Vorremmo riconoscere le nostre fonti di finanziamento: Il California Institute for Training rigenerativa di Grant Fellow Medicina Clinica (AN), National Science Foundation (MW), Irene Premio Perstein (TCM), American College of Surgeons (TCM), American Pediatric Surgical Association ( TCM), e il March of Dimes (TCM).

1. Preparazione del Pipette iniezione <ol><li> Calibrare l&#39;estrattore pipetta in modo tale che la separazione della pipetta di vetro avviene entro 15 secondi (vedere le istruzioni del produttore per quanto riguarda la taratura). La pipetta avrà un cono in cui separa. </li><li> Tagliare l&#39;estremità della pipetta in modo che la distanza dall&#39;inizio del cono fino alla fine della pipetta è 1,04 centimetri a 1,05 centimetri. La lunghezza della pipetta è inversamente proporzionale al calibro dell&#39;orifizio pipetta. Essere consapevoli del fatto che per fare una pipetta di più provoca anche una punta più debole che è più suscettibile alle rotture durante l&#39;iniezione. </li><li> Il prossimo passo per rendere la pipetta è quello di creare uno smusso liscia da affilare la punta di diamante su una ruota affilatura. Al momento del taglio della pipetta alla dimensione del caso, la pipetta rompe spesso con uno smusso naturale sulla punta che deve essere usata quando si inserisce la pipetta sulla ruota. Durante questo processo, è importante riposare delicatamente la pipetta sulla ruota affilatura e rivalutare periodicamente per assicurarsi che la pipetta è ancora in contatto con la ruota (come la smussatura diventa più liscia, perderà il contatto con la ruota sharpening). </li><li> Una volta che la coppia conica è liscia, la punta della pipetta deve essere affilato (Figura 1). Elevare la pipetta in modo tale che non è più toccando la ruota affilatura, ruotare in senso orario con 10-50 gradi, e posto sul retro pipetta sulla ruota girevole affilatura per ~ 10 secondi. Ritirare la pipetta dalla ruota affilatura e ora esaminare il bordo. Questa fase di solito deve essere ripetuto con diversi piccoli aggiustamenti per creare un bordo tagliente. Se la pipetta è posizionato sul bordo per troppo tempo, è più probabilità di sviluppare una superficie irregolare (Figura 1). Dopo aver completato un lato, si può procedere per affinare il bordo opposto ripetendo i passaggi precedenti. </li><li> Utilizzare un pennarello indelebile per disegnare una linea circonferenziale ogni quattro millimetri di partenza dove il cono della pipetta comincia. Tale delimitazione corrisponde a 5UL di volume. </li></ol> 2. Nell&#39;utero trapianto <ol><li> Dopo aver preparato il materiale iniettabili (per esempio le cellule, virus, ecc) è possibile impostare per l&#39;iniezione. Usiamo un microinjector collegato ad aria compressa con le seguenti impostazioni: (impostazioni di pressione: ingresso 60-80 psi, riempire 40 psi, iniettare 8-12 psi, equilibrio 0 psi, tenere premuto 0 psi, il tempo di iniezione 100 millisecondi). </li><li> Per sterilizzare la pipetta di iniezione, pulire due volte con EtOH 70% seguita da due volte con PBS 1X sterile. Come la punta della pipetta è molto fragile, si sconsiglia di sterilizzazione in autoclave le pipette di iniezione. </li><li> Le iniezioni possono essere fatto usando 2.5X-3.5X occhialini ingrandimento o un microscopio da dissezione. Preparare l&#39;area di procedura con una coperta il riscaldamento, l&#39;illuminazione e gli strumenti chirurgici necessari. </li><li> Anestetizzare il mouse in stato di gravidanza (che utilizziamo isofluorano e ossigeno forniti tramite una unità di anestesia continua di flusso). Posizionare il mouse su una piastra elettrica in posizione supina e apporre ogni arto con del nastro adesivo per fissare il mouse in posizione. </li><li> Agganciare il pelo. Poi, indossando guanti chirurgici sterili, preparazione l&#39;addome con 10% di povidone-iodio seguito da alcol, e iniettare un analgesico come la buprenorfina. </li><li> Eseguire un&#39;incisione 1 centimetro nel basso addome (l&#39;aspetto più inferiore della incisione dovrebbe essere di circa 1 centimetro superiore alla introitus). Incidere la pelle e la fascia. Fare attenzione a non danneggiare gli organi addominali (intestino e vescica), che sono immediatamente sotto lo strato sottile di fascia. </li><li> Utilizzando tamponi di cotone, delicatamente allungare la fascia e fornire l&#39;utero gravido attraverso l&#39;incisione. Contare il numero totale di feti per prima cosa identificare le ovaie a destra ea sinistra per essere sicuri di visualizzare l&#39;intero utero. Posto l&#39;utero indietro nella cavità addominale prima di procedere in modo che i feti restano caldo mentre si prepara per le iniezioni. </li><li> Aspirare il volume appropriato di materiale per il numero di feti si prevede di iniettare. Mentre si riempie l&#39;ago con il campione, è importante mantenere la punta della pipetta sommersa per evitare aspirare il campione nel tubo microinjector. Dato che le cellule sono generalmente in un piccolo volume, di solito loro posto in una microcentrifuga di piccole dimensioni (es: 0,5 ml), tubo o direttamente su un pezzo di Parafilm essere in grado di riempire l&#39;ago senza rompere la punta della pipetta. </li><li> Premere delicatamente ogni feto e identificare la parte del feto si prevede di iniettare (ad esempio il fegato, cavità peritoneale, gamba, ecc.) Con il pollice e l&#39;indice, è necessario stabilizzare il feto nella cavità amniotica in modo che non ruoti mentre si sta eseguendo l&#39;iniezione. E &#39;importante tenere il feto con fermezza sufficiente a stabilizzarlo ancora abbastanza delicatamente per evitare di danneggiarlo. </li><li> Inserire con cautela la pipetta attraverso l&#39;utero, amnios, e la pelle del feto, e in l&#39;organo bersaglio. Se la pipetta è tagliente, dovrebbe passare facilmente attraverso questi tessuti. Se la punta della pipetta è noiosa, è wi<html> ll tenting avviso di dell&#39;utero e delle membrane amniotiche. Iniettare il volume desiderato in ogni feto. E &#39;imperativo che i vostri movimenti essere costante durante il periodo di inserimento, l&#39;iniezione, e il ritiro della pipetta. </li><li> Una volta che il volume desiderato viene iniettato, ritirare la pipetta con attenzione. Se fatto correttamente, materiale non deve fuoriuscire dalla cavità amniotica o dell&#39;utero. Se un grande buco viene creato nel sacco amniotico, che si può riconoscere dalla fuoriuscita di liquido amniotico, poi la sopravvivenza è messa a repentaglio. Infine, per gli studi che prevedono la raccolta post-natale, tutti i feti devono ricevere iniezioni tecnicamente perfetto in quanto non c&#39;è modo di distinguere i feti iniettato e uninjected dopo la nascita. </li><li> Se si esegue iniezioni nel fegato fetale, si può occasionalmente vede del sangue nella punta della pipetta, dopo il ritiro, questo conferma che sono nella posizione corretta e non dovrebbe pregiudicare la sopravvivenza. Se si esegue iniezioni intra-peritoneale, hanno lo scopo leggermente al di sotto del fegato fetale. Per le iniezioni intramuscolari, è possibile posizionare il feto per identificare l&#39;anca e femore e iniettare il muscolo gluteo. Infine, per preparazioni iniettabili intraventricolare, è facile vedere i punti di sutura coronale per dirigere la pipetta al bersaglio appropriato. Per queste iniezioni, pipette calibro leggermente più grandi sono necessari per penetrare il cranio senza rompere la pipetta. </li><li> Successivamente, con cura posto l&#39;utero indietro nella cavità addominale. Assicurarsi che non sia attorcigliata su se stessa o attorno al suo apporto vascolare. Consegna 1 ml di PBS 1X sterile nella cavità peritoneale della madre per sostituire qualsiasi fluido che è stato perso durante la procedura. Chiudere l&#39;incisione a 2 strati con una sutura assorbibile intrecciata 5-0 (es: Vicryl). Prima chiudere la fascia senza ferire l&#39;intestino o vescica sottostante, e quindi chiudere la pelle. </li><li> A questo punto, dopo la procedura di farmaci possono essere somministrati per l&#39;analgesia. Ritorno ogni femmina iniettato nella sua gabbia individuale e posizionare la gabbia in una coperta riscaldamento. Monitorare il mouse fino a quando non è in posizione verticale. Mettere biancheria da letto nella gabbia e posizionare il mouse in una zona tranquilla della struttura del mouse dove non dovrebbe essere disturbato (cioè non la pulizia della gabbia) fino a diversi giorni dopo il parto. Riducendo al minimo qualsiasi ulteriore stress per l&#39;animale si riduce la probabilità di parto pretermine. </li><li> Una volta completato l&#39;iniezione, pulire la pipetta sterile due volte con PBS 1X ed una volta con il 70% EtOH. </li><li> Femmine iniettare deve essere osservato ogni giorno per assicurare che si stanno riprendendo dalla procedura senza difficoltà. L&#39;incisione devono essere monitorati per gonfiore, infiammazione segni, la separazione delle ferite, e altre infezioni. Post-operatorio analgesici possono essere somministrati, se necessario. </li></ol> 3. Rappresentante dei risultati: La sopravvivenza dei feti iniettato a termine la consegna è il principale fattore limitante per raggiungere il successo con questa tecnica. A seconda del materiale iniettato e la tensione di mouse utilizzato, i tassi di sopravvivenza può variare. In generale, le iniezioni di cellule ematopoietiche in topi wild-type a E14 dovrebbe tradursi in almeno il 50% nati vivi cuccioli. Alti tassi di sopravvivenza sono possibili a seconda sia gli aspetti tecnici della iniezione e le caratteristiche dei topi viene iniettato. Ridurre al minimo il trauma per le membrane dell&#39;utero e amniotico è l&#39;aspetto più importante tecnica di questo protocollo. Sharp, pipette di piccolo calibro si tradurrà in minimo trauma uterina durante l&#39;iniezione. Si consiglia di non utilizzare aghi da iniezione standard del calibro di prefabbricati aghi è troppo grande e si tradurrebbe in un grande buco in utero. Fatti a mano pipette iniezione di vetro sono gli unici aghi di piccolo calibro che possono essere utilizzati per iniezioni in utero. Un&#39;attenta e meticolosa tecnica chirurgica, compresa la gestione delicata dell&#39;utero e una breve anestesia è fondamentale anche per ottenere risultati ottimali. Caratteristiche specifiche dei topi riceventi come il background genetico, l&#39;età gestazionale, e la dimensione cucciolata può colpire anche la sopravvivenza. Alcuni ceppi di topi sono più suscettibili di parto pretermine e la perdita di gravidanza, a seconda del loro background genetico. 15 animali transgenici con difetti muscolari o neurodegenerative può avere una ridotta capacità di offrire feti vaginale dopo aver subito una laparotomia mediana. 8 Queste donne in gravidanza può richiedere la consegna da parte taglio cesareo. Abbiamo anche scoperto che l&#39;età gestazionale al momento della iniezione può impatto vitalità. Feti che sono di età inferiore ai 12 giorni embrionali hanno una minore incidenza di sopravvivenza rispetto ai vecchi feti. Infine, abbiamo trovato che le dimensioni dei rifiuti di grandi dimensioni (&gt; 10 feti) tendono ad avere più alti tassi di morte del feto dopo l&#39;iniezione. Attenzione sia gli aspetti tecnici di questa tecnica e le caratteristiche specifiche dei topi essere iniettato in grado di massimizzare la sopravvivenza dei feti iniettato. ve_content &quot;&gt; Quando questi metodi vengono eseguite correttamente, ci si può aspettare che tutti i feti sono esposti al materiale iniettato. Simile l&#39;impostazione post-natale, tuttavia, la consegna di successo di cellule o virus in utero non sempre risultato attecchimento delle cellule del donatore o gene espressione, rispettivamente. attecchimento delle cellule staminali, per esempio, dipende da diversi fattori quali la dose e la fonte delle cellule trapiantate. Allo stesso modo, il successo di trasduzione virale è, in parte, determinata dal tipo di vettore virale usato. Si deve capire i numerosi fattori che la sopravvivenza impatto cucciolo, attecchimento cellulare e trasduzione virale per raggiungere il successo con questo protocollo. <img src="/files/ftp_upload/2303/2303fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Diagramma raffigurante corretta affilatura delle pipette di iniezione (Punto 1.4)

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	<li>Flake, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Treatment+of+X-linked+severe+combined+immunodeficiency+by+in+utero+transplantation+of+paternal+bone+marrow.">Treatment of X-linked severe combined immunodeficiency by in utero transplantation of paternal bone marrow.</a> N Engl J Med. 335, 1806-1810 (1996).</li><li>Wengler, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In-utero+transplantation+of+parental+CD34+haematopoietic+progenitor+cells+in+a+patient+with+X-linked+severe+combined+immunodeficiency+(SCIDXI).">In-utero transplantation of parental CD34 haematopoietic progenitor cells in a patient with X-linked severe combined immunodeficiency (SCIDXI).</a> Lancet. 348, 1484-1487 (1996).</li><li>Flake, A. W., Zanjani, E. 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C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transduction+of+satellite+cells+after+prenatal+intramuscular+administration+of+lentiviral+vectors.">Transduction of satellite cells after prenatal intramuscular administration of lentiviral vectors.</a> J Gene Med. 7, 50-58 (2005).</li><li>Sabatino, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistent+expression+of+hF.IX+After+tolerance+induction+by+in+utero+or+neonatal+administration+of+AAV-1-F.IX+in+hemophilia+B+mice.">Persistent expression of hF.IX After tolerance induction by in utero or neonatal administration of AAV-1-F.IX in hemophilia B mice.</a> Mol Ther. 15, 1677-1685 (2007).</li><li>Mellor, A. L., Munn, D. 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Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Oltre 50 anni fa, Billingham, Brent e Medawar utilizzati in utero trapianto nei topi per indurre tolleranza immunitaria a proteine ​​estranee. 16 Da allora, diverse varianti di questa tecnica sono stati utilizzati per affrontare le questioni in immunologia e la biologia delle cellule staminali. Il protocollo dettagliato qui è uno dei metodi più accessibile per IUT. Il fegato fetale propone un obiettivo facilmente visualizzati e fornisce l&#39;accesso alla circolazio...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
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		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Pipettes</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Kimble</td>
<td>71900-100</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pipette puller</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sutter Instruments Company</td>
<td>Model P-30</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Microinjector</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Narishige</td>
<td>IM-300</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pipette sharpener</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sutter Instruments Company</td>
<td>Model BV-10</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

a mouse model of in utero transplantation

Il trapianto di cellule staminali in utero e virus ha un potenziale enorme per il trattamento di malattie congenite nel feto umano. Per esempio, nel trapianto di utero (IUT) di cellule staminali ematopoietiche è stato usato per trattare con successo pazienti con grave immunodeficienza combinata 1,2. In altre condizioni, tuttavia, IUT è stata tentata senza successo. 3 Alla luce di questi risultati contrastanti, la disponibilità di un efficiente non umani modello per studiare le conseguenze biologiche del trapianto di cellule staminali e la terapia genica è fondamentale per far avanzare questo campo. Noi e altri ricercatori hanno utilizzato il modello murino di IUT di studiare fattori che influenzano il successo di attecchimento in utero trapiantato cellule staminali ematopoietiche in entrambi i topi wild-type 4-7 e quelli con malattie genetiche. 8,9 L&#39;ambiente fetale offre anche notevoli vantaggi per l&#39; successo della terapia genica in utero. Per esempio, la consegna di adenovirali 10, virale adeno-associato 10, retrovirali 11 e vettori lentivirali 12,13 nel feto ha portato alla trasduzione degli organi più distanti dal sito di iniezione a lungo termine l&#39;espressione genica. Nell&#39;utero La terapia genica può quindi essere considerato come una possibile strategia di trattamento per i disturbi del singolo gene come la distrofia muscolare o la fibrosi cistica. Un altro potenziale vantaggio del IUT è la capacità di indurre tolleranza immunitaria ad un antigene specifico. Come si è visto nei topi affetti da emofilia, l&#39;introduzione del fattore IX presto risultati di sviluppo della tolleranza a questa proteina 14. In aggiunta al suo utilizzo nelle indagini potenziali terapie umane, il modello murino di IUT può essere un potente strumento di riflessione su questioni di base in biologia cellulare e dello sviluppo staminali. Per esempio, si possono fornire diverse piccole molecole di indurre o di inibire l&#39;espressione del gene specifico a definire le fasi di gestazione e manipolare i percorsi di sviluppo. L&#39;impatto di queste alterazioni possono essere valutate in punti temporali diversi dopo il trapianto iniziale. Inoltre, si possono trapiantare pluripotenti o lignaggio cellule progenitrici specifici nell&#39;ambiente fetale per studiare la differenziazione delle cellule staminali in un ambiente host non irradiato e imperturbabile. Il modello murino di IUT ha già fornito numerose intuizioni nei settori di immunologia e biologia cellulare e dello sviluppo staminali. In questo video basato su protocollo, si descrive passo-passo approccio a svolgere IUT in feti di topo e indicare le tappe critiche e potenziali insidie ​​di questa tecnica.

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A Mouse Model of in Utero Transplantation

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The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus.  For example, in ...

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Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed results. However, the cellular and molecular mechanisms of the neotissue development, valve thickening, and stenosis development are not researched extensively. To answer the above questions, we developed a murine heterotopic heart valve transplantation model. A heart valve was harvested from a valve donor mouse and transplanted to a heart donor mouse. The heart with a new valve was transplanted heterotopically to a recipient mouse. The transplanted heart showed its own heartbeat, independent of the recipient&#8217;s heartbeat. The blood flow was quantified using a high frequency ultrasound system with a pulsed wave Doppler. The flow through the implanted pulmonary valve showed forward flow with minimal regurgitation and the peak flow was close to 100 mm/sec. This murine model of heart valve transplantation is highly versatile, so it can be modified and adapted to provide different hemodynamic environments and/or can be used with various transgenic mice to study neotissue development in a tissue engineered heart valve.

In order to understand the cellular and molecular mechanisms underlying neotissue formation and stenosis development in tissue engineered heart valves, a murine model of heterotopic heart valve transplantation was developed. A pulmonary heart valve was transplanted to recipient using the heterotopic heart transplantation technique.

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Corneal transplantation is the most common form of organ transplantation in the United States with between 45,000 and 55,000 procedures performed each ...

Transplantation Into the Mouse Ovarian Fat Pad

Orthotopic transplantation assays in mice are invaluable for studies of cell regeneration and neoplastic transformation. Common approaches for orthotopic transplantation of ovarian surface and tubal epithelia include intraperitoneal and intrabursal administration of cells. The respective limitations of these methods include poorly defined location of injected cells and limited space volume. Furthermore, they are poorly suited for long-term structural preservation of transplanted organs. To address these challenges, we have developed an alternative approach, which is based on the introduction of cells and tissue fragments into the mouse fat pad. The mouse ovarian fat pad is located in the immediate vicinity of the ovary and uterine tube (aka oviduct, fallopian tube), and provides a familiar microenvironment for cells and tissues of these organs. In our approach fluorescence-labeled mouse and human cells, and fragments of the uterine tube are engrafted by using minimally traumatic dorsal incision surgery. Transplanted cells and their outgrowths are easily located in the ovarian fat pad for over 40 days. Long-term transplantation of the entire uterine tube allows correct preservation of all principle tissue components, and does not result in adverse side effects, such as fibrosis and inflammation. Our approach should be uniquely applicable for answering important biological questions such as differentiation, regenerative and neoplastic potential of specific cell populations. Furthermore, it should be suitable for studies of microenvironmental factors in normal development and cancer.

We describe an ovarian fad pad transplantation assay suitable for studies of normal and transformed epithelia of the female reproductive tract. The mouse fat pad allows transplantation of large tissue fragments, is easily accessible for surgery and imaging, and provides the most favorable native environment for tissues of M&#252;llerian origin.

Trapianto nel Mouse Pad ovarico Fat

Orthotopic transplantation assays in mice are invaluable for studies of cell regeneration and neoplastic transformation. Common approaches for orthotopic ...

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the aorta in mice using the sleeve method was short and easy averaging 20 min, permitting studies of iso/allo grafts. The following article describes the aortic transplantation procedure used in our laboratory. The mice were anesthetized with a mixture of 1.5% volume isoflurane and 100% oxygen through a face mask. At this point, the segment of the aorta between the renal arteries and its bifurcation was separated from the vena cava, freely prepared and clampedat the proximal and distal segments with a single silk suture. Prior to the removal of the aorta, a saline solution containing heparin was injected into the inferior vena cava. Then the aorta was cut between the clamps and a saline heparin solution was used to flush the lumen. The sleeve technique with monofilament sutures was used in order to transplant the abdominal aorta in the orthotopic position.

We present an orthotopic aortic transplantation model using the sleeve technique in mice. It is a very rapid anastomosis method, which can be employed in studies of vascular disease.

Utilizzando la tecnica di manica in un modello murino di trapianto aortico - un Video didattico

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

Mouse Model for Pancreas Transplantation Using a Modified Cuff Technique

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the availability of the widest range of molecular probes and reagents to perform in vivo as well as in vitro studies. Based on our experience with various murine transplantation models, we developed a heterotopic pancreas transplantation model in mice with the intent to analyze mechanisms underlying severe ischemia reperfusion injury-associated early graft damage. In contrast to previously described techniques using suture techniques, herein we describe a new procedure using a non-suture cuff technique. 
In recent years, we have performed more than 300 pancreas transplantations in mice with an overall success rate of &gt;90%, a success rate never described before in mouse pancreas transplantation. The backbone of this non-suture cuff technique for graft revascularization consists of two major steps: (I) pulling the recipient vessel over a polyethylene/polyamide cuff and fixing it with a circumferential ligature, and (II) placing the donor vessel over the everted recipient vessel and fixing it with a second circumferential ligature. The resultant continuity of the endothelial layer results in less thrombogenic lesions with high patency rates and, finally, high success rates.
In this model, arterial anastomosis is achieved by pulling the abdominal aorta of the donor graft over the everted common carotid artery of the recipient animal. Venous drainage of the graft is achieved by pulling the portal vein of the graft over the everted external jugular vein of the recipient. This manuscript provides details and crucial steps of the organ recovery and organ implantation procedures, which will allow researchers with microsurgical skills to perform the transplantation successfully in their laboratories.

Among abdominal solid organ transplantation, pancreatic grafts are prone to develop severe ischemia reperfusion injury-associated graft damage, leading eventually to early graft loss. This protocol describes a model of murine pancreas transplantation using a non-suture cuff technique, ideally suited for analyzing these early, deleterious damages.

Modello di topo per il trapianto di Pancreas usando una tecnica modificata polsino

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the ...

Intravital Microscopy and Thrombus Induction in the Earlobe of a Hairless Mouse

Thrombotic complications of vascular diseases are one leading cause of morbidity and mortality in industrial nations. Due to the complex interactions between cellular and non-cellular blood components during thrombus formation, reliable studies of the physiology and pathophysiology of thrombosis can only be performed in vivo. Therefore, this article presents an ear model in hairless mice and focuses on the in vivo analysis of microcirculation, thrombus formation, and thrombus evolution. By using intravital fluorescence microscopy and the intravenous (iv) application of the respective fluorescent dyes, a repetitive analysis of microcirculation in the auricle can easily be performed, without the need for surgical preparation. Furthermore, this model can be adapted for in vivo studies of different issues, including wound healing, reperfusion injury, or angiogenesis. In summary, the ear of hairless mice is an ideal model for the in vivo study of skin microcirculation in physiological or pathophysiological conditions and for the evaluation of its reaction to different systemic or topical treatments.

The ear model of the hairless SKH1-Hrhr mouse enables intravital fluorescence microscopy of microcirculation and phototoxic thrombus induction without prior surgical preparation in the examined microvascular bed. Therefore, the ear of the hairless mouse is an excellent in vivo model to study the complex interactions during microvascular thrombus formation, thrombus evolution, and thrombolysis.

Intravitale Microscopia e Trombo induzione nel lobo di un mouse Hairless

Thrombotic complications of vascular diseases are one leading cause of morbidity and mortality in industrial nations. Due to the complex interactions ...

Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization and for minimizing organ damage resulting from prolonged extracorporal circulation. The goal of this paper was to demonstrate a fully functional and clinically relevant model of cardiopulmonary bypass in a mouse. We report on the device design, perfusion circuit optimization, and microsurgical techniques. This model is an acute model, which is not compatible with survival due to the need for multiple blood drawings. Because of the range of tools available for mice (e.g., markers, knockouts, etc.), this model will facilitate investigation into the molecular mechanisms of organ damage and the effect of cardiopulmonary bypass in relation to other comorbidities.

This paper describes how to perform cardiopulmonary bypass in mice. This novel model will facilitate the investigation of the molecular mechanisms involved in organ damage.

Esclusione cardiopolmonare in un modello murino: un nuovo approccio

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization ...

Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model

Pancreatic islet transplantation to reduce hyperglycemia is highly successful in rodents with chemically-induced diabetes. The most common transplantation site in experimental islet transplantation is the kidney capsule. However, as less is known about the interaction of pancreatic islets with blood constituents, it also makes sense to utilize the portal vein approach in experimental islet transplantation.
This protocol demonstrates an intraportal islet transplantation technique in NMRI nude mice. Streptozotocin (180 mg/kg) is injected intraperitoneally to induce hyperglycemia in recipient mice. They are considered as diabetic at a non-fasting blood glucose level greater than 20 mmol/L. One day prior to transplantation, mouse pancreatic islets are isolated from the donor pancreas by collagenase digestion; a minimum of 350 islets are utilized per diabetic recipient. Depending upon the islet isolation yield, two or more donor mice are utilized per recipient. After overnight culture at 37 &#176;C, islets are administered into the recipient liver via the portal vein. After surgery, the mice are protected in red Makrolon houses and observed until are awake. This protocol maintains glycemic control for 120 days in syngeneic mice and 15 days in allogeneic mice.

Pancreatic islet transplantation is a way to achieve normoglycemia in type 1 diabetes. This article focuses on the transplantation technique through the intraportal route to maintain normal glucose levels in diabetic mice.

Intraportal trapianto di isole pancreatiche nel modello del topo

Pancreatic islet transplantation to reduce hyperglycemia is highly successful in rodents with chemically-induced diabetes. The most common transplantation ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Misurazione di contrattilità isometrica dell'arteria mesenterica Mouse con filo Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Veno-Venous Extracorporeal Membrane Oxygenation in a Mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for acute as well as end-stage lung diseases. With the increase in clinical demand and prolonged use of ECMO, procedural optimization and prevention of multi-organ damage are of critical importance. The aim of this protocol is to present a detailed technique of veno-venous ECMO in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This protocol demonstrates the technical design of the ECMO and surgical steps. This murine ECMO model will facilitate the study of pathophysiology related to ECMO (e.g., inflammation,bleeding and thromboembolic events). Due to the abundance of genetically modified mice, the molecular mechanisms involved in ECMO-related complications can also be dissected.

Here we present a protocol describing the technique of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This murine model of ECMO can be effectively implemented in experimental studies of acute and end-stage lung diseases.

Ossigenazione extracorporea veno-venoso in un Mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for ...

Un modello murino di Nell'utero Trapianto

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