Wir möchten unsere Finanzierungsquellen zu bestätigen: Die California Institute for Regenerative Medicine Clinical Fellow Training Grant (AN), National Science Foundation (MW), Irene Perstein Award (TCM), American College of Surgeons (TCM), American Pediatric Surgical Association ( TCM), und der March of Dimes (TCM).

1. Vorbereitung der Injektion Pipetten <ol><li> Kalibrieren Sie die Pipette puller wie die Trennung der Glaspipette innerhalb von 15 Sekunden (siehe Anweisungen des Herstellers bezüglich der Kalibrierung) auftritt. Die Pipette wird eine Verjüngung, wo sie trennt. </li><li> Schneiden Sie das Ende der Pipette, so dass der Abstand vom Beginn der Verjüngung bis zum Ende der Pipette 1.04cm bis 1.05cm ist. Die Länge der Pipette ist umgekehrt proportional zu dem Kaliber der Pipette Öffnung. Seien Sie sich bewusst, dass zuvor eine längere Pipette führt auch zu einer schwächeren Spitze, anfälliger für Brüche während der Injektion ist. </li><li> Der nächste Schritt, um die Pipette, um einen reibungslosen Fase durch Schärfen der Spitze auf einem Diamant-Schleifstein zu schaffen. Zum Zeitpunkt des Schneidens der Pipette auf die entsprechende Größe, die Pipette bricht oft mit einem natürlichen Fase an der Spitze, die beim Platzieren Sie die Pipette auf dem Rad werden müssen. Während dieses Prozesses ist es wichtig, vorsichtig Rest der Pipette auf dem Schleifstein und in regelmäßigen Abständen neu zu bewerten, um sicherzustellen, dass die Pipette noch berühren das Rad (wie die Schräge wird glatter, nimmt sie Kontakt mit dem Schleifstein zu verlieren). </li><li> Sobald die Schräge ist glatt, muss die Pipettenspitze geschärft (Abbildung 1). Elevate der Pipette, so dass es nicht mehr berühren Schärfscheibe, drehen Sie ihn um 10-50 Grad im Uhrzeigersinn, und setzen Sie die Pipette wieder auf den rotierenden Schleifstein für ~ 10 Sekunden. Ziehen Sie die Pipette aus der Schleifstein und nun die Kante. Dieser Schritt muss in der Regel mit mehreren kleinen Anpassungen wiederholt werden, um eine scharfe Kante zu schaffen. Wenn die Pipette an ihrem Rand zu lange steht, ist es eher eine unebene Oberfläche (Abbildung 1) zu entwickeln. Nach Abschluss einer Seite, können Sie fortfahren, um die gegenüberliegende Kante, indem Sie die obigen Schritte zu schärfen. </li><li> Verwenden Sie eine dauerhafte Markierung, um eine umlaufende Linie jeder 4mm ab, wo die Verjüngung der Pipette beginnt zu zeichnen. Diese Abgrenzungen zu 5UL Volumen entsprechen. </li></ol> 2. In Utero Transplantation <ol><li> Nach der Vorbereitung des injizierbaren Material (z. B. Zellen, Viren, etc.) können Sie sich für die Injektion. Wir verwenden eine Mikroinjektor an Druckluft mit den folgenden Einstellungen: (Pressure-Einstellungen: Eingang 60-80 psi, füllen 40 psi, spritzen 8-12 psi, Balance 0 psi, halten Sie 0 psi; Injection Zeit von 100 Millisekunden). </li><li> Um sterilisieren Injektionspipette, reinigen Sie sie zweimal mit 70% EtOH gefolgt von zweimal mit sterilem 1X PBS. Als die Spitze der Pipette ist sehr zerbrechlich, empfehlen wir nicht Autoklavieren der Injektion Pipetten. </li><li> Die Injektionen können entweder erfolgt mit 2.5X-3.5X Vergrößerung Lupenbrille oder einem Binokular werden. Bereiten Sie Ihr Verfahren mit einer wärmenden Decke, Beleuchtung und notwendige chirurgische Instrumente. </li><li> Anesthetize die schwangere Maus (wir nutzen Isofluran und Sauerstoff über einen kontinuierlichen Fluss Anästhesie Einheit geliefert). Platzieren Sie die Maus auf einem Heizkissen in der Rückenlage und bringen jedes Glied mit Klebeband, um die Maus zu fixieren. </li><li> Clip das Fell. Dann tragen sterile Handschuhe, den Bauch prep mit 10% PVP-Jod durch Alkohol, gefolgt, und injizieren ein Schmerzmittel wie Buprenorphin. </li><li> Machen Sie einen 1cm Schnitt im Unterbauch (der minderwertigen Aspekt der Schnittführung sollte ca. 1cm über dem Introitus werden). Inzision der Haut und der Faszie. Achten Sie darauf, nicht auf die Bauchorgane (Darm und Blase), die unmittelbar unter der dünnen Schicht der Faszie zu verletzen. </li><li> Mit Wattestäbchen vorsichtig strecken die Faszie und den graviden Uterus durch den Schnitt. Zählen Sie die Anzahl der Föten, indem Sie zunächst die Identifizierung der rechten und linken Eierstock, damit Sie visualisieren die gesamte Gebärmutter. Legen Sie die Gebärmutter zurück in die Bauchhöhle, bevor Sie fortfahren, so dass die Föten warm bleiben, während Sie für die Injektionen vorzubereiten. </li><li> Ziehen Sie die entsprechende Menge an Material für die Anzahl der Föten Sie planen, zu injizieren. Beim Ausfüllen der Nadel mit der Probe ist es wichtig, die Pipettenspitze eingetaucht zu vermeiden Absaugen Ihrer Probe in die Mikroinjektor Schlauch zu halten. Da Zellen in der Regel in einem kleinen Volumen, wir in der Regel legen Sie sie in einem kleinen Mikrozentrifuge (ex: 0,5 ml) tube oder direkt auf einem Stück Parafilm in der Lage sein, um die Nadel, ohne die Pipettenspitze zu füllen. </li><li> Vorsichtig halten jeden Fetus und den Teil des Fötus, das Sie planen, zu injizieren (zB Leber, Bauchhöhle, Bein, etc.). Mit Daumen und Zeigefinger, müssen Sie stabilisieren den Fötus in die Amnionhöhle, damit es nicht zu drehen, während Sie die Injektion werden. Es ist wichtig für den Fötus fest genug, um es noch zu stabilisieren sanft genug, um nicht zu beschädigen ihn zu halten. </li><li> Schieben Sie die Pipette durch die Gebärmutter, Amnion und fetaler Haut und in das Zielorgan. Wenn die Pipette ist scharf, sollte es leicht passieren diesen Geweben. Wenn die Pipettenspitze ist langweilig, man wi<html> werden bemerken, Zelten der Gebärmutter und Fruchtwasser Membranen. Spritzen Sie die gewünschte Lautstärke in jedem Fötus. Es ist zwingend notwendig, dass Ihre Bewegungen stetige werden während der Zeit der Insertion, Injektion, und dem Rückzug der Pipette. </li><li> Sobald die gewünschte Lautstärke injiziert ist, ziehen Sie die Pipette vorsichtig. Wenn es richtig gemacht, sollte das Material nicht austreten aus der Amnionhöhle oder Gebärmutter. Wenn ein großes Loch in das Amnion, die man durch Austreten von Fruchtwasser erkennen kann erstellt wird, dann das Überleben gefährdet ist. Schließlich wird für Studien, dass postnatale Ernte zu erfüllen, müssen alle Feten erhalten technisch perfekt Injektionen, da es keine Möglichkeit, die injiziert und injizierten Feten nach der Geburt zu erkennen. </li><li> Wenn Sie die Durchführung Injektionen werden in der fetalen Leber, kann es zuweilen Blut sehen in der Pipettenspitze, nachdem sie zurückgezogen wird, das bestätigt Ihnen in die richtige Position und sollte keinen Einfluss auf das Überleben. Wenn die Durchführung intraperitoneale Injektionen, leicht unterhalb der fetalen Leber Ziel. Für die intramuskuläre Injektionen, können Sie Position des Fötus bis zur Hüfte und Oberschenkel zu identifizieren und injizieren Sie die gluteus Muskel. Schließlich wird für intraventrikuläre Injektion, ist es leicht, die Koronarnaht sehen Sie die Pipette an die entsprechenden Ziel zu lenken. Für diese Injektionen, sind etwas größer Kaliber Pipetten benötigt, um den Schädel, ohne die Pipette eindringen. </li><li> Als nächstes legen Sie sorgfältig die Gebärmutter zurück in die Bauchhöhle. Achten Sie darauf, es nicht auf sich selbst oder um seine Gefäßversorgung verdreht. Deliver 1ml steriler 1X PBS in der Mutter Bauchhöhle keine Flüssigkeit, die während des Verfahrens verloren zu ersetzen. Schließen Sie den Schnitt in 2 Schichten mit einer 5-0 Vicryl resorbierbares Nahtmaterial (ex: Vicryl). Schließen Sie zuerst die Faszie ohne Verletzung der darunter liegenden Darm oder Blase, und schließen Sie dann die Haut. </li><li> Zu diesem Zeitpunkt kann nach dem Eingriff Medikamente zur Analgesie verabreicht werden. Zurück jedes injiziert Buchse auf seinen eigenen Käfig und platzieren Sie den Käfig auf eine wärmende Decke. Überwachen Sie die Maus, bis er aufrecht steht. Put Betten in den Käfig und die Maus in einer ruhigen Gegend von der Maus-Anlage, wo sie nicht gestört werden soll (dh keine Käfig-Reinigung) erst einige Tage nach Lieferung. Minimierung zusätzlicher Stress für das Tier sinkt die Wahrscheinlichkeit von Frühgeburten. </li><li> Sobald Sie die Injektion beendet haben, reinigen Sie Ihre Pipette zweimal mit sterilem 1X PBS und einmal mit 70% EtOH. </li><li> Injected Frauen sollen täglich beobachtet, um sicherzustellen, sie sind von dem Verfahren erholt ohne Schwierigkeiten. Der Schnitt sollte bei Schwellungen, Entzündungen, Wunden Trennung und andere Anzeichen einer Infektion überwacht werden. Postoperative Schmerzmittel können bei Bedarf verabreicht werden. </li></ol> 3. Repräsentative Ergebnisse: Survival of the injiziert Föten zu Begriff Lieferung ist der wichtigste limitierende Faktor für den Erfolg mit dieser Technik. Je nach Material injiziert und die Belastung der Maus verwendet wird, können die Überlebensraten variieren. Im Allgemeinen sollten die Injektionen von hämatopoetischen Zellen in Wildtyp-Mäusen auf E14 in mindestens 50% live-Welpen geboren führen. Höhere Überlebensraten sind je nach sowohl die technischen Aspekte der Injektion sowie die Eigenschaften der Mäuse injiziert werden. Minimierung der Verletzungen der Gebärmutter und Fruchtwasser Membranen ist die wichtigste technische Aspekt dieses Protokolls. Sharp wird Kleinkaliber Pipetten in minimal uterine Trauma während der Injektion führen. Wir empfehlen nicht, mit Standard-Injektionsnadeln als das Kaliber von vorgefertigten Nadeln ist zu groß und würde in ein großes Loch in der Gebärmutter führen. Handgefertigte Glas-Pipetten sind die einzigen kleinen Kalibers Nadeln, die in utero-Injektionen genutzt werden kann. Sorgfältige und gewissenhafte chirurgische Technik, einschließlich schonenden Umgang mit der Gebärmutter und eine kurze Narkose ist auch entscheidend für optimale Ergebnisse. Besondere Merkmale des Empfängers Mäusen wie der genetische Hintergrund, Gestationsalter, und Wurfgröße kann auch Auswirkungen auf das Überleben. Bestimmte Stämme von Mäusen sind anfälliger für vorzeitige Wehen und Fehlgeburten in Abhängigkeit von ihrer genetischen Hintergrund. 15 Transgene Tiere mit Muskel-oder neurodegenerative Defekte können eine gestörte Fähigkeit, Föten vaginal nach Durchlaufen eines medianen Laparotomie liefern haben. 8 Diese schwangeren Frauen kann die Lieferung von benötigen Kaiserschnitt. Wir haben auch festgestellt, dass das Gestationsalter zum Zeitpunkt der Injektion kann die Lebensfähigkeit auswirken. Föten, die jünger als embryonale Tag 12 sind, haben niedrigere Überlebensrate als bei älteren Föten. Schließlich haben wir festgestellt, dass große Wurf Größen (&gt; 10 Föten) zu höheren Raten von fetalen Tod nach der Injektion neigen. Achtung, sowohl die technischen Aspekte dieser Technik und die besonderen Merkmale der Mäuse injiziert werden kann das Überleben der injizierten Feten zu maximieren. ve_content &quot;&gt; Wenn diese Methoden ordnungsgemäß durchgeführt werden, kann man erwarten, dass alle Föten, die eingespritzte Material ausgesetzt sind. Ähnlich wie bei der postnatalen Einstellung, jedoch die erfolgreiche Bereitstellung von Zellen oder Viren in utero nicht immer in Donorzelle Transplantation oder Gen-Ergebnis Ausdruck bzw.. Die Transplantation von Stammzellen, zum Beispiel, ist von mehreren Faktoren abhängig, wie die Dosis und die Quelle der transplantierten Zellen. Auch der Erfolg der viralen Transduktion, ist zum Teil bestimmt durch die Art der viralen Vektor verwendet. Man muss verstehen, die zahlreichen Faktoren, die Auswirkungen Überlebensrate der Jungtiere, zelluläre Transplantation und virale Transduktion zum Erfolg mit diesem Protokoll zu erreichen. <img src="/files/ftp_upload/2303/2303fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1. Diagramm mit korrekten Schärfen der Injektion Pipetten (Schritt 1,4)

<ol>
	<li>Flake, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Treatment+of+X-linked+severe+combined+immunodeficiency+by+in+utero+transplantation+of+paternal+bone+marrow.">Treatment of X-linked severe combined immunodeficiency by in utero transplantation of paternal bone marrow.</a> N Engl J Med. 335, 1806-1810 (1996).</li><li>Wengler, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In-utero+transplantation+of+parental+CD34+haematopoietic+progenitor+cells+in+a+patient+with+X-linked+severe+combined+immunodeficiency+(SCIDXI).">In-utero transplantation of parental CD34 haematopoietic progenitor cells in a patient with X-linked severe combined immunodeficiency (SCIDXI).</a> Lancet. 348, 1484-1487 (1996).</li><li>Flake, A. W., Zanjani, E. 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N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+transgene+expression+by+administration+of+a+lentivirus-based+vector+to+the+fetal+circulation+of+immuno-competent+mice.">Long-term transgene expression by administration of a lentivirus-based vector to the fetal circulation of immuno-competent mice.</a> Gene Ther. 10, 1234-1240 (2003).</li><li>Schachtner, S., Buck, C., Bergelson, J., Baldwin, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporally+regulated+expression+patterns+following+in+utero+adenovirus-mediated+gene+transfer.">Temporally regulated expression patterns following in utero adenovirus-mediated gene transfer.</a> Gene Ther. 6, 1249-1257 (1999).</li></ol>

Vor über 50 Jahren, Billingham, Brent, und Medawar in utero Transplantation in Mäuse verwendet, um Immuntoleranz gegenüber fremden Proteinen zu induzieren. 16 Seit dieser Zeit haben mehrere Varianten dieser Technik verwendet worden, um Fragen in der Immunologie und Stammzellbiologie Adresse. Das Protokoll detaillierte hier ist eine der am besten zugänglichen Methoden zur IUT. Die fetale Leber bietet eine einfach visualisiert Ziel und bietet Zugang zu den systemischen ...

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		<div>
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		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Pipettes</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Kimble</td>
<td>71900-100</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pipette puller</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sutter Instruments Company</td>
<td>Model P-30</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Microinjector</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Narishige</td>
<td>IM-300</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pipette sharpener</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sutter Instruments Company</td>
<td>Model BV-10</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

a mouse model of in utero transplantation

Die Transplantation von Stammzellen und Viren in utero hat ein enormes Potenzial für die Behandlung von angeborenen Störungen im menschlichen Fötus. Zum Beispiel, in utero Transplantation (IUT) von hämatopoetischen Stammzellen verwendet wurde, um erfolgreich zu behandeln Patienten mit schwerer kombinierter Immundefizienz. 1,2 In mehreren anderen Bedingungen, jedoch hat IUT ohne Erfolg versucht worden. 3 Da diese gemischte Ergebnisse, die Verfügbarkeit eines effizienten nicht-menschlichen Modell, um die biologischen Folgen der Stammzelltransplantation und Gentherapie-Studie ist von entscheidender Bedeutung, um diesem Bereich voranzubringen. Wir und andere haben das Mausmodell der IUT zu Faktoren, die erfolgreiche Transplantation von in utero transplantierten hämatopoetischen Stammzellen in beiden Wildtyp-Mäusen 4-7 und die mit genetischen Erkrankungen Studie verwendet. 8,9 Die fetalen Umfeld bietet auch erhebliche Vorteile für die Erfolg in utero Gentherapie. Zum Beispiel hat die Lieferung von adenoviralen 10, Adeno-assoziierte virale 10, retrovirale 11 und lentiviralen Vektoren 12,13 in den Fötus in der Transduktion von mehreren Organen entfernt von der Injektionsstelle mit langfristigen Genexpression führte. In utero Gentherapie kann daher als eine mögliche Behandlungsstrategie für einzelnes Gen Erkrankungen wie Muskeldystrophie oder zystische Fibrose in Betracht gezogen werden. Ein weiterer potenzieller Vorteil von IUT ist die Fähigkeit, die Immuntoleranz zu einem bestimmten Antigen zu induzieren. Wie in Mäusen mit Hämophilie, die Einführung des Faktor IX früh in der Entwicklung führt zu Toleranz gegenüber diesem Protein zu sehen. 14 Zusätzlich zu seiner Verwendung bei der Untersuchung von potentiellen menschlichen Therapien kann das Mausmodell der IUT ein mächtiges Werkzeug, um grundlegende Fragen in Entwicklungs-und Stammzell-Biologie zu studieren. Zum Beispiel kann man liefern verschiedene kleine Moleküle zu induzieren oder hemmen Genexpression in definierten Stufen Gestationsalter und manipulieren Entwicklungspfaden. Die Auswirkungen dieser Änderungen können zu verschiedenen Zeitpunkten nach der ersten Transplantation beurteilt werden. Darüber hinaus kann man pluripotent oder Abstammung bestimmte Vorläuferzellen in das fötale Umfeld zu Stammzell-Differenzierung in eine nicht-bestrahlten und unbeirrt Host-Umgebung Studie zu verpflanzen. Das Mausmodell der IUT hat bereits zahlreiche Erkenntnisse in den Bereichen Immunologie und Entwicklungs-und Stammzell-Biologie zur Verfügung gestellt. In diesem Video-basiertes Protokoll, beschreiben wir eine Schritt-für-Schritt-Ansatz zur Durchführung IUT in Maus-Föten und einen Überblick über die wichtigsten Schritte und mögliche Fallstricke dieser Technik.

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A Mouse Model of in Utero Transplantation

Das Mausmodell der<em&gt; In utero</em&gt; Transplantation ist ein vielseitiges Werkzeug, mit dem die potenzielle klinische Anwendungen der Stammzell-Transplantation und Gentherapie in den Fötus untersucht werden können. In diesem Protokoll, präsentieren wir Ihnen einen allgemeinen Ansatz zur Durchführung dieses Verfahrens

Einem Mausmodell der In Utero Transplantation

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus.  For example, in ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

A Mouse Model of in Utero Transplantation

19.3K Aufrufe.  University of California. Das Mausmodell der In utero Transplantation ist ein vielseitiges Werkzeug, mit dem die potenzielle klinische Anwendungen der Stammzell-Transplantation und Gentherapie in den Fötus untersucht werden können. In diesem Protokoll, präsentieren wir Ihnen einen allgemeinen Ansatz zur Durchführung dieses Verfahrens

Serie: A Mouse Model of in Utero Transplantation

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed results. However, the cellular and molecular mechanisms of the neotissue development, valve thickening, and stenosis development are not researched extensively. To answer the above questions, we developed a murine heterotopic heart valve transplantation model. A heart valve was harvested from a valve donor mouse and transplanted to a heart donor mouse. The heart with a new valve was transplanted heterotopically to a recipient mouse. The transplanted heart showed its own heartbeat, independent of the recipient&#8217;s heartbeat. The blood flow was quantified using a high frequency ultrasound system with a pulsed wave Doppler. The flow through the implanted pulmonary valve showed forward flow with minimal regurgitation and the peak flow was close to 100 mm/sec. This murine model of heart valve transplantation is highly versatile, so it can be modified and adapted to provide different hemodynamic environments and/or can be used with various transgenic mice to study neotissue development in a tissue engineered heart valve.

In order to understand the cellular and molecular mechanisms underlying neotissue formation and stenosis development in tissue engineered heart valves, a murine model of heterotopic heart valve transplantation was developed. A pulmonary heart valve was transplanted to recipient using the heterotopic heart transplantation technique.

Transplantation von Pulmonalklappe Mit einem Maus-Modell der heterotopen Herztransplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Forschung

Medizin

Murine Corneal Transplantation: A Model to Study the Most Common Form of Solid Organ Transplantation

Corneal transplantation is the most common form of organ transplantation in the United States with between 45,000 and 55,000 procedures performed each year. While several animal models exist for this procedure and mice are the species that is most commonly used. The reasons for using mice are the relative cost of using this species, the existence of many genetically defined strains that allow for the study of immune responses, and the existence of an extensive array of reagents that can be used to further define responses in this species. This model has been used to define factors in the cornea that are responsible for the relative immune privilege status of this tissue that enables corneal allografts to survive acute rejection in the absence of immunosuppressive therapy. It has also been used to define those factors that are most important in rejection of such allografts. Consequently, much of what we know concerning mechanisms of both corneal allograft acceptance and rejection are due to studies using a murine model of corneal transplantation. In addition to describing a model for acute corneal allograft rejection, we also present for the first time a model of late-term corneal allograft rejection.

Mice have been used as a model for studying many forms of transplantation, including corneal transplantation. We describe in this report a murine model for both acute and late-term corneal transplantation.

Murine Hornhauttransplantation: Ein Modell, das die häufigste Form der Organtransplantation Studieren

Corneal transplantation is the most common form of organ transplantation in the United States with between 45,000 and 55,000 procedures performed each ...

Transplantation Into the Mouse Ovarian Fat Pad

Orthotopic transplantation assays in mice are invaluable for studies of cell regeneration and neoplastic transformation. Common approaches for orthotopic transplantation of ovarian surface and tubal epithelia include intraperitoneal and intrabursal administration of cells. The respective limitations of these methods include poorly defined location of injected cells and limited space volume. Furthermore, they are poorly suited for long-term structural preservation of transplanted organs. To address these challenges, we have developed an alternative approach, which is based on the introduction of cells and tissue fragments into the mouse fat pad. The mouse ovarian fat pad is located in the immediate vicinity of the ovary and uterine tube (aka oviduct, fallopian tube), and provides a familiar microenvironment for cells and tissues of these organs. In our approach fluorescence-labeled mouse and human cells, and fragments of the uterine tube are engrafted by using minimally traumatic dorsal incision surgery. Transplanted cells and their outgrowths are easily located in the ovarian fat pad for over 40 days. Long-term transplantation of the entire uterine tube allows correct preservation of all principle tissue components, and does not result in adverse side effects, such as fibrosis and inflammation. Our approach should be uniquely applicable for answering important biological questions such as differentiation, regenerative and neoplastic potential of specific cell populations. Furthermore, it should be suitable for studies of microenvironmental factors in normal development and cancer.

We describe an ovarian fad pad transplantation assay suitable for studies of normal and transformed epithelia of the female reproductive tract. The mouse fat pad allows transplantation of large tissue fragments, is easily accessible for surgery and imaging, and provides the most favorable native environment for tissues of M&#252;llerian origin.

Transplantation in die Maus Ovarian Fat Pad

Orthotopic transplantation assays in mice are invaluable for studies of cell regeneration and neoplastic transformation. Common approaches for orthotopic ...

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the aorta in mice using the sleeve method was short and easy averaging 20 min, permitting studies of iso/allo grafts. The following article describes the aortic transplantation procedure used in our laboratory. The mice were anesthetized with a mixture of 1.5% volume isoflurane and 100% oxygen through a face mask. At this point, the segment of the aorta between the renal arteries and its bifurcation was separated from the vena cava, freely prepared and clampedat the proximal and distal segments with a single silk suture. Prior to the removal of the aorta, a saline solution containing heparin was injected into the inferior vena cava. Then the aorta was cut between the clamps and a saline heparin solution was used to flush the lumen. The sleeve technique with monofilament sutures was used in order to transplant the abdominal aorta in the orthotopic position.

We present an orthotopic aortic transplantation model using the sleeve technique in mice. It is a very rapid anastomosis method, which can be employed in studies of vascular disease.

Mit Hilfe der Sleeve-Technik in einem Mausmodell der Aorta Transplantation - ein Lehr-Video

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

Mouse Model for Pancreas Transplantation Using a Modified Cuff Technique

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the availability of the widest range of molecular probes and reagents to perform in vivo as well as in vitro studies. Based on our experience with various murine transplantation models, we developed a heterotopic pancreas transplantation model in mice with the intent to analyze mechanisms underlying severe ischemia reperfusion injury-associated early graft damage. In contrast to previously described techniques using suture techniques, herein we describe a new procedure using a non-suture cuff technique. 
In recent years, we have performed more than 300 pancreas transplantations in mice with an overall success rate of &gt;90%, a success rate never described before in mouse pancreas transplantation. The backbone of this non-suture cuff technique for graft revascularization consists of two major steps: (I) pulling the recipient vessel over a polyethylene/polyamide cuff and fixing it with a circumferential ligature, and (II) placing the donor vessel over the everted recipient vessel and fixing it with a second circumferential ligature. The resultant continuity of the endothelial layer results in less thrombogenic lesions with high patency rates and, finally, high success rates.
In this model, arterial anastomosis is achieved by pulling the abdominal aorta of the donor graft over the everted common carotid artery of the recipient animal. Venous drainage of the graft is achieved by pulling the portal vein of the graft over the everted external jugular vein of the recipient. This manuscript provides details and crucial steps of the organ recovery and organ implantation procedures, which will allow researchers with microsurgical skills to perform the transplantation successfully in their laboratories.

Among abdominal solid organ transplantation, pancreatic grafts are prone to develop severe ischemia reperfusion injury-associated graft damage, leading eventually to early graft loss. This protocol describes a model of murine pancreas transplantation using a non-suture cuff technique, ideally suited for analyzing these early, deleterious damages.

Maus-Modell für die Bauchspeicheldrüse Transplantation mit einer modifizierten Manschette-Technik

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the ...

Intravital Microscopy and Thrombus Induction in the Earlobe of a Hairless Mouse

Thrombotic complications of vascular diseases are one leading cause of morbidity and mortality in industrial nations. Due to the complex interactions between cellular and non-cellular blood components during thrombus formation, reliable studies of the physiology and pathophysiology of thrombosis can only be performed in vivo. Therefore, this article presents an ear model in hairless mice and focuses on the in vivo analysis of microcirculation, thrombus formation, and thrombus evolution. By using intravital fluorescence microscopy and the intravenous (iv) application of the respective fluorescent dyes, a repetitive analysis of microcirculation in the auricle can easily be performed, without the need for surgical preparation. Furthermore, this model can be adapted for in vivo studies of different issues, including wound healing, reperfusion injury, or angiogenesis. In summary, the ear of hairless mice is an ideal model for the in vivo study of skin microcirculation in physiological or pathophysiological conditions and for the evaluation of its reaction to different systemic or topical treatments.

The ear model of the hairless SKH1-Hrhr mouse enables intravital fluorescence microscopy of microcirculation and phototoxic thrombus induction without prior surgical preparation in the examined microvascular bed. Therefore, the ear of the hairless mouse is an excellent in vivo model to study the complex interactions during microvascular thrombus formation, thrombus evolution, and thrombolysis.

Intravitalmikroskopie und Thrombusinduktion im Ohrläppchen eines Hairless Maus

Thrombotic complications of vascular diseases are one leading cause of morbidity and mortality in industrial nations. Due to the complex interactions ...

Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization and for minimizing organ damage resulting from prolonged extracorporal circulation. The goal of this paper was to demonstrate a fully functional and clinically relevant model of cardiopulmonary bypass in a mouse. We report on the device design, perfusion circuit optimization, and microsurgical techniques. This model is an acute model, which is not compatible with survival due to the need for multiple blood drawings. Because of the range of tools available for mice (e.g., markers, knockouts, etc.), this model will facilitate investigation into the molecular mechanisms of organ damage and the effect of cardiopulmonary bypass in relation to other comorbidities.

This paper describes how to perform cardiopulmonary bypass in mice. This novel model will facilitate the investigation of the molecular mechanisms involved in organ damage.

Kardiopulmonalen Bypass in einem Mausmodell: ein neuer Ansatz

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization ...

Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model

Pancreatic islet transplantation to reduce hyperglycemia is highly successful in rodents with chemically-induced diabetes. The most common transplantation site in experimental islet transplantation is the kidney capsule. However, as less is known about the interaction of pancreatic islets with blood constituents, it also makes sense to utilize the portal vein approach in experimental islet transplantation.
This protocol demonstrates an intraportal islet transplantation technique in NMRI nude mice. Streptozotocin (180 mg/kg) is injected intraperitoneally to induce hyperglycemia in recipient mice. They are considered as diabetic at a non-fasting blood glucose level greater than 20 mmol/L. One day prior to transplantation, mouse pancreatic islets are isolated from the donor pancreas by collagenase digestion; a minimum of 350 islets are utilized per diabetic recipient. Depending upon the islet isolation yield, two or more donor mice are utilized per recipient. After overnight culture at 37 &#176;C, islets are administered into the recipient liver via the portal vein. After surgery, the mice are protected in red Makrolon houses and observed until are awake. This protocol maintains glycemic control for 120 days in syngeneic mice and 15 days in allogeneic mice.

Pancreatic islet transplantation is a way to achieve normoglycemia in type 1 diabetes. This article focuses on the transplantation technique through the intraportal route to maintain normal glucose levels in diabetic mice.

Intraportal Transplantation der Bauchspeicheldrüse Inselchen im Mausmodell

Pancreatic islet transplantation to reduce hyperglycemia is highly successful in rodents with chemically-induced diabetes. The most common transplantation ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Messung der isometrischen Kontraktilität der Maus mesenterialen Arterie mit Draht Myographie

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Veno-Venous Extracorporeal Membrane Oxygenation in a Mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for acute as well as end-stage lung diseases. With the increase in clinical demand and prolonged use of ECMO, procedural optimization and prevention of multi-organ damage are of critical importance. The aim of this protocol is to present a detailed technique of veno-venous ECMO in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This protocol demonstrates the technical design of the ECMO and surgical steps. This murine ECMO model will facilitate the study of pathophysiology related to ECMO (e.g., inflammation,bleeding and thromboembolic events). Due to the abundance of genetically modified mice, the molecular mechanisms involved in ECMO-related complications can also be dissected.

Here we present a protocol describing the technique of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This murine model of ECMO can be effectively implemented in experimental studies of acute and end-stage lung diseases.

VENO-venöse extrakorporalen Membran Sauerstoffversorgung in eine Maus

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for ...