarks von bis zu 6 Embryonen pro Lektin Platte in ein Eppendorf-Reaktionsgefäß mit 1 ml HBSS und speichern auf Eis gefüllt, bis die Zubereitung erfolgt. </li></ol> 5. Anreicherung von Motoneuronen durch Lektin-basierte Reinigung Hinweis: Bevor Sie die nächsten Schritte vorbereiten spätestens hier und vorwärmen das Medium (siehe Schritt 3). <ol><li> Bereiten Sie eine Trypsin-Lösung durch das Lösen von 1 g Trypsin in 100 ml HBSS, Lagerung bei -20 ° C und Auftauen bei 4 ° C. </li><li> Mix 1g Trypsin-Inhibitor mit 98 ml HBSS und 2 ml 1 M HEPES pH 7,4, sollte 1 ml Aliquots bei 4 ° C gelagert werden </li><li> Übertragen Sie die Röhre mit dem Rückenmark zu einer Zellkultur Motorhaube und entfernen Sie vorsichtig 700 ul der HBSS. </li><li> Add 7,5 ul Trypsin-Lösung und mischen durch vorsichtiges Umdrehen des Röhrchens. </li><li> Führen Trypsinierung für 8 min bei 37 ° C. </li><li> Stoppen der Reaktion durch Zugabe von 30 ul Trypsin-Inhibitor und Pipette nach oben und unten (verreiben) vorsichtig 10-15 Mal mit einem 1000 ul Pipettenspitze bis keine Zellaggregate sichtbar sind. Wiederholen Sie die Verreibung mit einem 20-200 ul Pipette und den entsprechenden Tipp. </li><li> Pipette die Zelle Lösung in die HBSS gefüllt Lektin Teller und verteilen die Zellen durch vorsichtiges Drehen der Platte. </li><li> Halten Sie das Lektin Platte für 60 min bei RT auf einem vibrationsfreien Oberfläche. Decken Sie sie, um Kontaminationen zu vermeiden. </li><li> Entfernen Sie die HBSS sehr sanft und waschen Sie die Platte vorsichtig 4 mal mit vorgewärmten HBSS um Zellfragmente und die nicht angeschlossen / ungebunden Zellen zu entfernen. </li><li> Unmittelbar nach dem letzten Waschschritt, 500 ul Depolarisation Lösung auf den Teller und lassen Sie es für 1min inkubieren. </li><li> Erleichterung der Ablösung der Lektin gebundenen Zellen durch Schütteln undAntippen der Platte. </li><li> Füllen Sie die Platte mit 2 ml vorgewärmten Kulturmedium und Transfer in ein 15 ml Falcon-Röhrchen. </li><li> Graf Zellzahl mit einer Neubauer-Zählkammer. </li><li> Platte der Zelle auf der Laminin beschichtete Deckgläser oder Platten in eine entsprechende Anzahl abhängig von der Anwendung. </li><li> Führen Sie ein Medium Austausch am Tag 1 und danach jeden zweiten Tag durch eine sorgfältige Ersatz von 50% des alten Mediums. Verwenden Sie stets vorgewärmte, frisch zubereitete neue Kulturmedium. </li></ol> 6. Repräsentative Ergebnisse: Embryonale Motoneurone aus Maus-Embryonen bei E12 bis E14 erhältlich. 2-3% der gesamten Zellpopulation der Lenden-Wirbelsäule besteht aus Motoneuronen und die Spinalganglien ganglionären Neuronen p75 sind NTR-positive als auch, ist es wichtig, um loszuwerden, diese Zellen vor dem Start des Lektin-basierte preplating Verfahren ( Zur Übersicht siehe Abbildung 1 und Abbildung 2). Zweitens sind die Hirnhäute stark teilenden Zellen, die ebenfalls ausgeschlossen werden sollte, da sie sich nicht richtig von der Lektin-basierte preplating Verfahren (Abbildung 2 und Abbildung 3) entfernt werden. In schlimmeren Fällen können diese Zellen überwuchern die Kultur-Platten. Die repräsentative Bilder in Abbildung 3B und 3D auch einen Eindruck über die geringere Zelldichte nach dem Waschen Verfahren durchgeführt worden sind (siehe Schritt 5.9 des Protokolls). Kulturen von embryonalen Maus-Motoneuronen sind in der Regel für bis zu fünf oder sieben Tage aufrechterhalten. Während dieser Zeit die Zellen zu etablieren ihre Neuriten bis zu einer maximalen Länge (Abbildung 4). Neuritenlängen stark abhängig von dem Substrat, auf die Platten 8. Das typische Substrat Laminin, die auf PORN-H abgedeckt Kulturschalen beschichtet ist. Motoneuronen können auch wachsen auf anderen oder weniger definierten Substraten, wie extrazelluläre Matrix durch Wasser Lyse 8 erzeugt. In Fällen von suboptimal Beschichtung, Neuritenlänge und Wachstum Membranfläche verringert und Zelltod in der Regel erhöht. Trophische Unterstützung spielt eine entscheidende Rolle für das Überleben von embryonalen Maus-Motoneurone in Kultur. Survival of zunächst vernickelt Zellen am siebten Tag fallen auf 10% bis 20% ohne trophische Träger 6. Gehirn abgeleiteten neurotrophen Faktor (BDNF) und Ciliary neurotrophen Faktors (CNTF) sind die am häufigsten verwendeten Faktoren, aber andere können das Überleben als auch [Leukämie inhibierenden Faktor (LIF), Cardiotrophin-1 (CT-1), basischen Fibroblasten-Wachstumsfaktor (bFGF fördern ), Insulin-like growth factor 1 (IGF-1) 9]. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/3200/3200fig1.jpg" /> Abbildung 1. Fließschema für die Herstellung von embryonalen Maus-Motoneuronen. Die schematische Zeichnung zeigt die verschiedenen Schritte zur Isolierung und Kultivierung von embryonalen Maus-Motoneuronen. Abkürzungen: SC: Rückenmark; HBSS: Hanks balanced salt solution, MN: Motoneuron. <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/3200/3200fig2.jpg" /> Abbildung 2: Isolierung der Lendenwirbelsäule Teil des Rückenmarks von E12.5 Maus A:.. E12.5 Maus-Embryo. Für den nächsten Schritt werden die Kopf und Schwanz entfernt und der Körper wird in eine dorsale-up-Position B gestellt: Embryo in eine dorsale-up-Position. Zange an der linken und rechten Seite des Rückenmarks sind Festsetzung des Embryos Körper in seiner Position. Einer der Pinzette wird anschließend verwendet, um die Haut zu schneiden und unter dem Rückenmark der anderen verwendet werden, um den Embryo in seiner Position zu fixieren geschnitten wird C:. Isolated Rückenmark von E12.5 Maus-Embryo. Die Teile des Rückenmarks (Hals-, Brust-, Lenden-) angegeben. Das Rückenmark wird durch den Hirnhäuten umgeben und ein Teil der Spinalganglien noch mit ihnen verbundenen D:. Das Rückenmark ist in Längsrichtung auf der Rückenseite geschnitten, um es in Richtung des zentralen Kanals geöffnet E:. Die Meningen an der Bauchseite sind jetzt aus dem abgeflachten Rückenmark entnommen. Hinweis: Während abgenommen, die Lendenwirbelsäule wird durch einen kleinen Schnitt markiert F:. Nur der Lendenwirbelsäule Teil des Rückenmarks wird dann für das weitere Vorgehen getroffen. <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/3200/3200fig3.jpg" /> Abbildung 3: Bestimmung und Isolierung von Islet-positive Zellen aus der Lenden-Wirbelsäule von E12.5 Mausembryonen A:.. Die Islet-2.1-Antikörper Etiketten Motoneuron Spalten innerhalb der embryonalen Lumbalmark (rot, Pfeil) und Hoechst Etiketten alle Kerne innerhalb der Sektion. Querschnitt eines E12.5 Lumar Rückenmark. E12.5 Maus Embryonen wurden in 4% Paraformaldehyd für 6 h Immersion-fixiert, gewaschen 3-mal mit Phosphat-gepufferter Kochsalzlösung und mit Saccharose nach Standardverfahren. Kryoschnitte von 20 &amp;mgr; m wurden mit einem Kryostaten genommen und die Schnitte wurden immunhistochemische Färbung nach Standardverfahren 11 behandelt. Die Abschnitte ware anschließend mit Hoechst zur Lokalisation der Zellkerne gekennzeichnet. Beachten Sie, dassder Spinalganglien ganglionären Neuronen Islet-1/2-positive so gut und dass die Vorbereitung Verfahren schließt diese Gewebeteile aus der Isolation Verfahren B:. Islet-2.1 gekennzeichnet (rot, Pfeil) dissoziiert Lumbalmark Zellen von E12. 5 Embryonen, links - vor und rechts - nach Lektin-basierte preplating. Die Zellen wurden mit Hoechst gegengefärbt, um alle Zellkerne sichtbar zu C:. Quantifizierung der Islet-1/2-positive Zellen vor und nach Lektin-basierte preplating D:. Nkx6.1 gekennzeichnet Motoneuronen von E12.5 Embryonen nach einem Tag in Kultur. Die Zellen wurden mit Hoechst gegengefärbt, um alle Kerne cisualieze. Beachten Sie, dass 90% aller Zellen Nkx6.1 positiv sind. Abkürzungen: SC: Rückenmark, MN: Motoneuron; DRG: Spinalganglien. <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/3200/3200fig4.jpg" /> Abbildung 4 Charakterisierung von E12.5 Maus Motoneuronen A und B:.. Angereichert isoliert E12.5 Maus Lendenwirbelsäule Motoneuronen ausdrückliche p75 NTR auf 0 Tage in vitro (0div) und am Tag 2 in vitro (2div). Die Zellen wurden mit 4% Paraformaldehyd fixiert und anschließend für p75 NTR nach üblichen Verfahren gefärbt. Die Zellen wurden gegengefärbt mit Hoechst zu allen Kernen visualisieren C:. Enriched Motoneuronen nach 5 Tagen in vitro (5cm) auf PORN-H und Laminin als Kultur Substraten und in Gegenwart von CNTF gefärbt β-III-Tubulin. Beachten Sie, dass die Zellen haben lange Neuriten gewachsen und zeigt die typische Morphologie Motoneuron mit einer längeren (verzweigte)-Prozess und einem oder mehreren kürzeren Prozessen (Axone und Dendriten). Abkürzungen: MN: Motoneuron; div: Tage in vitro. <table border="1"><tbody><tr><td rowspan="2"></td><td colspan="3"> Nach Dissoziation ohne Lektin-basierte preplating </td></tr><tr><td> Anzahl der Zellen / SC </td><td> Trypanblau-positiven Zellen [%] </td><td> Islet-1/2- positiven Zellen [%] </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 995,0 </td><td> 13,1 </td><td> 9,5 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 889,4 </td><td> 8,0 </td><td> 10,0 </td></tr><tr><td> 3 </td><td> 1.180.0 </td><td> 11,0 </td><td> 10,8 </td></tr><tr><td> Mittelwert ± SD </td><td> 1.021.0 ± 147,1 </td><td> 10,7 ± 2,6 </td><td> 10,1 ± 0,7 </td></tr><tr><td colspan="4"></td></tr><tr><td rowspan="2"></td><td> Mit Lektin-basierte preplating </td></tr><tr><td> Anzahl der Zellen nach preplating / SC </td><td> Trypanblau-positiven Zellen [%] </td><td> Islet-1/2- positiven Zellen [%] </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 189,6 </td><td> 9,9 </td><td> 70,5 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 168,8 </td><td> 3,7 </td><td> 76,1 </td></tr><tr><td> 3 </td><td> 125,0 </td><td> 0,0 </td><td> 72,5 </td></tr><tr><td> Mittelwert ± SD </td><td> 161,1 ± 33,0 </td><td> 4,5 ± 5,0 </td><td> 73,0 ± 2,8 </td></tr></tbody></table> Tabelle 1. Zusammenfassung von repräsentativen Verfahren zur Isolierung von Maus embryonalen Motoneuronen von Stufe E12.5. Die Ergebnisse aus 3 verschiedenen Verfahren zur Isolierung von speziell für diesen Zweck als Gesamtzahl oder Prozentzahlen ± SD angegeben. Abkürzung: SC: Rückenmark, SD: Standardabweichung. <table border="1"><tbody><tr><td> Islet-2.1-positiven Zellen mit p75 Panning [%] </td><td> Islet-2.1-positiven Zellen mit Lectin-based Panning [%] </td></tr><tr><td> 92,0 ± 3,5 1 </td><td> 73,0 ± 2,8 </td></tr></tbody></table> Tabelle 2. Vergleich von Lektin-basierte und p75-basierte 1 Panning Motoneuron Zellzahlen. Die Ergebnisse werden als Prozentsatz Zahlen ± SD angegeben.

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	<li>Vallstedt, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Different+levels+of+repressor+activity+assign+redundant+and+specific+roles+to+Nkx6+genes+in+motor+neuron+and+interneuron+specification.">Different levels of repressor activity assign redundant and specific roles to Nkx6 genes in motor neuron and interneuron specification.</a> Neuron. 31, 743-755 (2001).</li><li>Tsuchida, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Topographic+organization+of+embryonic+motor+neurons+defined+by+expression+of+LIM+homeobox+genes.">Topographic organization of embryonic motor neurons defined by expression of LIM homeobox genes.</a> Cell. 79, 957-970 (1994).</li><li>Lin, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functionally+related+motor+neuron+pool+and+muscle+sensory+afferent+subtypes+defined+by+coordinate+ETS+gene+expression.">Functionally related motor neuron pool and muscle sensory afferent subtypes defined by coordinate ETS gene expression.</a> Cell. 95, 393-407 (1998).</li><li>Wiese, S., Beck, M., Karch, C., Sendtner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Signalling+mechanisms+for+survival+of+lesioned+motoneurons.">Signalling mechanisms for survival of lesioned motoneurons.</a> Acta Neurochir. , 21-35 (2004).</li><li>Gavins, F. N., Chatterjee, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravital+microscopy+for+the+study+of+mouse+microcirculation+in+anti-inflammatory+drug+research:+focus+on+the+mesentery+and+cremaster+preparations.">Intravital microscopy for the study of mouse microcirculation in anti-inflammatory drug research: focus on the mesentery and cremaster preparations.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 49, 1-14 (2004).</li><li>Bullen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microscopic+imaging+techniques+for+drug+discovery.">Microscopic imaging techniques for drug discovery.</a> Nat. Rev. Drug Discov. 7, 54-67 (2008).</li><li>Hazelwood, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Entering+the+Portal:+Understanding+the+Digital+Image+Recorded+Through+a+Microscope.">Entering the Portal: Understanding the Digital Image Recorded Through a Microscope.</a> Imaging Cellular and Molecular Biological Functions. , 3-43 (2007).</li><li>Hickey, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=L-selectin+facilitates+emigration+and+extravascular+locomotion+of+leukocytes+during+acute+inflammatory+responses+in+vivo.">L-selectin facilitates emigration and extravascular locomotion of leukocytes during acute inflammatory responses in vivo.</a> J. Immunol. 165, 7164-7170 (2000).</li><li>Cara, D. C., Kubes, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravital+microscopy+as+a+tool+for+studying+recruitment+and+chemotaxis.">Intravital microscopy as a tool for studying recruitment and chemotaxis.</a> Methods Mol. Biol. 239, 123-132 (2004).</li><li>Liu, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=LSP1+is+an+endothelial+gatekeeper+of+leukocyte+transendothelial+migration.">LSP1 is an endothelial gatekeeper of leukocyte transendothelial migration.</a> J. Exp. Med. 201, 409-418 (2005).</li><li>Heit, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PI3K+accelerates,+but+is+not+required+for,+neutrophil+chemotaxis+to+fMLP.">PI3K accelerates, but is not required for, neutrophil chemotaxis to fMLP.</a> J. Cell Sci. 121, 205-214 (2008).</li></ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Der Vorteil dieses Lektin-basierte preplating Technik ist, dass es weniger teuer als die p75 NTR-based Panning Prozedur ist, und das Lektin ist stabiler als Antikörper. Die Anreicherung in Abb. aufgeführt. 2 und Tab. 1 zeigt, dass das Verfahren erlaubt es, die Reinigung von ähnlichen Zahlen aus Zellen und dass ein Großteil dieser Zellen exprimieren das Motoneuron Marker Islet-02.01. Der wichtigste Schritt ist die Isolierung Verfahren für die Lenden-Wirbelsäule. Das Entfernen der Hirnhäute und der DRGs (Abb. 2) wird für die folgenden Reinigungsverfahren von Lektin-basierte preplating unerlässlich. Wenn dies richtig verwaltet worden, Express nahezu allen Zellen des p75 NTR (für repräsentatives Bild siehe Abb.. 3a). Der Grund für den Unterschied zwischen Ausdruck Islet-2.1-und p75 NTR ist wahrscheinlich, weil lumbalen Motoneuronen differentiell höheren und niedrigeren Ebenen des Islet-1 / 2 10 zum Ausdruck bringen. Im Falle einer niedrigen Islet-2.1 Expression könnte dies unsere Aufmerksamkeit in der immuncytochemical Färbung und anschließende Zählung entgangen sein, wie wir strengen Bezug auf positive gegen negative Zellen (Tab. 1) waren. Zusätzlich Tabelle 1 zeigt deutlich, dass die isolierten Zellen die Prozedur überleben in einem gesunden Zustand, denn es gibt nur wenige Trypan-Blau-positive Zellen, dass die Zellen irreversibel geschädigt anzuzeigen. Diese alternativen Verfahren ermöglicht auch Isolierung von Motoneuronen aus einzelnen Embryonen und daher mit gemischten Genotyp Würfe aus embryonalen Mäuse. Im Ergebnis hat diese Alternative zu den Panning Prozedur mit dem p75 NTR Antikörper 6 ähnliche, wenn nicht identisch Kapazitäten im Hinblick auf mögliche Anwendungsbereiche und bietet eine preiswerte und effiziente Alternative Reinigungsverfahren für embryonalen Motoneuronen.

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> Poly-DL-Ornithin Hydrobromid </td><td> Sigma </td><td> P8638 </td><td></td></tr><tr><td> Laminin </td><td> Invitrogen </td><td> 23017-015 </td><td></td></tr><tr><td> HBSS </td><td> Gibco </td><td> 14170 </td><td></td></tr><tr><td> Deckgläser </td><td> Thermo </td><td></td><td> Ø 10 oder 14mm </td></tr><tr><td> Lectin </td><td> Sigma </td><td> L5142 </td><td></td></tr><tr><td> Zellkulturschale </td><td> Nunc </td><td> 150350 </td><td> Nunclon delta Oberfläche </td></tr><tr><td> Pferdeserum </td><td> Linaris </td><td> SHD3250ZK </td><td> Jede Charge hat für MN Kultur getestet werden </td></tr><tr><td> B27 Supplement </td><td> Gibco </td><td> 17504-044 </td><td></td></tr><tr><td> Glutamax </td><td> Gibco </td><td> 35050-038 </td><td></td></tr><tr><td> CNTF </td><td> Sigma </td><td> N0513 </td><td></td></tr><tr><td> BSA </td><td> Applichem </td><td> A1391 </td><td></td></tr><tr><td> Neurobasal </td><td> Gibco </td><td> 21103-041 </td><td></td></tr><tr><td> Zange </td><td></td><td></td><td> Edelstahl, Größe 4 oder 5 </td></tr><tr><td> Trypsin </td><td> Worthington </td><td> LS003707 </td><td></td></tr><tr><td> Trypsin-Inhibitor </td><td> Sigma </td><td> T6522 </td><td></td></tr><tr><td> Anti-Islet-1 </td><td> DSHB </td><td> 39.4D5 </td><td> Zellkulturüberstand </td></tr><tr><td> Anti-Nkx6.1 </td><td> DSHB </td><td> F55A10 </td><td> Zellkulturüberstand </td></tr><tr><td> Anti-p75 NTR </td><td> Abcam </td><td> Ab8874 </td><td></td></tr></tbody></table> Tabelle 3. Table of spezifischen Reagenzien und Geräte.

lectin-based isolation and culture of mouse embryonic motoneurons

Spinal Motoneuronen zu entwickeln in Richtung postmitotischen Etappen durch die frühe embryonale Entwicklung des Nervensystems und in der Folge wachsen Dendriten und Axone. Neuroepithelzellen des Neuralrohrs, dass ausdrückliche Nkx6.1 die einzigartige Vorläuferzellen für spinale Motoneurone 1 sind. Obwohl postmitotischen Motoneuronen auf ihre endgültige Position bewegen und organisieren sich in Spalten entlang der tractus 2,3. Mehr als 90% aller dieser differenzierten und positioniert Motoneuronen drücken die Transkriptionsfaktoren Islet 1 / 2. Sie innervieren die Muskeln der Extremitäten sowie die des Körpers und die inneren Organe. Unter anderem Motoneuronen in der Regel drücken die Rezeptoren mit hoher Affinität für Gehirn neurotrophen Faktor (BDNF) und Neurotrophin-3 (NT-3), der Tropomyosin-verwandte Kinase B und C (TrkB, TrkC). Sie drücken nicht die Tropomyosin-verwandte Kinase A (TrkA) 4. Neben den beiden Rezeptoren mit hoher Affinität, tun Motoneuronen Ausdruck der geringen Affinität Neurotrophin-Rezeptor p75 NTR. Die p75 NTR können alle Neurotrophine mit ähnlichen, aber niedriger Affinität binden alle Neurotrophine als die Rezeptoren mit hoher Affinität würde die reifen Neurotrophine binden. Innerhalb der embryonalen Rückenmark, ist die p75 NTR ausschließlich durch die spinale Motoneuronen 5 ausgedrückt. Dies wurde genutzt, um Motoneuron Isolierung Techniken zu entwickeln, um die Zellen von der überwiegenden Mehrheit der umliegenden Zellen 6 zu reinigen. Isolating Motoneuronen mit Hilfe von spezifischen Antikörpern (Panning) gegen die extrazellulären Domänen von p75 NTR hat sich ein teures Verfahren, wie die Menge des Antikörpers für ein einzelnes Experiment verwendeten hoch ist aufgrund der Größe der Platte für das Panning verwendet werden eingeschaltet. Eine viel günstigere Alternative ist die Verwendung von Lektin. Lectin hat sich gezeigt, dass sie spezifisch an p75 NTR sowie 7 zu binden. Die folgende Methode beschreibt eine alternative Technik mit Weizenkeimagglutinin für eine preplating Verfahren anstelle der p75 NTR-Antikörper. Das Lektin ist eine äußerst kostengünstige Alternative zu den p75 NTR-Antikörper und die Reinigung Sorten mit Lektin sind vergleichbar mit der des p75 NTR-Antikörper. Motoneurone aus dem embryonalen Rückenmark mit dieser Methode isoliert werden können, zu überleben und wachsen aus Neuriten.

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Lectin-based Isolation and Culture of Mouse Embryonic Motoneurons

Ein alternativer Weg zur Isolierung von embryonalen Maus-Motoneurone aus dem Rückenmark beschrieben. Die Methode berücksichtigt die Tatsache, dass Lektin kann die geringe Affinität nerve growth factor receptor p75NTR binden. Das Lektin-basierte preplating ermöglicht eine Reinigung ähnlich wie mit einem spezifischen Antikörper gegen das p75NTR.

Lectin-basierte Isolierung und Kultivierung von embryonalen Maus-Motoneuronen

Spinal motoneurons develop towards postmitotic stages through early embryonic nervous system development and subsequently grow out dendrites and axons. ...

lectin-based-isolation-and-culture-of-mouse-embryonic-motoneurons

Research

JoVE Journal

Neuroscience

17.9K Aufrufe.  Ruhr-University Bochum. Ein alternativer Weg zur Isolierung von embryonalen Maus-Motoneurone aus dem Rückenmark beschrieben. Die Methode berücksichtigt die Tatsache, dass Lektin kann die geringe Affinität nerve growth factor receptor p75NTR binden. Das Lektin-basierte preplating ermöglicht eine Reinigung ähnlich wie mit einem spezifischen Antikörper gegen das p75NTR.

Serie: Lectin-based Isolation and Culture of Mouse Embryonic Motoneurons

Dissection and Culture of Commissural Neurons from Embryonic Spinal Cord

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies of these neurons are located in the dorsal spinal cord and their axons follow stereotyped trajectories during embryonic development. Commissural axons initially project ventrally towards the floorplate. After crossing the midline, these axons turn anteriorly and project towards the brain. Each of these steps is regulated by the action of several guidance cues. Cultures highly enriched in commissural neurons are ideally suited for many experiments addressing the mechanisms of axon pathfinding, including turning assays, immunochemistry and biochemistry. Here, we describe a method to dissect and culture commissural neurons from E13 rat dorsal spinal cord. First, the spinal cord is isolated and dorsal strips are dissected out. The dorsal tissue is then dissociated into a cell suspension by trypsinization and mechanical disruption. Neurons are plated onto poly-L-lysine-coated glass coverslips or tissue-culture dishes. After 30 hours in vitro, most neurons have extended an axon. The purity of the culture (Yam et al. 2009), typically over 90%, can be assessed by immunolabeling with the commissural neuron markers DCC, LH2 and TAG1 (Helms and Johnson, 1998). This neuronal preparation is a useful tool for in vitro studies of the cellular and molecular mechanisms of commissural axon growth and guidance during spinal cord development.

This video demonstrates a method to dissect and culture commissural neurons from E13 rat dorsal spinal cord. Dissociated commissural neurons are useful to study the cellular and molecular mechanisms of axon growth and guidance.

Dissection und Kultur kommissuralen Nervenzellen aus embryonalen Rückenmark

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies ...

Forschung

Neurowissenschaften

Nucleofection and Primary Culture of Embryonic Mouse Hippocampal and Cortical Neurons

Hippocampal and cortical neurons have been used extensively to study central nervous system (CNS) neuronal polarization, axon/dendrite outgrowth, and synapse formation and function. An advantage of culturing these neurons is that they readily polarize, forming distinctive axons and dendrites, on a two dimensional substrate at very low densities. This property has made them extremely useful for determining many aspects of neuronal development. Furthermore, by providing glial conditioning for these neurons they will continue to develop, forming functional synaptic connections and surviving for several months in culture. In this protocol we outline a technique to dissect, culture and transfect embryonic mouse hippocampal and cortical neurons. Transfection is accomplished by electroporating DNA into the neurons before plating via nucleofection. This protocol has the advantage of expressing fluorescently-tagged fusion proteins early in development (~4-8hrs after plating) to study the dynamics and function of proteins during polarization, axon outgrowth and branching. We have also discovered that this single transfection before plating maintains fluorescently-tagged fusion protein expression at levels appropriate for imaging throughout the lifetime of the neuron (&gt; 2 months in culture). Thus, this methodology is useful for studying protein localization and function throughout CNS development with little or no disruption of neuronal function.

This protocol outlines the steps required to dissect, transfect via electroporation and culture mouse hippocampal and cortical neurons. Short-term cultures may be used for studies of axon outgrowth and guidance, while long-term cultures can be used for studies of synaptogenesis and dendritic spine analysis.

Nucleofection und Primärkultur von embryonalen Maus-Hippocampus und kortikalen Neuronen

Hippocampal and cortical neurons have been used extensively to study central nervous system (CNS) neuronal polarization, axon/dendrite outgrowth, and ...

Establishing Embryonic Mouse Neural Stem Cell Culture Using the Neurosphere Assay

In mammalians, stem cells acts as a source of undifferentiated cells to maintain cell genesis and renewal in different tissues and organs during the life span of the animal. They can potentially replace cells that are lost in the aging process or in the process of injury and disease. The existence of neural stem cells (NSCs) was first described by Reynolds and Weiss (1992) in the adult mammalian central nervous system (CNS) using a novel serum&#8208;free culture system, the neurosphere assay (NSA). Using this assay, it is also feasible to isolate and expand NSCs from different regions of the embryonic CNS. These in vitro expanded NSCs are multipotent and can give rise to the three major cell types of the CNS. While the NSA seems relatively simple to perform, attention to the procedures demonstrated here is required in order to achieve reliable and consistent results. This video practically demonstrates NSA to generate and expand NSCs from embryonic day 14-mouse brain tissue and provides technical details so one can achieve reproducible neurosphere cultures. The procedure includes harvesting E14 mouse embryos, brain microdissection to harvest the ganglionic eminences, dissociation of the harvested tissue in NSC medium to gain a single cell suspension, and finally plating cells in NSA culture. After 5-7 days in culture, the resulting primary neurospheres are passaged to further expand the number of the NSCs for future experiments.

This video protocol demonstrates the application of the neurosphere assay for the isolation and expansion of neural stem cells from the ganglionic eminences of embryonic day 14-mouse brain.

Gründung Embryonale Maus Neural Stem Cell Culture Mit dem Neurosphäre Assay

In mammalians, stem cells acts as a source of undifferentiated cells to maintain cell genesis and renewal in different tissues and organs during the life ...

Isolation and Culture of Human Fungiform Taste Papillae Cells

Taste cells are highly specialized, with unique histological, molecular and physiological characteristics that permit detection of a wide range of simple stimuli and complex chemical molecules contained in foods. In human, individual fungiform papillae contain from zero to as many as 20 taste buds. There is no established protocol for culturing human taste cells, although the ability to maintain taste papillae cells in culture for multiple cell cycles would be of considerable utility for characterizing the molecular, regenerative, and functional properties of these unique sensory cells. Earlier studies of taste cells have been done using freshly isolated cells in primary culture, explant cultures from rodents, or semi-intact taste buds in tissue slices1,2,3,4. Although each of these preparations has advantages, the development of long-term cultures would have provided significant benefits, particularly for studies of taste cell proliferation and differentiation. Several groups, including ours, have been interested in the development and establishment of taste cell culture models. Most attempts to culture taste cells have reported limited viability, with cells typically not lasting beyond 3-5 d5,6,7,8. We recently reported on a successful method for the extended culture of rodent taste cells9. We here report for the first time the establishment of an in vitro culture system for isolated human fungiform taste papillae cells. Cells from human fungiform papillae obtained by biopsy were successfully maintained in culture for more than eight passages (12 months) without loss of viability. Cells displayed many molecular and physiological features characteristic of mature taste cells. Gustducin and phospholipase C &beta;2, (PLC-&beta;2) mRNA were detected in many cells by reverse transcriptase-polymerase chain reaction and confirmed by sequencing. Immunocytochemistry analysis demonstrated the presence of gustducin and PLC-&beta;2 expression in cultured taste cells. Cultured human fungiform cells also exhibited increases in intracellular calcium in response to appropriate concentrations of several taste stimuli indicating that taste receptors and at least some of the signalling pathways were present. These results sufficient indicate that taste cells from adult humans can be generated and maintained for at least eight passages. Many of the cells retain physiological and biochemical characteristics of acutely isolated cells from the adult taste epithelium to support their use as a model taste system. This system will enable further studies of the processes involved in proliferation, differentiation and function of mammalian taste receptor cells in an in vitro preparation.
Human fungiform taste papillae used for establishing human fungiform cell culture were donated for research following proper informed consent under research protocols that were reviewed and approved by the IRB committee. The protocol (#0934) was approved by Schulman Associates Institutional Review Board Inc., Cincinnati, OH. Written protocol below is based on published parameters reported by Ozdener et al. 201110.

We aimed to develop a reproducible protocol for isolating and maintaining long-term cultures of human fungiform taste papillae cells. Cells from human fungiform papillae obtained by biopsy were successfully maintained in culture for more than eight passages (12 months) without loss of viability.

Isolierung und Kultivierung humaner Zellen pilzförmige Papillen Geschmack

Taste cells are highly specialized, with unique histological, molecular and physiological characteristics that permit detection of a wide range of simple ...

Isolation and Culture of Rat Embryonic Neural Cells: A Quick Protocol

We are describing a quick method to dissociate and culture hippocampal or cortical neurons from E15-17 rat embryos. The procedure can be applied successfully to the isolation of mouse and human primary neurons and neural progenitors. Dissociated neurons are maintained in serum-free medium up to several weeks. These cultures can be used for nucleofection, immunocytochemistry, nucleic acids preparation, as well as electrophysiology. Older neuronal cultures can also be transfected with a good efficiency rate by lentiviral transduction and, less efficiently, with calcium phosphate or lipid-based methods such as lipofectamine.

We describe a rapid methodology to isolate and culture hippocampal and cortical neurons from rodent embryos. This protocol allows us to perform experiments in which nearly pure neuronal cultures are required.

Isolierung und Kultivierung von embryonalen Ratten-Nervenzellen: ein Quick-Protokoll

We are describing a quick method to dissociate and culture hippocampal or cortical neurons from E15-17 rat embryos. The procedure can be applied ...

Isolation and Culture of Neural Crest Cells from Embryonic Murine Neural Tube

The embryonic neural crest (NC) is a multipotent progenitor population that originates at the dorsal aspect of the neural tube, undergoes an epithelial to mesenchymal transition (EMT) and migrates throughout the embryo, giving rise to diverse cell types 1-3. NC also has the unique ability to influence the differentiation and maturation of target organs4-6. When explanted in vitro, NC progenitors undergo self-renewal, migrate and differentiate into a variety of tissue types including neurons, glia, smooth muscle cells, cartilage and bone. 
NC multipotency was first described from explants of the avian neural tube7-9. In vitro isolation of NC cells facilitates the study of NC dynamics including proliferation, migration, and multipotency. Further work in the avian and rat systems demonstrated that explanted NC cells retain their NC potential when transplanted back into the embryo10-13. Because these inherent cellular properties are preserved in explanted NC progenitors, the neural tube explant assay provides an attractive option for studying the NC in vitro. 
To attain a better understanding of the mammalian NC, many methods have been employed to isolate NC populations. NC-derived progenitors can be cultured from post-migratory locations in both the embryo and adult to study the dynamics of post-migratory NC progenitors11,14-20, however isolation of NC progenitors as they emigrate from the neural tube provides optimal preservation of NC cell potential and migratory properties13,21,22. Some protocols employ fluorescence activated cell sorting (FACS) to isolate a NC population enriched for particular progenitors11,13,14,17. However, when starting with early stage embryos, cell numbers adequate for analyses are difficult to obtain with FACS, complicating the isolation of early NC populations from individual embryos. Here, we describe an approach that does not rely on FACS and results in an approximately 96% pure NC population based on a Wnt1-Cre activated lineage reporter23. 
The method presented here is adapted from protocols optimized for the culture of rat NC11,13. The advantages of this protocol compared to previous methods are that 1) the cells are not grown on a feeder layer, 2) FACS is not required to obtain a relatively pure NC population, 3) premigratory NC cells are isolated and 4) results are easily quantified. Furthermore, this protocol can be used for isolation of NC from any mutant mouse model, facilitating the study of NC characteristics with different genetic manipulations. The limitation of this approach is that the NC is removed from the context of the embryo, which is known to influence the survival, migration and differentiation of the NC2,24-28.

Isolation of embryonic neural crest from the neural tube facilitates the use of in vitro methods for studying migration, self-renewal, and multipotency of neural crest.

Isolierung und Kultivierung von Zellen der Neuralleiste aus embryonalen murinen Neuralrohr

The embryonic neural crest (NC) is a multipotent progenitor population that originates at the dorsal aspect of the neural tube, undergoes an epithelial to ...

Dissection, Culture, and Analysis of Xenopus laevis Embryonic Retinal Tissue

The process by which the anterior region of the neural plate gives rise to the vertebrate retina continues to be a major focus of both clinical and basic research. In addition to the obvious medical relevance for understanding and treating retinal disease, the development of the vertebrate retina continues to serve as an important and elegant model system for understanding neuronal cell type determination and differentiation1-16. The neural retina consists of six discrete cell types (ganglion, amacrine, horizontal, photoreceptors, bipolar cells, and M&uuml;ller glial cells) arranged in stereotypical layers, a pattern that is largely conserved among all vertebrates 12,14-18.
While studying the retina in the intact developing embryo is clearly required for understanding how this complex organ develops from a protrusion of the forebrain into a layered structure, there are many questions that benefit from employing approaches using primary cell culture of presumptive retinal cells 7,19-23. For example, analyzing cells from tissues removed and dissociated at different stages allows one to discern the state of specification of individual cells at different developmental stages, that is, the fate of the cells in the absence of interactions with neighboring tissues 8,19-22,24-33. Primary cell culture also allows the investigator to treat the culture with specific reagents and analyze the results on a single cell level 5,8,21,24,27-30,33-39. Xenopus laevis, a classic model system for the study of early neural development 19,27,29,31-32,40-42, serves as a particularly suitable system for retinal primary cell culture 10,38,43-45.
Presumptive retinal tissue is accessible from the earliest stages of development, immediately following neural induction 25,38,43. In addition, given that each cell in the embryo contains a supply of yolk, retinal cells can be cultured in a very simple defined media consisting of a buffered salt solution, thus removing the confounding effects of incubation or other sera-based products 10,24,44-45.
However, the isolation of the retinal tissue from surrounding tissues and the subsequent processing is challenging. Here, we present a method for the dissection and dissociation of retinal cells in Xenopus laevis that will be used to prepare primary cell cultures that will, in turn, be analyzed for calcium activity and gene expression at the resolution of single cells. While the topic presented in this paper is the analysis of spontaneous calcium transients, the technique is broadly applicable to a wide array of research questions and approaches (Figure 1).

Dissection, Culture, and Analysis of Xenopus laevis Embryonic Retinal Tissue

Xenopus laevis provides an ideal model system for studying cell fate specification and physiological function of individual retinal cells in primary cell culture. Here we present a technique for dissecting retinal tissues and generating primary cell cultures that are imaged for calcium activity and analyzed by in situ hybridization.

Dissection, Kultur und Analyse der<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Embryonic Netzhautgewebe

The process by which  the anterior region of the neural plate gives rise to the vertebrate retina  continues to be a major focus of both clinical and ...

Isolation and Culture of Mouse Cortical Astrocytes

Astrocytes are an abundant cell type in the mammalian brain, yet much remains to be learned about their molecular and functional characteristics. In vitro astrocyte cell culture systems can be used to study the biological functions of these glial cells in detail. This video protocol shows how to obtain pure astrocytes by isolation and culture of mixed cortical cells of mouse pups. The method is based on the absence of viable neurons and the separation of astrocytes, oligodendrocytes and microglia, the three main glial cell populations of the central nervous system, in culture. Representative images during the first days of culture demonstrate the presence of a mixed cell population and indicate the timepoint, when astrocytes become confluent and should be separated from microglia and oligodendrocytes. Moreover, we demonstrate purity and astrocytic morphology of cultured astrocytes using immunocytochemical stainings for well established and newly described astrocyte markers. This culture system can be easily used to obtain pure mouse astrocytes and astrocyte-conditioned medium for studying various aspects of astrocyte biology.

Astrocytes have been recognized to be versatile cells participating in fundamental biological processes that are essential for normal brain development and function, and central nervous system repair. Here we present a rapid procedure to obtain pure mouse astrocyte cultures to study the biology of this major class of central nervous system cells.

Isolation und Kultur von Maus Kortikale Astrozyten

Astrocytes  are an abundant cell type in the mammalian brain, yet much remains to be  learned about their molecular and functional characteristics. In ...

Isolation and Culture of Endothelial Cells from the Embryonic Forebrain

Embryonic brain endothelial cells can serve as an important tool in the study of angiogenesis and neurovascular development and interactions. The two vascular networks of the embryonic forebrain, pial and periventricular, are spatially distinctive and have different origins and growth patterns. Endothelial cells from the pial and periventricular vascular networks have unique gene expression profiles and functions. Here we present a step-by-step protocol for isolation, culture, and verification of pure populations of endothelial cells from the periventricular vascular network (PVECs) of the embryonic forebrain (telencephalon). In this approach, telencephalon devoid of pial membrane obtained from embryonic day 15 mice is minced, digested with collagenase/dispase, and dispersed mechanically into a single cell suspension. PVECs are purified from cell suspension using positive selection with anti-CD-31/PECAM-1 antibody conjugated to MicroBeads using a strong magnetic separation method. Purified cells are cultured on collagen 1&#160;coated culture dishes in endothelial cell culture medium until they become confluent and further subcultured. PVECs obtained with this protocol exhibit cobblestone and spindle shaped phenotypes, as visualized by phase-contrast light microscopy and fluorescence microscopy. Purity of PVEC cultures was established with endothelial cell markers. In our hands, this method reliably and consistently yields pure populations of PVECs. This protocol will benefit studies aimed at gaining mechanistic insights into forebrain angiogenesis, understanding PVEC interactions, and cross-talks with neuronal cell types and holds tremendous potential for therapeutic angiogenesis.

This video demonstrates an easy and reliable strategy for preparation of pure cultures of endothelial cells from the embryonic forebrain within 10-12 days and will be useful for research focused on many aspects of cerebral angiogenesis.

Isolierung und Kultivierung von Endothelzellen aus dem embryonalen Vorderhirn

Embryonic brain endothelial cells can serve as an important tool in the study of angiogenesis and neurovascular development and interactions. The two ...

Isolation, Culture and Long-Term Maintenance of Primary Mesencephalic Dopaminergic Neurons From Embryonic Rodent Brains

Degeneration of mesencephalic dopaminergic (mesDA) neurons is the pathological hallmark of Parkinson&#8217;s diseae. Study of the biological processes involved in physiological functions and vulnerability and death of these neurons is imparative to understanding the underlying causes and unraveling the cure for this common neurodegenerative disorder. Primary cultures of mesDA neurons provide a tool for investigation of the molecular, biochemical and electrophysiological properties, in order to understand the development, long-term survival and degeneration of these neurons during the course of disease. Here we present a detailed method for the isolation, culturing and maintenance of midbrain dopaminergic neurons from E12.5 mouse (or E14.5 rat) embryos. Optimized cell culture conditions in this protocol result in presence of axonal and dendritic projections, synaptic connections and other neuronal morphological properties, which make the cultures suitable for study of the physiological, cell biological and molecular characteristics of this neuronal population.

The causes of degeneration of midbrain dopaminergic neurons during Parkinson&#8217;s disease are not fully understood. Cellular culture systems provide an essential tool for study of the neurophysiological properties of these neurons. Here we present an optimized protocol, which can be utilized for in vitro modeling of neurodegeneration.

Isolation, Kultur und langfristige Wartung von Primär mesencephalen dopaminergen Neuronen aus embryonalen Nagetier Brains

Degeneration of mesencephalic dopaminergic (mesDA) neurons is the pathological hallmark of Parkinson&#8217;s diseae. Study of the biological processes ...