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Resumen

Este protocolo presenta un resumen detallado de las estrategias para inocular las raíces de las plantas con microbios transmitidos por el suelo. Ejemplificado para los hongos Verticillium longisporum y Verticillium dahliae, se describen tres sistemas diferentes de infección radicular. Se destacan las aplicaciones potenciales y los posibles análisis posteriores, y se discuten las ventajas o desventajas para cada sistema.

Resumen

La rizosfera alberga una comunidad microbiana altamente compleja en la que las raíces de las plantas son constantemente desafiadas. Las raíces están en estrecho contacto con una amplia variedad de microorganismos, pero los estudios sobre las interacciones transmitidas por el suelo aún están detrás de los realizados en los órganos sobre el suelo. Aunque algunas estrategias de inoculación para infectar plantas modelo con patógenos de raíces modelo se describen en la literatura, sigue siendo difícil obtener una visión general metodológica completa. Para abordar este problema, se describen con precisión tres sistemas diferentes de inoculación radicular que se pueden aplicar para obtener información sobre la biología de las interacciones raíz-microbio. A modo de ejemplo, las especies de Verticillium (a saber, V. longisporum y V. dahliae) se emplearon como patógenos modelo invasores de raíces. Sin embargo, los métodos se pueden adaptar fácilmente a otros microbios colonizadores de raíces, tanto patógenos como beneficiosos. Al colonizar el xilema de la planta, los hongos vasculares transmitidos por el suelo como Verticillium spp. exhiben un estilo de vida único. Después de la invasión de la raíz, se propagan a través de los vasos del xilema acropétalo, llegan al brote y provocan síntomas de enfermedad. Se eligieron tres especies de plantas representativas como huéspedes modelo: Arabidopsis thaliana, colza de importancia económica (Brassica napus) y tomate (Solanum lycopersicum). Se dan protocolos paso a paso. Se muestran resultados representativos de ensayos de patogenicidad, análisis transcripcionales de genes marcadores y confirmaciones independientes por parte de constructos reporteros. Además, se discuten a fondo las ventajas y desventajas de cada sistema de inoculación. Estos protocolos probados pueden ayudar a proporcionar enfoques para preguntas de investigación sobre las interacciones raíz-microbio. Saber cómo las plantas hacen frente a los microbios en el suelo es crucial para desarrollar nuevas estrategias para mejorar la agricultura.

Introducción

Los suelos naturales están habitados por un número asombroso de microbios que pueden ser neutros, dañinos o beneficiosos para las plantas1. Muchos patógenos de plantas son transmitidos por el suelo, rodean las raíces y atacan el órgano subterráneo. Estos microorganismos pertenecen a una amplia variedad de clados: hongos, oomicetos, bacterias, nematodos, insectos y algunos virus 1,2. Una vez que las condiciones ambientales favorecen la infección, las plantas susceptibles se enfermarán y los rendimientos de los cultivos disminuirán. Los efectos del cambio climático, como el calentamiento global y los fenómenos meteorológicos extremos, aumentarán la proporción de patógenos de plantas transmitidos por el suelo3. Por lo tanto, será cada vez más importante estudiar estos microbios destructivos y su impacto en la producción de alimentos y piensos, pero también en los ecosistemas naturales. Además, hay mutualistas microbianos en el suelo que interactúan estrechamente con las raíces y promueven el crecimiento, el desarrollo y la inmunidad de las plantas. Cuando se enfrentan a patógenos, las plantas pueden reclutar activamente oponentes específicos en la rizosfera que pueden apoyar la supervivencia del huésped mediante la supresión de patógenos 4,5,6,7. Sin embargo, los detalles mecanicistas y las vías involucradas en las interacciones beneficiosas entre la raíz y el microbio a menudo aún sedesconocen 6.

Por lo tanto, es esencial ampliar la comprensión general de las interacciones raíz-microbio. Se necesitan métodos confiables para inocular raíces con microorganismos transmitidos por el suelo para realizar estudios de modelos y transferir los hallazgos a aplicaciones agrícolas. Se estudian las interacciones beneficiosas en el suelo, por ejemplo, con Serendipita indica (anteriormente conocida como Piriformospora indica), Rhizobium spp. fijador de nitrógeno u hongos micorrícicos, mientras que los patógenos conocidos de plantas transmitidas por el suelo incluyen Ralstonia solanacearum, Phytophthora spp., Fusarium spp. y Verticillium spp.1. Estos dos últimos son géneros fúngicos que están distribuidos globalmente y causan enfermedades vasculares2. Verticillium spp. (Ascomycota) puede infectar a cientos de especies de plantas, en gran parte dicotiledóneas, incluidas las plantas herbáceas anuales, las plantas leñosas perennes y muchas plantas de cultivo 2,8. Las hifas de Verticillium entran en la raíz y crecen tanto intercelular como intracelularmente hacia el cilindro central para colonizar los vasos del xilema 2,9. En estos vasos, el hongo permanece durante la mayor parte de su ciclo de vida. Como la savia del xilema es pobre en nutrientes y lleva compuestos de defensa de las plantas, el hongo debe adaptarse a este entorno único. Esto se logra mediante la secreción de proteínas relacionadas con la colonización que permiten que el patógeno sobreviva en su huésped10,11. Después de llegar a la vasculatura de la raíz, el hongo puede propagarse dentro de los vasos del xilema acropétalo al follaje, lo que conduce a la colonización sistémica del huésped 9,12. En este punto, la planta se ve afectada negativamente en el crecimiento 9,10,13. Por ejemplo, se produce retraso en el crecimiento y hojas amarillas, así como senescencia prematura 13,14,15,16.

Un miembro de este género es Verticillium longisporum, que está altamente adaptado a los huéspedes de brassicácea, como la colza de importancia agronómica, la coliflor y la planta modelo Arabidopsis thaliana12. Varios estudios combinaron V. longisporum y A. thaliana para obtener una amplia información sobre las enfermedades vasculares transmitidas por el suelo y las respuestas de defensa radicular resultantes 13,15,16,17. Las pruebas de susceptibilidad directas se pueden realizar utilizando el sistema modelo V. longisporum / A. thaliana y hay recursos genéticos bien establecidos disponibles para ambos organismos. Estrechamente relacionado con V. longisporum está el patógeno Verticillium dahliae. Aunque ambas especies de hongos realizan un estilo de vida vascular similar y un proceso de invasión, su eficiencia de propagación desde las raíces hasta las hojas y los síntomas de la enfermedad provocada en A. thaliana son diferentes: mientras que V. longisporum generalmente induce senescencia temprana, la infección por V. dahliae resulta en marchitamiento18. Recientemente, un resumen metodológico presentó diferentes estrategias de inoculación radicular para infectar A. thaliana con V. longisporum o V. dahliae, ayudando en la planificación de configuraciones experimentales19. En el campo, V. longisporum ocasionalmente causa daños significativos en la producción de colza12, mientras que V. dahliae tiene un rango de huéspedes muy amplio que comprende varias especies cultivadas, como vid, papa y tomate8. Esto hace que ambos patógenos sean modelos económicamente interesantes para estudiar.

Por lo tanto, los siguientes protocolos utilizan tanto V. longisporum como V. dahliae como patógenos de raíz modelo para ejemplificar posibles enfoques para las inoculaciones radiculares. Arabidopsis (Arabidopsis thaliana), colza oleaginosa (Brassica napus) y tomate (Solanum lycopersicum) fueron elegidos como huéspedes modelo. Las descripciones detalladas de las metodologías se pueden encontrar en el texto a continuación y en el video que lo acompaña. Se discuten las ventajas y desventajas para cada sistema de inoculación. En conjunto, esta colección de protocolos puede ayudar a identificar un método adecuado para preguntas de investigación específicas en el contexto de las interacciones raíz-microbio.

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Protocolo

1. Medios para cultivos de hongos y sistemas de inoculación de plantas

  1. Caldo líquido de dextrosa de patata (PDB): Preparar 21 g/L de PDB en agua ultrapura en un matraz termoestable.
  2. Caldo líquido de dextrosa Czapek (CDB): Prepare 42 g/L CDB en agua ultrapura en un matraz termoestable.
  3. Medio para el sistema de inoculación de placas de Petri: Preparar un matraz termoestable con 1,5 g/L murashige y Skoog medio (MS) y 8 g/L de agar en agua ultrapura.
    NOTA: Evite el azúcar en este medio, ya que conducirá a un crecimiento excesivo de hongos después de la inoculación.
  4. Medio para el sistema de inoculación a base de vasos de plástico: Preparar un matraz termoestable con 4,4 g/L de MS, 0,2 g/L de MgSO4, 1 g/L de KNO3, 0,5 g/L de ácido 2-(N-morfolino)etanosulfónico (MES) y 6,0 g/L de agar en agua ultrapura y ajustar el pH a 5,7 con 5 M koh.
    NOTA: Evite el azúcar en este medio, ya que conducirá a un crecimiento excesivo de hongos después de la inoculación.
  5. 1/4 MS medio: Preparar 1.2 g/L MS en agua ultrapura.
  6. Utilice el autoclave para esterilizar todas las soluciones anteriores. Coloque los matraces de vidrio en la cesta, cierre la tapa y esterilice durante 15 min a 121 °C y 98,9 kPa.

2. Esterilización de la superficie de las semillas de las plantas

NOTA: Utilice el siguiente protocolo siempre para esterilizar la superficie de las semillas de Arabidopsis, colza y tomate antes de la siembra.

  1. Transfiera las semillas a un tubo de reacción de 2 ml. Coloque el tubo en un exsecador con una capacidad interna de 5,8 L.
  2. Genere gas cloro en el exsecador agregando 6 ml de ácido clorhídrico (HCl) al 33% en 100 ml de hipoclorito de sodio acuoso al 12% (NaClO).
  3. Cierre inmediatamente la tapa del exsecador e incube las semillas durante 3 h en el gas.

3. Preparación del inóculo con esporas de Verticillium (conidios derivados de la asexualidad)

NOTA: Cultivar V. dahliae (cepa JR2) de la misma manera que V. longisporum (cepa Vl43)17,18,19. Asegúrese de que todos los equipos y medios estén libres de gérmenes y que todos los pasos se realicen en una campana de flujo laminar para mantener el inóculo axénico.

  1. Llene 150 ml de PDB líquido (paso 1.1) en un matraz de artimaña de 500 ml y complemente el medio con 500 mg / L de cefotaxima.
  2. Agregue Verticillium conida del almacenamiento de stock de glicerol al medio PDB. Cierre el matraz con un tapón de espuma estéril.
  3. Incubar el cultivo durante 7-10 días en una caja oscura a temperatura ambiente (RT) bajo agitación continua y horizontal (agitador rotativo; 60 rpm). Esto da como resultado pequeñas esferas de micelios blancos.
  4. Retire y deseche el sobrenadante PDB con cuidado. La mayor parte del micelio debe permanecer en el matraz.
  5. Añadir 100 ml de CDB líquido (paso 1.2) sobre el micelio en el matraz de artimañas y complementar el medio con 500 mg/L de cefotaxima.
  6. Incubar otros 4-5 días en una caja oscura en RT bajo agitación continua y horizontal (agitador rotativo, 60 rpm) para inducir la esporulación. El sobrenadante se volverá amarillento-grisáceo a medida que se liberen los conidios.
  7. Filtre una porción (5-10 ml) del líquido que contiene conidios a través de un papel de filtro (nivel de retención de partículas de 8-12 μm) en un tubo de recolección estéril de 50 ml. Esto separa las esporas del micelio.
  8. Determine la concentración de esporas mediante el uso de una cámara de conteo celular y un microscopio. Diluir con medio 1/4 MS libre de gérmenes en agua ultrapura hasta obtener las concentraciones de esporas que se indican a continuación.
    NOTA: Bajo el microscopio, los conidios de V. longisporum son en su mayoría de largo dibujo y de 7.1-8.8 μm de tamaño, mientras que los conidios de V. dahliae son más cortos (3.5-5.5 μm) y bastante esféricos20.
  9. Use estos conidios recién cosechados como inóculo. Asegúrese de realizar los experimentos siempre con conidios recién cosechados y no con existencias congeladas, ya que la congelación reduce significativamente el número de esporas viables19.
  10. Para el almacenamiento a largo plazo, congele las esporas como solución de esporas altamente concentrada (aproximadamente 1 x 108 esporas/ml) en glicerol al 25% a -80 °C (almacenable hasta 1 año). Para los siguientes experimentos, use estas existencias de glicerol para inocular el medio PDB en el paso 3.2.

4. Un sistema de inoculación in vitro estéril basado en placas de Petri

NOTA: Para el sistema de placas de Petri17, asegúrese de que todos los equipos y medios estén libres de gérmenes y que todos los pasos se realicen en una campana de flujo laminar.

  1. Después del autoclave, vierta el medio (ver paso 1.3) en placas de Petri.
  2. Después del endurecimiento del medio, vuelva a empacar las placas de Petri en una bolsa de plástico estéril y guárdelas boca abajo durante la noche en el refrigerador (4-10 ° C). Un medio refrigerado ayuda a evitar el deslizamiento del medio en los siguientes pasos.
  3. Cortar y extraer un canal de infección y el tercio superior del medio solidificado con un bisturí (Figura 1A). Evite obtener líquido o aire debajo del medio de agar mientras corta; de lo contrario, el medio se deslizará y cerrará el canal de infección.
  4. Distribuya 50-100 semillas de Arabidopsis esterilizadas en la superficie con una punta de pipeta estéril en la superficie superior cortada. Coloque las semillas en el ángulo donde la superficie del agar cortado entre en contacto con la pared de la placa de Petri para que las raíces puedan crecer entre el medio y la pared de la placa de Petri. Esto facilitará la inoculación posteriormente.
  5. Cierre las placas de Petri y séllelas con cinta adhesiva permeable al aire para permitir el intercambio de gases.
  6. Después de la estratificación durante 2 días en la oscuridad a 4 ° C, coloque las placas verticalmente en un estante adecuado y cultive las plantas a 22 ° C ± 1 ° C en condiciones de día largo (16 h de luz / 8 h de oscuridad) en una cámara de crecimiento.
  7. Cuando la mayoría de las raíces alcanzan el canal de infección (aproximadamente plántulas de 9-11 días de edad), coloque las placas horizontalmente, ábralas y agregue 500 μL de Verticillium conidia recién cosechado con una concentración de 4 x 105 esporas / ml directamente en el canal de infección, asegurándose de que el líquido se distribuya uniformemente en el canal.
  8. Del mismo modo, prepare placas de control agregando 500 μL de una solución simulada en lugar de esporas (medio 1/4 MS libre de gérmenes).
  9. Incubar las placas horizontalmente durante un par de minutos hasta que el líquido se haya empapado y no pueda filtrarse cuando las placas se configuren verticalmente de nuevo. Luego, cierre la tapa y selle las placas con cinta adhesiva permeable al aire.
  10. Incubar las placas verticalmente en la cámara de crecimiento. Opcionalmente, cubra las partes de la raíz con cajas de papel negras para oscurecer las raíces y los hongos transmitidos por el suelo (ver19).
  11. Realice los análisis en los puntos de tiempo preferidos después de la inoculación dependiendo de la pregunta de investigación (consulte las leyendas de las figuras para conocer los puntos de tiempo exactos utilizados aquí). A continuación se presentan algunas sugerencias.
    1. Cortar las hojas de las raíces y cosechar ambas por separado. Saque las tiras de agar de las placas de Petri para acceder fácilmente a las raíces y sáquelas cuidadosamente del agar con fórceps. Congelar todo el material vegetal inmediatamente en nitrógeno líquido.
      1. Moler las muestras en nitrógeno líquido. Extraer ADN total de 100 mg de material foliar para determinar mediante una PCR cuantitativa (qPCR) la cantidad de ADN fúngico en relación con el ADN de la planta (ver19).
      2. Moler las muestras en nitrógeno líquido. Tomar 100 mg de material vegetal y extraer arn total. Realizar PCR de transcripción inversa cuantitativa (qRT-PCR) para determinar la expresión de genes de plantas (o genes fúngicos) durante la infestación (ver19).
    2. Retire cuidadosamente las raíces del agar evitando lesiones y examínelas bajo el microscopio fluorescente.
      1. Determinar la inducción de genes marcadores en líneas reporteras de plantas (por ejemplo, luciferasa, β-glucuronidasa o reporteros fluorescentes 17,19,21).
      2. Visualice la propagación de hongos en la raíz mediante el uso de líneas mensajeras de hongos (por ejemplo, V. longisporum que expresa constitutivamente la proteína verde fluorescente mejorada, Vl-sGFP 9) o mediante técnicas de tinción (por ejemplo, a través de 5-bromo-4-cloro-3-indoxil-N-acetil-beta-d-glucosaminida (X-beta-D-Glc-Nac)18).

5. Un sistema de inoculación in vitro estéril organizado con vasos de plástico

NOTA: Como se señaló en la primera descripción de esta técnica19, asegúrese de que todos los equipos y medios estén libres de gérmenes y que todos los pasos se realicen en una campana de flujo laminar.

  1. Utilice vasos de plástico transparentes con un volumen total de 500 ml y esterilícelos en un baño de etanol al 70% -75% durante al menos 20 minutos. Seque las tazas en la campana de flujo laminar.
  2. Vierta el medio en autoclave (ver paso 1.4) en los vasos de plástico. Opcionalmente, agregue cefotaxima (concentración final de 50 mg / L) al medio en autoclave para evitar contaminaciones bacterianas. Use 150 ml de medio por taza para experimentos con Arabidopsis o más medio (250-300 ml por taza) para experimentos con especies de plantas más grandes (colza, tomate).
  3. Coloque una capa de plástico (esterilizada antes incubando en etanol al 70%-75% durante 20 min) en el medio antes de que se solidifique (Figura 1B).
    NOTA: Esta capa de plástico contiene cuatro orificios prefabricados en las esquinas para colocar semillas esterilizadas en la superficie. Esto permite que las semillas accedan al medio. Más tarde, esta capa de separación evita que las hojas toquen el medio que contiene hongos, de modo que los microbios no pueden atacar directamente a las hojas y deben tomar la vía de la raíz. Otro agujero está en el centro, lo que permite cortar el canal de infección.
  4. Cuando el medio se haya solidificado, corte el agar con un bisturí a través del orificio central prefabricado a una profundidad de aproximadamente 1,5 cm. Retire el agar cortado para crear un canal de infección en el que las esporas de hongos se puedan agregar más tarde.
  5. Rasque ligeramente el medio de agar con una punta de pipeta en los cuatro orificios más pequeños para interrumpir la piel solidificada (esto permite que las semillas absorban el agua del medio de agar acuoso). Coloque las semillas con una punta de pipeta en los orificios más pequeños.
  6. Cierre el vaso de plástico con un segundo vaso de plástico invertido y selle con cinta adhesiva permeable al aire. La cinta debe permitir el intercambio de gases.
  7. Después de la estratificación durante 3 días en la oscuridad a 4 ° C, incube los sistemas de copas bajo 12 h de luz / 12 h de oscuridad (Arabidopsis, colza oleaginosa) o 16 h de luz / 8 h de condiciones de oscuridad (tomate) en cámaras de crecimiento a una temperatura constante de 22 ° C y 60% de humedad.
  8. Siga la edad recomendada de las plantas para la inoculación: 21 días para Arabidopsis; 5-7 días para la colza oleaginosa; 12 días para tomate.
  9. Inocular las plántulas con Verticillium añadiendo 1 ml de solución de conidios (concentración recomendada: 4 x 105 esporas/ml) en el canal de infección. Para preparar muestras de control, agregue 1 ml de solución simulada sin esporas (medio 1/4 MS libre de gérmenes) en el canal.
  10. Realice los análisis en los puntos de tiempo preferidos después de la inoculación dependiendo de la pregunta de investigación (consulte las leyendas de las figuras para conocer los puntos de tiempo exactos utilizados aquí). A continuación se presentan algunas sugerencias.
    1. Tome fotografías de las plantas con una cámara digital desde arriba manteniendo la misma distancia para cada foto. Cuantifique el área de la hoja (por ejemplo, con ImageJ22 o BlattFlaeche17,19; use la longitud de las copas para establecer la escala) y compare los grupos infectados y de control. Categorizar el desarrollo de los síntomas de la enfermedad (por ejemplo, hojas más pequeñas, más amarillentas o necróticas).
      NOTA: Si hay tallos en Arabidopsis, retírelos para obtener mejores fotos de las rosetas.
    2. Retire las raíces y defina la biomasa (peso fresco) de los brotes de las muestras infectadas y controle las muestras pesando. Determine el peso fresco relativo19.
    3. Recoja las muestras para los análisis moleculares de la siguiente manera.
    4. Arabidopsis: Retire los tallos si los hay. Corta las rosetas en la base de las raíces. Asegúrese de excluir todo el material de raíz de la muestra y cosechar rosetas enteras. Combine 4-5 rosetas de diferentes plantas en una muestra y congele el material de la hoja en nitrógeno líquido.
    5. Saque las raíces con cuidado del medio con fórceps, presiónelas y aplíquelas con una toalla de papel para eliminar los restos de agar y combine 4-5 raíces de diferentes plantas en una muestra. Congelar inmediatamente en nitrógeno líquido.
    6. Colza/tomate: Corte los segmentos del tallo del hipocótilo (por ejemplo, 1 cm de longitud; siempre tome la misma región del tallo). Combine el material de 4-5 plantas en cada muestra y congele en nitrógeno líquido.
    7. Moler las muestras en nitrógeno líquido. Extraiga el ADN total de 100 mg del material de la hoja o del tallo para determinar a través de qPCR la cantidad de ADN fúngico en relación con el ADN de la planta (ver19).
    8. Moler las muestras en nitrógeno líquido, tomar 100 mg de material vegetal y extraer ARN total. Realizar qRT-PCR para determinar la expresión de genes de plantas (o genes fúngicos) tras la infestación (ver19).

6. Un sistema de inoculación basado en el suelo en macetas

  1. Mezcle bien el suelo y la arena en una proporción volumétrica de 3: 1 (suelo: arena) para facilitar el lavado del sustrato de las raíces. Vierta la mezcla en una bolsa de autoclave. Si la mezcla está demasiado seca, agregue una cantidad adecuada de agua y mézclela en el sustrato. Vapor a 80 °C durante 20 min en autoclave para minimizar las contaminaciones microbianas.
    NOTA: Evite calentar a más de 80 ° C, ya que esto puede afectar los nutrientes orgánicos del suelo.
  2. Llene las macetas con la mezcla de tierra y arena y transfiéralas a bandejas. Agregue agua en las bandejas aproximadamente 1/3 de la altura de una maceta, de modo que la mezcla de tierra y arena se empape completamente con agua. Además, rocíe con agua el sustrato con una botella de spray para garantizar condiciones de arranque húmedas.
  3. Siembre 3-4 semillas en cada maceta (Figura 1C) asegurándose de que las semillas tengan suficiente distancia entre sí. Manténgalos durante 3 días en la oscuridad a 4 ° C para la estratificación para sincronizar la germinación.
    NOTA: Precultivar un exceso de plantas, lo que permite una selección de plantas de tamaño similar para los experimentos de inoculación y reduce las desviaciones debidas a diferencias individuales.
  4. Deje que las plántulas crezcan en condiciones de día largo (16 h de luz / 8 h de oscuridad; temperatura constante de 22 ° C; 60% de humedad) con riego regular.
  5. Siga la edad recomendada de las plantas para la inoculación: 21 días para Arabidopsis, 7 días para la colza y 10 días para el tomate. Escoge plantas de tamaño similar para realizar la "inoculación por inmersión radicular"15,17,23,24. Saque el suelo de las macetas y excave cuidadosamente las raíces.
  6. Lave suavemente solo las raíces en un recipiente de agua y mantenga las rosetas fuera del agua. Incubar las raíces lavadas durante 60 min en una placa de Petri que contenga la solución de esporas de Verticillium (concentración recomendada: 2 x 106 esporas/ml). Para el grupo de control no infectado, incube las raíces durante 60 min en la solución simulada sin esporas (medio 1/4 MS libre de gérmenes).
  7. Prepare macetas nuevas con tierra húmeda y esterilizada al vapor (80 °C durante 20 min) sin arena. Use una punta de pipeta para hacer un agujero en el centro del suelo en cada maceta.
  8. Coloque directamente las raíces en el agujero (transfiera solo una planta por maceta). Después de insertar las raíces, asegúrese de rellenar los agujeros cuidadosamente con tierra. Evite presionar el suelo, de lo contrario, replantar puede causar síntomas de estrés como hojas moradas.
  9. Cultive grupos infectados y de control en condiciones de día largo (16 h de luz / 8 h de oscuridad; una temperatura constante de 22 ° C; 60% de humedad) con riego regular.
  10. Realice los análisis en los puntos de tiempo preferidos después de la inoculación dependiendo de la pregunta de investigación (consulte las leyendas de las figuras para conocer los puntos de tiempo exactos utilizados aquí). A continuación se presentan algunas sugerencias.
    1. Tome fotografías de las plantas con una cámara digital desde arriba, manteniendo la distancia igual para cada foto. Cuantifique el área de la hoja (por ejemplo, con ImageJ22 o BlattFlaeche17,19; use el diámetro de las macetas para establecer la escala) y compare los grupos infectados y de control. Categorizar el desarrollo de síntomas de la enfermedad (por ejemplo, hojas más pequeñas, más amarillentas o necróticas)13.
      NOTA: La eliminación de tallos de Arabidopsis facilita la toma de fotos de las rosetas.
    2. Retire las raíces y defina la biomasa (peso fresco) de los brotes de las muestras infectadas y controle las muestras pesando. Determine el peso fresco relativo19.
    3. Alternativamente, mida la altura de la planta o clasifique el crecimiento de hongos de los segmentos del tallo para evaluar la gravedad de la enfermedad13.
    4. Recolectar muestras para análisis moleculares de la siguiente manera.
    5. Arabidopsis: Retirar los tallos. Cortar las rosetas en la corona de la raíz. Combine 4-5 rosetas de diferentes plantas en una muestra. Congelar el material de la hoja en nitrógeno líquido.
      NOTA: En el caso de las raíces, es difícil limpiarlas lo suficiente del suelo sin reprogramar la expresión génica a través del lavado.
    6. Colza/tomate: Corte los segmentos del tallo del hipocótilo (por ejemplo, 1 cm de longitud; siempre tome la misma región del tallo). Combine el material de 4-5 plantas en una muestra y congélelo en nitrógeno líquido.
    7. Moler las muestras en nitrógeno líquido. Extraiga el ADN total de 100 mg de material de hoja o tallo para determinar a través de qPCR la cantidad de ADN fúngico en relación con el ADN de la planta (ver19).
    8. Moler las muestras en nitrógeno líquido, tomar 100 mg de material vegetal y extraer ARN total. Realizar qRT-PCR para determinar la expresión de genes de plantas (o genes fúngicos) tras la infestación (ver19).

7. Análisis de los datos

  1. Calcular el promedio y la desviación estándar (± DE) en función de las réplicas biológicas.
  2. Calcule los valores relativos dividiendo todos los resultados del grupo infectado por el resultado del control. Muestre el promedio como, por ejemplo, "relativo a simulado" o "relativo a tipo salvaje".
  3. Determinar la significación estadística entre los grupos.

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Figura 1: Compilación de los tres sistemas de inoculación y pasos individuales en los protocolos. Estas figuras ilustran los sistemas con la planta modelo Arabidopsis thaliana. Para otras especies de plantas, el tiempo debe ajustarse. Resaltan las cajas naranjas, para las cuales los análisis posteriores son los más recomendables con el sistema respectivo. (A) Para el sistema de inoculación en placas de Petri17, vierta el medio y deje que se solidifique. Mantenga los platos en la nevera durante la noche. Luego, corte y retire el tercio superior, así como el canal de infección (CI) con un bisturí (las áreas blancas en la ilustración se eliminaron del agar, mientras que las áreas azuladas representan el agar). Coloque las semillas en la superficie cortada y cierre las placas de Petri. Después de la estratificación, coloque las placas verticalmente y deje que las plantas crezcan. Una vez que la mayoría de las raíces hayan alcanzado el canal de infección, agregue la solución de esporas con una pipeta directamente en el canal. Asegúrese de que la solución esté distribuida uniformemente. Cierre las placas de Petri e incube verticalmente en una cámara de crecimiento. Los enfoques que pueden seguir son el análisis expresional con PCR de transcripción inversa cuantitativa (qRT-PCR), la microscopía con líneas reporteras y la cuantificación del ADN microbiano. (B) Para el sistema de inoculación en vasos de plástico19, vierta el medio y transfiera la capa de plástico separadora con los orificios prefabricados (cuatro pequeños orificios en las esquinas para colocar las semillas y un agujero grande en el centro para el canal de infección). Deja que el medio se solidifique. Cortar y retirar el medio de agar en el orificio central con un bisturí para obtener el canal de infección (CI). Rasca el medio en los agujeros más pequeños y transfiere las semillas. Cierre la taza con una taza invertida y selle con cinta permeable al aire (simbolizada en amarillo). Deja que las plantas crezcan. Para la inoculación, agregue la solución de esporas con una pipeta directamente en el canal de infección. Cierre el sistema y continúe el cultivo en la cámara de crecimiento. Los enfoques que pueden seguir son el análisis expresional con qRT-PCR, la cuantificación del ADN microbiano y la determinación del peso fresco, el área de la hoja u otras características de la enfermedad. (C) "Inoculación por inmersión de raíces"15,17,23,24: para el sistema de inoculación basado en el suelo, llene las macetas con una mezcla de tierra: arena. Transfiera las semillas y deje que las plántulas crezcan. Excava plantas de tamaño similar y lava las raíces en agua. Coloque las raíces lavadas en una placa de Petri que sostenga la solución con las esporas. Después de la incubación, inserte plantas individuales en macetas con tierra. Los enfoques que pueden seguir son el análisis expresional en hojas con qRT-PCR, la cuantificación del ADN microbiano y la determinación del peso fresco, el área de la hoja u otras características de la enfermedad. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Resultados

Siguiendo el protocolo, las plantas fueron cultivadas e inoculadas con V. longisporum (cepa Vl4325) o V. dahliae (aislado JR218). Se diseñaron varios escenarios para demostrar la efectividad y resaltar algunas capacidades de los protocolos dados. Se muestran resultados representativos.

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Discusión

Debido a las tremendas pérdidas de rendimiento causadas por los fitopatógenos transmitidos por el suelo1, se requiere una mejora de las estrategias agrícolas o las variedades de cultivos. La limitada comprensión de la patogénesis de las enfermedades transmitidas por el suelo dificulta el desarrollo de plantas más resistentes. Es necesario explorar los mecanismos patológicos subyacentes, para lo cual se requiere una plataforma metodológica robusta. Los procedimientos de inoculación reporta...

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Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Los autores reconocen a Tim Iven y Jaqueline Komorek por su trabajo previo en estos métodos, al grupo de Wolfgang Dröge-Laser (Departamento de Biología Farmacéutica, Universidad de Würzburg, Alemania) por proporcionar el equipo y los recursos necesarios para este trabajo, y a Wolfgang Dröge-Laser, así como a Philipp Kreisz (ambos de la Universidad de Würzburg) por la revisión crítica del manuscrito. Este estudio fue apoyado por la "Deutsche Forschungsgemeinschaft" (DFG, DR273/15-1,2).

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Materiales

NameCompanyCatalog NumberComments
Agar (Gelrite)Carl RothNr. 0039all systems described require Gelrite
Arabidopsis thaliana wild-typeNASC stockCol-0 (N1092)
AutoclaveSystecVE-100
BlattFlaecheDatinf GmbHBlattFlaechesoftware to determine leaf areas
Brassica napus wild-typesee Floerl et al., 2008rapid-cycling rapegenome ACaacc
Cefotaxime sodiumDuchefaC0111
Chicanery flask 500 mLDuran Group / neoLabE-1090Erlenmeyer flask with four baffles
Collection tubes 50 mLSarstedt62.547.254114 x 28 mm
Czapek Dextrose Broth mediumDuchefaC1714
Digital cameraNikonD3100 18-55 VR
Exsiccator (Desiccator )Duran Group200 DN, 5.8 LSeal with lid to hold chlorine gas
Fluorescence MicroscopeLeicaLeica TCS SP5 II
HClCarl RothP074.3
KNO3Carl RothP021.1≥ 99 %
KOHCarl Roth6751
LeukoporBSN medical GmbH2454-00 APnon-woven tape 2.5 cm x 9.2 m
MES (2-(N-morpholino)ethanesulfonic acid)Carl Roth4256.2Pufferan ≥ 99 %
MgSO4Carl RothT888.1Magnesiumsulfate-Heptahydrate
Murashige & Skoog medium (MS)DuchefaM0222MS including vitamins
NaClOCarl Roth9062.1
Percival growth chambersCLF Plant Climatics GmbHAR-66L2
Petri-dishesSarstedt82.1473.001size ØxH: 92 × 16 mm
Plastic cups (500 mL, transparent)Pro-pac, salad boxx5070size: 108 × 81 × 102 mm
Pleated cellulose filterHartensteinFF12particle retention level 8–12 μm
poly klima growth chamberpoly klima GmbHPK 520 WLED
Potato Dextrose Broth mediumSIGMA AldrichP6685for microbiology
PotsPöppelmann GmbHTO 7 D or TO 9,5 DØ 7 cm resp. Ø 9.5 cm
PromMYB51::YFPsee Poncini et al., 2017MYB51 reporter lineYFP (i.e. 3xmVenus with NLS)
Reaction tubes 2 mLSarstedt72.695.400PCR Performance tested
Rotary (orbital) shakerEdmund BühlerSM 30 C control
Sand (bird sand)Pet Bistro, Müller Holding786157
SoilEinheitserde spezialSP Pikier (SP ED 63 P)
Solanum lycopersicum wild-typesee Chavarro-Carrero et al., 2021Type: Moneymaker
Thoma cell counting chamberMarienfeld642710depth 0.020 mm; 0.0025 mm2
Ultrapure water (Milli-Q purified water)MERKIQ 7003/7005water obtained after purification
Verticillium dahliaesee Reusche et al., 2014isolate JR2
Verticillium longisporumZeise and von Tiedemann, 2002strain Vl43

Referencias

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