Wir danken Austin Ferro und Juao-Guilherme Rosa im Cvetanovic-Labor für ihre Hilfe bei der Fehlerbehebung bei Dissektionen und bei der RNA-Extraktion und RTqPCR. Diese Forschung wird gefördert von M. Cvetanovic, R01 NS197387; HHS | Nationale Institute für Gesundheit (NIH).

1. Einrichtung
<ol><li>Sammeln Sie die notwendige Ausrüstung, einschließlich Enthauptungsschere, stumpfe Pinzette, Sezierschere, Gefäßschere, Mikrospatula, sagittale Maushirnmatrix, Rasierklingen, 200 μL Pipettenspitzen, Glassteinschale, Glasobjektträger und Eiskübel. Legen Sie die gesamte Ausrüstung auf einem saugfähigen Pad aus.</li>
	<li>Petrischale, Glasplatte und Gehirnmatrix auf Eis legen.</li>
	<li>Schneiden Sie mit einer Rasierklinge in einem senkrechten Winkel etwa 5 mm von der Spitze einer 200 μL-Pipettspitze ab. Dadurch ist die Größe der Öffnung am Ende der Spitze etwa 1 mm breit. Dies sollte ausreichen, um das DCN auszustanzen. Diese kann aber auch je nach Dissektion bedarfsgemäss angepasst werden. Halten Sie viele Tipps für den einfachen Austausch und die Anpassung bereit.</li>
	<li>Etikett 1,5 ml Mikrofugenröhrchen mit Tieridentifikation und Kleinhirnregion (vier Röhrchen pro Tier).</li>
	<li>Füllen Sie den kryosicheren Behälter mit flüssigem Stickstoff, um das Gewebe nach der Extraktion zu flashen.</li>
</ol>2. Gehirnextraktion und Dissektion
Alle Experimente wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien der Animal Care Committees der University of Minnesota durchgeführt.
<ol><li>Euthanasiern Sie die Maus mit 5% CO2-Exposition. Sobald die Atmung aufgehört hat, führen Sie eine zervikale Luxation durch. Enthaupten Sie die Maus mit der Enthauptungsschere und entsorgen Sie den Kadaver im entsprechenden Behälter.</li>
	<li>Machen Sie einen Schnitt mit einer Rasierklinge entlang der medialen sagittalen Linie des Kopfes, beginnend an der Nase und den ganzen Weg zurück. Trennen Sie die Haut und trennen Sie sich zu beiden Seiten der Mittellinie. Verwenden Sie die Rasierklinge, um den Muskel auf jeder Seite wegzuschneiden und an den Gehörgängen vorbei zu schneiden.</li>
	<li>Schneiden Sie mit einer Schere alle Rückenmarksregionen bis zu dem Punkt, an dem der Hirnstamm auf das Kleinhirn trifft, und achten Sie darauf, das Kleinhirn nicht zu beschädigen.</li>
	<li>Führen Sie eine der vaskulären Scherenklingen in den Raum zwischen Hirnstamm und Wirbelsäule ein und schneiden Sie in Richtung Gehörgang, heben Sie die Schere an, um den Knochen sauber zu schneiden, aber die Schädigung des Gewebes zu begrenzen.</li>
	<li>Schneiden Sie weiter entlang des Schädelrandes in Richtung der Riechkolben und heben Sie sich beim Schneiden weiter an, um die Schädigung des Gehirngewebes zu begrenzen.</li>
	<li>Mit der stumpfen Pinzette die Rückseite des Schädels vorsichtig abziehen und die hintere Region des Gehirns und des Kleinhirns freizulegen.</li>
	<li>Mit der stumpfen Pinzette am Rand des Schädels, der gerade geschnitten wurde, schälen Sie den Rest des Schädels nach oben und über das Gehirn. Dieser Schritt sollte den Großteil der Schädelkappe entfernen und das Gehirn enthüllen.</li>
	<li>Schneiden Sie den Rest des Schädels mit der Gefäßschere und der stumpfen Pinzette ab und entfernen Sie den größten Teil des Schädels von der Oberseite des Gehirns.</li>
	<li>Heben Sie mit der Mikrospatula das Gehirn leicht an und schaufeln Sie darunter und gleiten Sie nach oben, um die Riechkolben vom verbleibenden Schädel zu entfernen und die Fasern des Sehtrakts zu trennen. Das Gehirn sollte an dieser Stelle leicht frei kommen.</li>
	<li>Legen Sie das Gehirn in die Petrischale, die auf Eis sitzt, und entfernen Sie alle verbleibenden Schädel oder andere Trümmer.</li>
	<li>Legen Sie das Gehirn mit der Mikrospatula vorsichtig mit der rückenden Seite nach oben in die Gehirnmatrix. Nehmen Sie sich Zeit, um sicherzustellen, dass es in der Matrix auf Höhe eingestellt ist, insbesondere dass die Mittellinie in der Matrix in der Mitte liegt. Diese Matrix ist für adultes Mausgehirngewebe konzipiert, Gewebe von jüngeren oder erkrankten Tieren kann tiefer in der Matrix ruhen, aber es sollte immer noch möglich sein, reproduzierbare Ergebnisse über Proben hinweg zu erzielen.</li>
	<li>Legen Sie eine Rasierklinge entlang der sagittalen Mittellinie, und stellen Sie sicher, dass die Klinge bis zum Boden der Matrix gedrückt wird (Abbildung 1B).</li>
	<li>Legen Sie eine weitere Rasierklinge 1 mm an die Seite der ersten Klinge (Abbildung 1B). Platzieren Sie zwei weitere Klingen 1 mm voneinander entfernt. Das Endergebnis sollten drei Klingen sein, die auf einer Seite des Gehirns platziert sind, die alle 1 mm voneinander entfernt sind. Tun Sie dasselbe mit der anderen Seite. Insgesamt werden 7 Klingen 1 mm voneinander entfernt platziert (Abbildung 1C).</li>
	<li>Greifen Sie vorsichtig die vorderen und hinteren Enden der Rasierklingen und heben Sie sie gerade aus der Matrix heraus. Das Gewebe an der Außenseite der Rasierklingen kann entsorgt werden.</li>
	<li>Trennen Sie langsam eine Rasierklinge nach der anderen von den anderen und achten Sie darauf, die Gewebeabschnitte nicht zu beschädigen.</li>
	<li>Schieben Sie den Gewebeteil vorsichtig von der Rasierklinge auf den Glasträger mit der Mikrospatula. Insgesamt wird es sechs sagittale Hirnschnitte geben (Abbildung 1D).</li>
	<li>Bei den 4 seitlichsten Abschnitten ist DCN sichtbar (Violettes Feld, Abbildung 1D). Um das DCN zu isolieren, halten Sie die getrimmte 200 μL-Pipettspitze senkrecht über das DCN und drücken Sie fest durch das Gewebe, wobei Sie in alle Richtungen schaukeln, um das DCN vollständig aus dem umgebenden Gewebe zu sezieren. Heben Sie gerade wieder nach oben, um das DCN sauber zu entfernen, und bestätigen Sie visuell das Vorhandensein des Gewebes in der Spitze.</li>
	<li>Legen Sie einen Finger an die Oberseite der Spitze und drücken Sie nach unten, wodurch sich das Gewebe auswölbt. Legen Sie die Spitze in das korrekt markierte Mikrofugenröhrchen und stellen Sie sicher, dass der Gewebestempel in den Boden des Röhrchens gelegt wird. Wiederholen Sie 2.17 für die verbleibenden drei Abschnitte und legen Sie die DCN-Stempel in dasselbe Rohr. Legen Sie das Rohr in flüssigen Stickstoff, um es zu gefrieren. Darstellung der Größe jedes Stempels in Abbildung 1E.</li>
	<li>Abschnitte, bei denen DCN extrahiert wurde, gelten als Kleinhirnhemisphäre. Schieben Sie den Rest des Gehirngewebes um das Kleinhirn in diesen Abschnitten weg. Verwenden Sie eine stumpfe Zette und nehmen Sie diese Hemisphären-Kleinhirnrindenabschnitte vorsichtig auf und legen Sie sie in die entsprechende Mikrofugenröhre. Blitzfrost.</li>
	<li>Für die letzten beiden vermalen Abschnitte (hellblauer Kasten, Abbildung 1D)schieben Sie das umgebende Hirngewebe weg und lassen nur das Kleinhirn zurück. Machen Sie mit einer Rasierklinge einen Schnitt, der die vorderen Läppchen von den hinteren Läppchen trennt. Der Schnitt sollte kurz nach der Bildung von Läppchen 6 erfolgen und sollte Läppchen 10 nicht enthalten(Abbildung 1F).</li>
	<li>Legen Sie mit einer stumpfen Handzette die vorderen Kleinhirnkordenabschnitte und die hinteren Kleinhirnrindenabschnitte vorsichtig in ihre jeweiligen Mikrofugenröhrchen und gefrieren Sie blitzgefrieren, indem Sie die Röhrchen 5 Minuten lang in flüssigem Stickstoff belassen. Von hier aus gehen Sie zur RNA-Extraktion über oder können die Röhrchen bei -80 ° C speichern.</li>
</ol>3. RNA-Extraktion 
HINWEIS: Dieses Protokoll wurde vom Cold Spring Harbor Protocol für die RNA-Extraktion mit TRIzol20 modifiziert. TRIzol löst biologisches Material und ermöglicht die Extraktion von RNA.
<ol><li>Legen Sie die Mikrofugenröhrchen in Eis, um zu verhindern, dass das Gewebe zu schnell auftaut, tragen Sie 150 μL kaltes TRIzol in das Mikrofugenröhrchen auf. Mit einem sterilisierten Stößel homogenisieren. Sobald das Gewebe homogenisiert ist, pipetieren Sie die Lösung nach oben und unten, um sicherzustellen, dass kein verbleibendes Gewebe intakt ist. Brechen Sie kleine Gewebestücke weiter auf, indem Sie sie einige Male in eine Insulinspritze ziehen.</li>
	<li>Fügen Sie weitere 350 μL TRIzol hinzu und pipetieren Sie sie auf und ab, um sie gründlich zu mischen. Lassen Sie die Raumtemperatur für 5 Minuten sitzen.</li>
	<li>150 μL Chloroform in die Tube geben und kräftig schütteln und dann 2-3 Minuten ruhen lassen. Das Chloroform trennt die homogenisierte Gewebelösung in Phasen (RNA, DNA und Protein).</li>
	<li>Zentrifuge bei 12.000 x g, bei 15°C, für 10 Minuten. Stellen Sie sicher, dass sich alle Rohre in der gleichen Ausrichtung befinden.</li>
	<li>Entfernen Sie vorsichtig die Röhrchen und stellen Sie die Temperatur der Zentrifuge auf 4°C ein. Entfernen Sie nur die klare bässrige Phase in eine neue Röhre (dies ist die RNA), achten Sie darauf, die undurchsichtige Interphase (die DNA) nicht zu stören.  Die niedrigste Phase ist rot und enthält Protein. Restlösung in den Röhrchen kann gespeichert oder entsorgt werden.</li>
	<li>Fügen Sie 100% Isopropylalkohol im Verhältnis 1:2 hinzu (wenn 200 μL der bässrigen Phase entfernt werden, fügen Sie 100 μL Isopropylalkohol hinzu). Gründlich mischen, indem Sie auf und ab pipettieren. 10 Minuten bei Raumtemperatur ruhen lassen. Der Isopropylalkohol fällt die RNA aus der Lösung aus.</li>
	<li>Zentrifuge bei 12.000 x g, bei 4°C, für 10 Minuten. Stellen Sie sicher, dass Sie alle Rohre in der gleichen Ausrichtung platzieren, um die Visualisierung des Pellets zu erleichtern. Das resultierende Pellet ist die extrahierte RNA.</li>
	<li>Entfernen Sie vorsichtig die Rohre, entfernen Sie den Überstand mit einer Pipett, wobei Sie darauf achten, das Pellet nicht zu stören. Das Pellet ist etwas gelartig und wird schwer zu sehen sein, sollte aber in der Lage sein, abzuschätzen, wo es sich auf der Orientierung der Röhrchen in der Zentrifuge befindet.</li>
	<li>Nachdem Sie den gesamten Überstand entfernt haben, fügen Sie 500 μL 75% Ethanol, Wirbel kurz und Zentrifuge bei 7500 x g, bei 4 ° C, für 5 Minuten hinzu. Das Ethanol wäscht das Pellet weiter.</li>
	<li>Entfernen Sie den Überstand vorsichtig, ohne das Pellet zu stören. Lassen Sie die Kappen offen, um die Probe zu trocknen. Dies dauert normalerweise 5-10 Minuten, kann aber variieren, je nachdem, wie viel Ethanol auf dem Pellet übrig geblieben ist. Nicht zu trocken machen.</li>
	<li>Nach dem Trocknen das Pellet in DNase-freiem Wasser wieder auffüllen. Fügen Sie 20 μL zu Proben für DCN und 30 μL für alle anderen hinzu.</li>
	<li>Nach der Wiederaufbeendigung können die Proben bei -80 °C gelagert oder mit weiteren Tests fortgefahren werden.</li>
</ol>4. Quantitative Polymerase-Kettenreaktion in Echtzeit (RTqPCR)
<ol><li>Vor diesem Schritt wird es notwendig sein, die RNA zu behandeln, um genomische DNA zu entfernen und cDNA mit iScript von BioRad zu generieren. Stellen Sie sicher, dass Sie die Konzentration der RNA normalisieren, bevor Sie die cDNA erstellen. Darüber hinaus ist es wichtig, Primer für qPCR zu optimieren. Befolgen Sie die hier beschriebenen Methoden, um diesen Schritt21abzuschließen. Kurze Beschreibung der qPCR unten.</li>
	<li>Primer werden alle von IDT gekauft. Vorwärts- und Rückwärtssequenzen befinden sich beide im selben Probenröhrchen und werden in 20-facher Konzentration gelagert. Rps18 (Kontrollgen): Vorwärts – 5'-CCTGAGAAGTTCCAGCACAT-3' Rückwärts – 5'-ACACCACATGAGCATATCTCC-3' Parvalbumin (Calciumbindendes Protein, hemmende Zellen): Vorwärts – '5-ATGAGGTGAAGAAGGTGTTCC-3' Rückwärts – '5-AGCGTCTTTGTTTCTTTAGCAG-3' Kcng4 (Untereinheit Kaliumkanal): Vorwärts – 5'-CTGTCTTTTCCTGGTCAGTGA-3' Rückwärts – 5'-GCATTGCCTCAGACTGTCAG-3' Aldolase C (Zebrin II, differentiell über die Kleinhirnrinde exprimiert): Vorwärts – 5'-AGAGGACAAAGGGATAATGCTG-3' Rückwärts – 5'-TCAGTAGGCATGGTTGGC-3'</li>
	<li>Die qPCR-Bedingungen waren wie folgt. Vorinkubationszeit, 5 Minuten, bei 95°C. Verstärkungszeit, 50 Zyklen: 10 Minuten bei 95 °C, 10 Minuten bei 62 °C und 10 Minuten bei 72 °C. Schmelzkurvendauer, 5 Sekunden bei 95 °C, eine Minute bei 65 °C und Einstellgeschwindigkeit auf 0,07 °C/Sekunde bis zur Zieltemperatur von 97 °C. Dann Kühlzeit für 10 Minuten auf 40°C.  Alle qPCR-Reaktionen wurden dreifach durchgeführt und die Genexpression wurde mit 2- ΔΔCt mit Rps18 als Belastungskontrolle analysiert, um die Genexpression zu normalisieren. Bulk-Kleinhirnextrakt wurde als Referenz verwendet.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Herculano-Houzel, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+glia/neuron+ratio:+How+it+varies+uniformly+across+brain+structures+and+species+and+what+that+means+for+brain+physiology+and+evolution.">The glia/neuron ratio: How it varies uniformly across brain structures and species and what that means for brain physiology and evolution.</a> Glia. 62 (9), 1377-1391 (2014).</li><li>Schmahmann, J. 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Die Autoren haben nichts preiszugeben.

Die hier beschriebene Methode ermöglicht es, die zugrunde liegende Genexpression und molekularen Mechanismen innerhalb von vier verschiedenen Kleinhirnregionen zu beurteilen – den tiefen Kleinhirnkernen (DCN), der vorderen Kleinhirnrinde der Vermis (CCaV), der hinteren Kleinhirnrinde der Vermis (CCpV) und der Kleinhirnrinde der Hemisphären (CCH). Die Fähigkeit, diese Regionen separat zu bewerten, wird unser Wissen über die Heterogenität bestimmter Kleinhirnregionen erweitern und möglicherweise ihren Beitrag zu ve...

Das Kleinhirn enthält mehr als die Hälfte der Neuronen im Gehirn und wurde historisch als motorisches Kontroll- und Gleichgewichtszentrum im Gehirn bezeichnet1. In jüngerer Zeit haben Studien gezeigt, dass das Kleinhirn eine Schlüsselrolle bei verschiedenen anderen Funktionen spielt, einschließlich Kognition, Belohnungsverarbeitung undAffekt 2,3,4,5.
Das Kleinhirn hat eine gut beschriebene Anatomie: Die Kortexregion besteht aus Granula, Purkinje und molekularen Schichten. Körnerzellen bilden die Granulatzellschicht und senden den Input über parallele Fasern an die Purkinje-Zelldendriten der Molekülschicht, die auch Input von Kletterfasern erhalten, die aus der unteren Olive stammen. Purkinje-Zellen senden hemmende Projektionen an Zellen in den tiefen Kleinhirnkernen (DCN), die als Hauptausgang des Kleinhirns dienen. Die Ausgabe dieses Kleinhirnkreislaufs wird durch die Aktivität der inhibitorischen Interneuronen in der Kleinhirnrinde, einschließlich Golgi-, Stern- und Korbzellen, weiter moduliert4. Diese kleinhirnförmige Funktionseinheit ist über alle Läppchen der Kleinhirnrinde verteilt. Trotz dieser relativ einheitlichen Schaltkreise über das Kleinhirn deuten Beweise aus der Human-Neuroimaging-Literatur und Patientenstudien auf eine funktionelle Heterogenität des Kleinhirnshin 6,7.
Die Kleinhirnrinde kann in zwei Hauptregionen unterteilt werden: die mittelliniendefinierte Vermis und die laterale Hemisphäre. Die Vermis kann weiter in vordere und hintere Läppchen unterteilt werden. Diese unterschiedlichen Regionen des Kleinhirns wurden in die Lage verwickelt, zu unterschiedlichen Verhaltensweisen beizutragen. Aufgaben-evozierte oder aufgabenfreie Aktivitätsmuster implizieren, dass vordere Regionen der Vermis mehr zur motorischen Funktion beitragen, während hintere Vermis mehr zur Kognition beitragen6,7. Die Vermis ist auch mit Affekt und Emotionen verbunden, während Kleinhirnhemisphären zu exekutiven, visuell-räumlichen, sprachlichen und anderen mnemonischen Funktionen beitragen8. Darüber hinaus lieferten anatomische Studien Hinweise darauf, dass funktionell unterschiedliche Kleinhirnregionen mit verschiedenen kortikalen Regionen verbunden sind9. Die Kartierung der Läsionssymptome ergab, dass Patienten mit Schlaganfällen, die die vorderen Läppchen betrafen (bis in das Läppchen VI hinein), eine schlechtere Leistung bei feinmotorischen Aufgaben zeigten, während Patienten mit Schäden an den hinteren Lappenregionen und Hemisphären kognitive Defizite in Abwesenheit des kleinhirnmotorischen Syndromsaufwiesen 10. Schließlich zeigt die regionale Kleinhirnpathologie bei Krankheiten, dass funktionell unterschiedliche Kleinhirnregionen auch unterschiedlich anfällig für Krankheiten sind11,12.
Obwohl viel weniger erforscht, zeigen vorläufige Beweise unterschiedliche Genexpressionssignaturen über zerebelläre kortikale Regionen hinweg. Die Purkinje-Zellexpression von Zebrin II zeigt eine regionsspezifische Musterung in der Vermis, so dass es mehr Zebrin II-positive Zellen in den hinteren Läppchen und weniger in den vorderen Läppchen gibt13. Dies korreliert auch mit einer regional unterschiedlichen physiologischen Funktion, da Zebrin II-negative Purkinje-Zellen eine höhere Frequenz des tonischen Feuerns aufweisen als Purkinje-Zellen, die Zebrin II-positiv sind14.
Neben der Kleinhirnrinde umfasst das Kleinhirn die tiefen Kleinhirnkerne (DCN), die als Primärausgang für das Kleinhirn dienen. Die Kerne bestehen aus den medialen (MN), interposierten (IN) und lateralen Kernen (LN). Funktionelle Bildgebung und Patientenstudien haben gezeigt, dass das DCN auch an verschiedenen Verhaltensweisen beteiligt ist15, aber nur sehr wenige Studien untersuchen die Veränderung der Genexpression in DCN.
Fortschritte in molekularen Techniken haben es ermöglicht, die regionale Genexpression im Gehirn zu beurteilen und haben Heterogenität zwischen und innerhalb verschiedener Gehirnregionen sowohl in physiologischen als auch in Krankheitszuständen aufgedeckt16. Solche Studien implizieren, dass sich das Kleinhirn von anderen Gehirnregionen unterscheidet. Zum Beispiel ist das Verhältnis von Neuronen zu Gliazellen im Kleinhirn im Vergleich zu anderen Hirnregionen invertiert1. Selbst unter normalen physiologischen Bedingungen ist die Expression von proinflammatorischen Genen im Kleinhirn im Vergleich zu den anderen Hirnregionen hochreguliert17. Molekulare Techniken waren auch sehr nützlich bei der Identifizierung der Wege, die zur Pathogenese von Kleinhirnerkrankungen beitragen. Zum Beispiel identifizierte die RNA-Sequenzierung der gesamten Kleinhirnextrakte Gene, die in einem Purkinje-zellspezifischen transgenen Mausmodell der spinozerebellären Ataxie Typ 1 (SCA1) im Vergleich zu ihren Wildtypkontrollen verändert wurden. Solche Beweise haben wichtige molekulare Wege aufgedeckt, die der Pathogenese in kleinhirnen Purkinje-Zellen zugrunde liegen, und haben dazu beigetragen, potenzielle therapeutische Ziele zu identifizieren18. Neuere Studien deuten jedoch darauf hin, dass es Unterschiede in der Anfälligkeit für Krankheiten in den Kleinhirnregionen gibt11,12,19. Dies könnte darauf hindeuten, dass es in verschiedenen Kleinhirnregionen zu wichtigen Veränderungen kommt, die mit ganzen Kleinhirnextrakten maskiert oder unentdeckt sein können. Daher müssen Techniken entwickelt werden, die es Forschern ermöglichen, molekulare Profile in verschiedenen Kleinhirnregionen zu untersuchen.
Die hier vorgeschlagene Technik beschreibt eine reproduzierbare Methode, um vier verschiedene Regionen des Kleinhirns der Maus zu sezieren, um RNA aus diesen Regionen zu isolieren und regionale Unterschiede in der Genexpression zu untersuchen. Das Schema des Kleinhirns der Maus in Abbildung 1A hebt die Vermis in Blau und die Hemisphären in Gelb hervor. Insbesondere ermöglicht diese Technik die Isolierung von vier Regionen: tiefe Kleinhirnkerne (DCN) (rot gepunktete Kästchen in Abbildung 1A),die Kleinhirnrinde der vorderen Vermis (CCaV) (dunkelblau in Abbildung 1A),die Kleinhirnrinde der hinteren Vermis (CCpV) (hellblau in Abbildung 1A)und die Kleinhirnrinde der Hemisphären (CCH) (gelb in Abbildung 1A). Durch die getrennte Beurteilung der Genexpression dieser Regionen wird es möglich sein, molekulare Mechanismen zu untersuchen, die den diskreten Funktionen dieser verschiedenen Regionen zugrunde liegen, sowie mögliche Unterschiede in ihrer Anfälligkeit für Krankheiten.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr >
			<td >1.5 Microcentrifuge tubes</td>
			<td >ThermoScietific</td>
			<td >3456</td>
			<td ></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >100% Isopropyl Alcohol</td>
			<td >VWR Life sciences</td>
			<td >1106C361</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >200 ul Pipet tips</td>
			<td >GeneMate</td>
			<td >P-1237-200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Adult Mouse Brain Matrix Sagittal</td>
			<td >Kent Scientific Corporation</td>
			<td >RBMA-200S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Blunt forceps</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Chloroform</td>
			<td >Macron</td>
			<td >220905</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Decapitation Scissors</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Dissecting Scissors</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Ethyl Alcohol</td>
			<td >Pharmco</td>
			<td >111000200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Glass Slide (for electrophoresis)</td>
			<td >BIORAD</td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Homogenizer</td>
			<td >Kimble</td>
			<td >6HAZ6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Ice Bucket</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Insulin Syringe (.5ml)</td>
			<td >BD</td>
			<td >329461</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >iScript Adv cDNA kit for RT-qPCR</td>
			<td >BIORAD</td>
			<td >1725037</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Micro Spatula</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Needle Nose forceps</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Petri Dish</td>
			<td >Pyrex</td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Primetime Primer for Aldolase C</td>
			<td >IDT</td>
			<td >Mm.PT.58&#62;43415246</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Primetime Primer for Kcng4</td>
			<td >IDT</td>
			<td >Mm.PT.56a.9448518</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Primetime Primer for Parvalbumin</td>
			<td >IDT</td>
			<td >Mm.PT.58.7596729</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Primetime Primer Rps18&#160;</td>
			<td >IDT</td>
			<td >Mm.PT.58.12109666</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Single Edge Rzor Blades</td>
			<td >Personna GEM</td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sterile, sigle-use pestles</td>
			<td >FisherScientific</td>
			<td >12141364</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >TRIzol Reagent</td>
			<td >Ambion by Life technologies</td>
			<td >15596018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Vascular Scissors</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

cerebellar regional dissection for molecular analysis

Kleinhirn spielt eine wichtige Rolle in mehreren Schlüsselfunktionen, einschließlich der Kontrolle von Bewegung, Gleichgewicht, Kognition, Belohnung und Affekt. Bildgebende Untersuchungen deuten darauf hin, dass unterschiedliche Kleinhirnregionen zu diesen verschiedenen Funktionen beitragen. Molekulare Studien, die regionale Kleinhirnunterschiede untersuchen, hinken hinterher, da sie meist an ganzen Kleinhirnextrakten durchgeführt werden, wodurch alle Unterscheidungen zwischen bestimmten Kleinhirnregionen maskiert werden. Hier beschreiben wir eine Technik, um vier verschiedene Kleinhirnregionen reproduzierbar und schnell zu sezieren: die tiefen Kleinhirnkerne (DCN), die vordere und hintere vermale Kleinhirnrinde und die Kleinhirnrinde der Hemisphären. Die Sezierung dieser unterschiedlichen Regionen ermöglicht die Erforschung molekularer Mechanismen, die ihren einzigartigen Beiträgen zu Gleichgewicht, Bewegung, Affekt und Kognition zugrunde liegen können. Diese Technik kann auch verwendet werden, um Unterschiede in der pathologischen Anfälligkeit dieser spezifischen Regionen in verschiedenen Mauskrankheitsmodellen zu untersuchen.

Für diese Experimente wurden vier elf Wochen alte weibliche Wildtyp-C57/Black6-Mäuse verwendet. Eine Maus wurde verwendet, um eine vollständige Kleinhirndissektion durchzuführen, die als "Bulk-Kleinhirn" bezeichnet wird und den Vergleich der RNA-Spiegel in sezierten Regionen mit einer vollständigen Dissektion ermöglichte. Die anderen drei Mäuse wurden verwendet, um die in diesem Protokoll beschriebene Kleinhirndissektion durchzuführen. Durch den Einsatz von drei Mäusen kann siche...

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Cerebellar Regional Dissection for Molecular Analysis

Verschiedene Kleinhirnregionen spielen eine Rolle bei unterschiedlichen Verhaltensergebnissen, aber die zugrunde liegenden molekularen Mechanismen bleiben unbekannt. Diese Arbeit beschreibt eine Methode, um die Kleinhirnrinde der Hemisphären, der vorderen und hinteren Regionen der Vermis und der tiefen Kleinhirnkerne reproduzierbar und schnell zu sezieren, um durch Isolierung von RNA und Tests auf Unterschiede in der Genexpression auf molekulare Unterschiede zu untersuchen.

Zerebelläre regionale Dissektion für die molekulare Analyse

Cerebellum plays an important role in several key functions including control of movement, balance, cognition, reward, and affect. Imaging studies ...

cerebellar-regional-dissection-for-molecular-analysis

Research

JoVE Journal

Neuroscience

3.9K Aufrufe.  University of Minnesota. Verschiedene Kleinhirnregionen spielen eine Rolle bei unterschiedlichen Verhaltensergebnissen, aber die zugrunde liegenden molekularen Mechanismen bleiben unbekannt. Diese Arbeit beschreibt eine Methode, um die Kleinhirnrinde der Hemisphären, der vorderen und hinteren Regionen der Vermis und der tiefen Kleinhirnkerne reproduzierbar und schnell zu sezieren, um durch Isolierung von RNA und Tests auf Unterschiede in der Genexpression auf molekulare Unterschiede zu untersuch...

Serie: Cerebellar Regional Dissection for Molecular Analysis

A Simple Composite Phenotype Scoring System for Evaluating Mouse Models of Cerebellar Ataxia

We describe a protocol for the rapid and sensitive quantification of disease severity in mouse models of cerebella ataxia. It is derived from previously published phenotype assessments in several disease models, including spinocerebellar ataxias, Huntington s disease and spinobulbar muscular atrophy. Measures include hind limb clasping, ledge test, gait and kyphosis. Each measure is recorded on a scale of 0-3, with a combined total of 0-12 for all four measures. The results effectively discriminate between affected and non-affected individuals, while also quantifying the temporal progression of neurodegenerative disease phenotypes. Measures may be analyzed individually or combined into a composite phenotype score for greater statistical power. The ideal combination of the four described measures will depend upon the disorder in question. We present an example of the protocol used to assess disease severity in a transgenic mouse model of spinocerebellar ataxia type 7 (SCA7).
Albert R. La Spada and Gwenn A. Garden contributed to this manuscript equally.

We describe a protocol for the rapid and sensitive quantification of disease severity in mouse models of cerebellar ataxia. Measures include hind limb clasping, ledge test, gait and kyphosis. This protocol effectively discriminates between affected and non-affected individuals, and detects the progression of affected individuals over time.

Eine einfache Composite-Phänotyp Scoring System für die Beurteilung von Mausmodellen zerebelläre Ataxie

We describe a protocol for the rapid and sensitive quantification of disease severity in mouse models of cerebella ataxia. It is derived from previously ...

Forschung

Neurowissenschaften

Organotypic Cerebellar Cultures: Apoptotic Challenges and Detection

Organotypic cultures of neuronal tissue were first introduced by Hogue in 1947 1,2 and have constituted a major breakthrough in the field of neuroscience. Since then, the technique was developed further and currently there are many different ways to prepare organotypic cultures. The method presented here was adapted from the one described by Stoppini et al. for the preparation of the slices and from Gogolla et al. for the staining procedure 3,4.
A unique feature of this technique is that it allows you to study different parts of the brain such as hippocampus or cerebellum in their original structure, providing a big advantage over dissociated cultures in which all the cellular organization and neuronal networks are disrupted. In the case of the cerebellum it is even more advantageous because it allows the study of Purkinje cells, extremely difficult to obtain as dissociated primary culture. This method can be used to study certain developmental features of the cerebellum in vitro, as well as for electrophysiological and pharmacological experiments in both wild type and mutant mice.
The method described here was designed to study the effect of apoptotic stimuli such as Fas ligand in the developing cerebellum, using TUNEL staining to measure apoptotic cell death. If TUNEL staining is combined with cell type specific markers, such as Calbindin for Purkinje cells, it is possible to evaluate cell death in a cell population specific manner. The Calbindin staining also serves the purpose of evaluating the quality of the cerebellar cultures.

This method describes the generation of organotypic cerebellar cultures and the effect of certain apoptotic stimuli on the viability of different cerebellar cell types.

Organotypische Cerebellar Cultures: Apoptotic Challenges and Detection

Organotypic cultures of neuronal tissue were first introduced by Hogue in 1947 1,2 and have constituted a major breakthrough in the field of neuroscience. ...

Single Drosophila Ommatidium Dissection and Imaging

The fruit fly Drosophila melanogaster has made invaluable contributions to neuroscience research and has been used widely as a model for neurodegenerative diseases because of its powerful genetics1. The fly eye in particular has been the organ of choice for neurodegeneration research, being the most accessible and life-dispensable part of the Drosophila nervous system. However the major caveat of intact eyes is the difficulty, because of the intense autofluorescence of the pigment, in imaging intracellular events, such as autophagy dynamics2, which are paramount to understanding of neurodegeneration.
We have recently used the dissection and culture of single ommatidia3 that has been essential for our understanding of autophagic dysfunctions in a fly model of Dentatorubro-Pallidoluysian Atrophy (DRPLA)3, 4.
We now report a comprehensive description of this technique (Fig. 1), adapted from electrophysiological studies5, which is likely to expand dramatically the possibility of fly models for neurodegeneration. This method can be adapted to image live subcellular events and to monitor effective drug administration onto photoreceptor cells (Fig. 2). If used in combination with mosaic techniques6-8, the responses of genetically different cells can be assayed in parallel (Fig. 2).

Single Drosophila Ommatidium Dissection and Imaging

The limiting factor in the use of the adult Drosophila eye to study neurodegeneration and cell biology is the difficult imaging of intracellular processes. We describe the dissection of single ommatidia to generate a bona-fide primary neuronal cell culture, which can be subject to drug treatment and advanced imaging.

Single Drosophila Ommatidium Dissection und Imaging

The fruit fly Drosophila melanogaster has made invaluable contributions to neuroscience research and has been used widely as a model for neurodegenerative ...

Quantitative Analysis of Synaptic Vesicle Pool Replenishment in Cultured Cerebellar Granule Neurons using FM Dyes

After neurotransmitter release in central nerve terminals, SVs are rapidly retrieved by endocytosis. Retrieved SVs are then refilled with neurotransmitter and rejoin the recycling pool, defined as SVs that are available for exocytosis1,2. The recycling pool can generally be subdivided into two distinct pools - the readily releasable pool (RRP) and the reserve pool (RP). As their names imply, the RRP consists of SVs that are immediately available for fusion while RP SVs are released only during intense stimulation1,2. It is important to have a reliable assay that reports the differential replenishment of these SV pools in order to understand 1) how SVs traffic after different modes of endocytosis (such as clathrin-dependent endocytosis and activity-dependent bulk endocytosis) and 2) the mechanisms controlling the mobilisation of both the RRP and RP in response to different stimuli.
FM dyes are routinely employed to quantitatively report SV turnover in central nerve terminals3-8. They have a hydrophobic hydrocarbon tail that allows reversible partitioning in the lipid bilayer, and a hydrophilic head group that blocks passage across membranes. The dyes have little fluorescence in aqueous solution, but their quantum yield increases dramatically when partitioned in membrane9. Thus FM dyes are ideal fluorescent probes for tracking actively recycling SVs. The standard protocol for use of FM dye is as follows. First they are applied to neurons and are taken up during endocytosis (Figure 1). After non-internalised dye is washed away from the plasma membrane, recycled SVs redistribute within the recycling pool. These SVs are then depleted using unloading stimuli (Figure 1). Since FM dye labelling of SVs is quantal10, the resulting fluorescence drop is proportional to the amount of vesicles released. Thus, the recycling and fusion of SVs generated from the previous round of endocytosis can be reliably quantified.
Here, we present a protocol that has been modified to obtain two additional elements of information. Firstly, sequential unloading stimuli are used to differentially unload the RRP and the RP, to allow quantification of the replenishment of specific SV pools. Secondly, each nerve terminal undergoes the protocol twice. Thus, the response of the same nerve terminal at S1 can be compared against the presence of a test substance at phase S2 (Figure 2), providing an internal control. This is important, since the extent of SV recycling across different nerve terminals is highly variable11.
Any adherent primary neuronal cultures may be used for this protocol, however the plating density, solutions and stimulation conditions are optimised for cerebellar granule neurons (CGNs)12,13.

A live fluorescence imaging technique to quantify the replenishment and mobilisation of specific synaptic vesicle (SV) pools in central nerve terminals is described. Two rounds of SV recycling are monitored in the same nerve terminals providing an internal control.

Quantitative Analyse der synaptischen Vesikel Pool Replenishment in Cultured Cerebellar Nervenzellen Granulat mit FM Dyes

After neurotransmitter release in central nerve terminals, SVs are rapidly retrieved by endocytosis.  Retrieved SVs are then refilled with ...

Visualization and Genetic Manipulation of Dendrites and Spines in the Mouse Cerebral Cortex and Hippocampus using In utero Electroporation

In utero electroporation (IUE) has become a powerful technique to study the development of different regions of the embryonic nervous system 1-5. To date this tool has been widely used to study the regulation of cellular proliferation, differentiation and neuronal migration especially in the developing cerebral cortex 6-8. Here we detail our protocol to electroporate in utero the cerebral cortex and the hippocampus and provide evidence that this approach can be used to study dendrites and spines in these two cerebral regions.
Visualization and manipulation of neurons in primary cultures have contributed to a better understanding of the processes involved in dendrite, spine and synapse development. However neurons growing in vitro are not exposed to all the physiological cues that can affect dendrite and/or spine formation and maintenance during normal development. Our knowledge of dendrite and spine structures in vivo in wild-type or mutant mice comes mostly from observations using the Golgi-Cox method 9. However, Golgi staining is considered to be unpredictable. Indeed, groups of nerve cells and fiber tracts are labeled randomly, with particular areas often appearing completely stained while adjacent areas are devoid of staining. Recent studies have shown that IUE of fluorescent constructs represents an attractive alternative method to study dendrites, spines as well as synapses in mutant / wild-type mice 10-11 (Figure 1A). Moreover in comparison to the generation of mouse knockouts, IUE represents a rapid approach to perform gain and loss of function studies in specific population of cells during a specific time window. In addition, IUE has been successfully used with inducible gene expression or inducible RNAi approaches to refine the temporal control over the expression of a gene or shRNA 12. These advantages of IUE have thus opened new dimensions to study the effect of gene expression/suppression on dendrites and spines not only in specific cerebral structures (Figure 1B) but also at a specific time point of development (Figure 1C).
Finally, IUE provides a useful tool to identify functional interactions between genes involved in dendrite, spine and/or synapse development. Indeed, in contrast to other gene transfer methods such as virus, it is straightforward to combine multiple RNAi or transgenes in the same population of cells. 
In summary, IUE is a powerful method that has already contributed to the characterization of molecular mechanisms underlying brain function and disease and it should also be useful in the study of dendrites and spines.

Visualization and Genetic Manipulation of Dendrites and Spines in the Mouse Cerebral Cortex and Hippocampus using In utero Electroporation

This article describes in detail a protocol to electroporate in utero the cerebral cortex and the hippocampus at E14.5 in mice. We also show that this is a valuable method to study dendrites and spines in these two cerebral regions.

Visualisierung und genetische Manipulation von Dendriten und Dornen in der Maus Hirnrinde und im Hippocampus mit<em&gt; In utero</em&gt; Die Elektroporation

In utero electroporation (IUE) has become a powerful technique to study the development of different regions of the embryonic nervous system 1-5. To date ...

Dissection, Culture, and Analysis of Xenopus laevis Embryonic Retinal Tissue

The process by which the anterior region of the neural plate gives rise to the vertebrate retina continues to be a major focus of both clinical and basic research. In addition to the obvious medical relevance for understanding and treating retinal disease, the development of the vertebrate retina continues to serve as an important and elegant model system for understanding neuronal cell type determination and differentiation1-16. The neural retina consists of six discrete cell types (ganglion, amacrine, horizontal, photoreceptors, bipolar cells, and M&uuml;ller glial cells) arranged in stereotypical layers, a pattern that is largely conserved among all vertebrates 12,14-18.
While studying the retina in the intact developing embryo is clearly required for understanding how this complex organ develops from a protrusion of the forebrain into a layered structure, there are many questions that benefit from employing approaches using primary cell culture of presumptive retinal cells 7,19-23. For example, analyzing cells from tissues removed and dissociated at different stages allows one to discern the state of specification of individual cells at different developmental stages, that is, the fate of the cells in the absence of interactions with neighboring tissues 8,19-22,24-33. Primary cell culture also allows the investigator to treat the culture with specific reagents and analyze the results on a single cell level 5,8,21,24,27-30,33-39. Xenopus laevis, a classic model system for the study of early neural development 19,27,29,31-32,40-42, serves as a particularly suitable system for retinal primary cell culture 10,38,43-45.
Presumptive retinal tissue is accessible from the earliest stages of development, immediately following neural induction 25,38,43. In addition, given that each cell in the embryo contains a supply of yolk, retinal cells can be cultured in a very simple defined media consisting of a buffered salt solution, thus removing the confounding effects of incubation or other sera-based products 10,24,44-45.
However, the isolation of the retinal tissue from surrounding tissues and the subsequent processing is challenging. Here, we present a method for the dissection and dissociation of retinal cells in Xenopus laevis that will be used to prepare primary cell cultures that will, in turn, be analyzed for calcium activity and gene expression at the resolution of single cells. While the topic presented in this paper is the analysis of spontaneous calcium transients, the technique is broadly applicable to a wide array of research questions and approaches (Figure 1).

Dissection, Culture, and Analysis of Xenopus laevis Embryonic Retinal Tissue

Xenopus laevis provides an ideal model system for studying cell fate specification and physiological function of individual retinal cells in primary cell culture. Here we present a technique for dissecting retinal tissues and generating primary cell cultures that are imaged for calcium activity and analyzed by in situ hybridization.

Dissection, Kultur und Analyse der<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Embryonic Netzhautgewebe

The process by which  the anterior region of the neural plate gives rise to the vertebrate retina  continues to be a major focus of both clinical and ...

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow for an in-depth characterization to identify pathways involved in these events. Cerebellar granule neurons (CGNs) that are derived from the developing cerebellum are an ideal model system that allows for morphological analyses. Here, we describe a method of how to genetically manipulate CGNs and how to study axono- and dendritogenesis of individual neurons. With this method the effects of RNA interference, overexpression or small molecules can be compared to control neurons. In addition, the rodent cerebellar cortex is an easily accessible in vivo system owing to its predominant postnatal development. We also present an in vivo electroporation technique to genetically manipulate the developing cerebella and describe subsequent cerebellar analyses to assess neuronal morphology and migration.

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Neuronal morphogenesis and migration are crucial events underlying proper brain development. Here, we describe methods to genetically manipulate cultured cerebellar granule neurons and the developing cerebellum for the assessment of morphology and migratory characteristics of neurons.

Genetische Manipulation von Kleinhirnkörnerzellen<em&gt; In-vitro-</em&gt; Und<em&gt; In Vivo</em&gt;, Um neuronale Morphologie und Migration Studieren

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow ...

Dissection of the Transversus Abdominis Muscle for Whole-mount Neuromuscular Junction Analysis

Analysis of neuromuscular junction morphology can give important insight into the physiological status of a given motor neuron. Analysis of thin flat muscles can offer significant advantage over traditionally used thicker muscles, such as those from the hind limb (e.g. gastrocnemius). Thin muscles allow for comprehensive overview of the entire innervation pattern for a given muscle, which in turn permits identification of selectively vulnerable pools of motor neurons. These muscles also allow analysis of parameters such as motor unit size, axonal branching, and terminal/nodal sprouting. A common obstacle in using such muscles is gaining the technical expertise to dissect them. In this video, we detail the protocol for dissecting the transversus abdominis (TVA) muscle from young mice and performing immunofluorescence to visualize axons and neuromuscular junctions (NMJs). We demonstrate that this technique gives a complete overview of the innervation pattern of the TVA muscle&#160;and can be used to investigate NMJ pathology in a mouse model of the childhood motor neuron disease, spinal muscular atrophy.

Dissection of the Transversus Abdominis Muscle for Whole-mount Neuromuscular Junction Analysis

In this video we demonstrate a protocol for dissection of the transversus abdominis muscle of the mouse and use immunofluorescence and microscopy to visualize neuromuscular junctions.

Zerlegung des Transversus Abdominis Muskels für die neuromuskuläre Junction-Analyse

Analysis of neuromuscular junction morphology can give important insight into the physiological status of a given motor neuron. Analysis of thin flat ...

Laser Nanosurgery of Cerebellar Axons In Vivo

Only a few neuronal populations in the central nervous system (CNS) of adult mammals show local regrowth upon dissection of their axon. In order to understand the mechanism that promotes neuronal regeneration, an in-depth analysis of the neuronal types that can remodel after injury is needed. Several studies showed that damaged climbing fibers are capable of regrowing also in adult animals1,2. The investigation of the time-lapse dynamics of degeneration and regeneration of these axons within their complex environment can be performed by time-lapse two-photon fluorescence (TPF) imaging in vivo3,4. This technique is here combined with laser surgery, which proved to be a highly selective tool to disrupt fluorescent structures in the intact mouse cortex5-9.
This protocol describes how to perform TPF time-lapse imaging and laser nanosurgery of single axonal branches in the cerebellum in vivo. Olivocerebellar neurons are labeled by anterograde tracing with a dextran-conjugated dye and then monitored by TPF imaging through a cranial window. The terminal portion of their axons are then dissected by irradiation with a Ti:Sapphire laser at high power. The degeneration and potential regrowth of the damaged neuron are monitored by TPF in vivo imaging during the days following the injury.

Laser Nanosurgery of Cerebellar Axons In Vivo

Two-photon imaging, coupled to laser nanodissection, are useful tools to study degenerative and regenerative processes in the central nervous system with subcellular resolution. This protocol shows how to label, image, and dissect single climbing fibers in the cerebellar cortex in vivo.

Laser-Nanochirurgie der Kleinhirn-Axone<em&gt; In Vivo</em

Only a few neuronal populations in the central nervous system (CNS) of adult mammals show local regrowth upon dissection of their axon. In order to ...

A Simple One-step Dissection Protocol for Whole-mount Preparation of Adult Drosophila Brains

There is an increasing interest in using Drosophila to model human brain degenerative diseases, map neuronal circuitries in adult brains, and study the molecular and cellular basis of higher brain functions. A whole-mount preparation of adult brains with well-preserved morphology is critical for such whole brain-based studies, but can be technically challenging and time-consuming. This protocol describes an easy-to-learn, one-step dissection approach of an adult fly head in less than 10 s, while keeping the intact brain attached to the rest of the body to facilitate subsequent processing steps. The procedure helps remove most of the eye and tracheal tissues normally associated with the brain that can interfere with the later imaging step, and also places less demand on the quality of the dissecting forceps. Additionally, we describe a simple method that allows convenient flipping of the mounted brain samples on a coverslip, which is important for imaging both sides of the brains with similar signal intensity and quality. As an example of the protocol, we present an analysis of dopaminergic (DA) neurons in adult brains of WT (w1118) flies. The high efficacy of the dissection method makes it particularly useful for large-scale adult brain-based studies in Drosophila.

A Simple One-step Dissection Protocol for Whole-mount Preparation of Adult Drosophila Brains

The adult Drosophila brain is a valuable system for studying neuronal circuitry, higher brain functions, and complex disorders. An efficient method to dissect whole brain tissue from the small fly head will facilitate brain-based studies. Here we describe a simple, one-step dissection protocol of adult brains with well-preserved morphology.

Eine einfache Ein-Schritt-Dissection-Protokoll für Whole-mount Vorbereitung von Adult<em&gt; Drosophila</em&gt; Brains

There is an increasing interest in using Drosophila to model human brain degenerative diseases, map neuronal circuitries in adult brains, and study the ...