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Method Article
Les pièges extracellulaires neutrophiles (TNE) sont associés à diverses maladies, et l’immunofluorescence est souvent utilisée pour leur visualisation. Cependant, il existe différents protocoles de coloration et, dans de nombreux cas, un seul type de tissu est examiné. Ici, nous établissons un protocole d’application générale pour la coloration des TNE dans les tissus de souris et d’humains.
Les pièges extracellulaires neutrophiles (TNE) sont libérés par les neutrophiles en réponse à une infection bactérienne ou à une lésion traumatique des tissus, mais jouent également un rôle dans les maladies auto-immunes et l’inflammation stérile. Ce sont des structures en forme de toile composées de filaments d’ADN double brin, d’histones et de protéines antimicrobiennes. Une fois libérées, les TNE peuvent piéger et tuer les agents pathogènes extracellulaires dans le sang et les tissus. De plus, les TNE participent à la régulation homéostatique en stimulant l’adhésion plaquettaire et la coagulation. Cependant, la production déréglée de TNE a également été associée à diverses maladies, notamment la septicémie ou les maladies auto-immunes, ce qui en fait une cible prometteuse pour une intervention thérapeutique. Outre la microscopie électronique, la visualisation des TNE à l’aide de l’imagerie par immunofluorescence est actuellement l’une des seules méthodes connues pour démontrer les interactions TNE dans les tissus. Par conséquent, diverses méthodes de coloration ont été utilisées pour visualiser les TNE. Dans la littérature, différents protocoles de coloration sont décrits, et nous avons identifié quatre composantes clés présentant une grande variabilité entre les protocoles : (1) les types d’anticorps utilisés, (2) l’utilisation d’agents autoréducteurs, (3) les méthodes de récupération d’antigènes, et (4) la perméabilisation. Par conséquent, les protocoles de coloration par immunofluorescence in vitro ont été systématiquement adaptés et améliorés dans ce travail pour les rendre applicables à différentes espèces (souris, humains) et tissus (peau, intestin, poumon, foie, cœur, disque vertébral). Après la fixation et l’enrobage de paraffine, des profilés de 3 μm d’épaisseur ont été montés sur des lames. Ces échantillons ont été colorés avec des anticorps primaires contre la myéloperoxydase (MPO), l’histone H3 citrullinée (H3cit) et l’élastase neutrophile (NE) selon un protocole de coloration modifié. Les lames ont été colorées avec des anticorps secondaires et examinées à l’aide d’un microscope à fluorescence à grand champ. Les résultats ont été analysés à l’aide d’une fiche d’évaluation et les différences ont été enregistrées de manière semi-quantitative.
Nous présentons ici un protocole de coloration NET optimisé adapté à différents tissus. Nous avons utilisé un nouvel anticorps primaire pour colorer H3cit et réduit la coloration non spécifique avec un agent autoréducteur. De plus, nous avons démontré que la coloration NET nécessite une température élevée constante et une manipulation soigneuse des échantillons.
Les pièges extracellulaires neutrophiles (TNE) ont été visualisés pour la première fois par Brinkmann et al. comme une voie de mort cellulaire différente de l’apoptose et de la nécrose en 20041. Dans cette voie, les neutrophiles libèrent leur chromatine décondensée dans l’espace extracellulaire pour former de grandes structures en forme de toile recouvertes de protéines antimicrobiennes qui étaient auparavant stockées dans les granules ou le cytosol. Ces protéines antimicrobiennes comprennent l’élastase neutrophile (NE), la myéloperoxydase (MPO) et l’histone citrullinée H3 (H3cit), qui sont couramment utilisées pour la détection indirecte par immunofluorescence des TNE2. Cette méthode permet non seulement d’identifier la présence quantitative de ces protéines ; en effet, il a l’avantage de détecter spécifiquement les structures de type NET. Dans les TNE, les protéines mentionnées co-localisent avec l’ADN extracellulaire, qui peut être détecté par un chevauchement des signaux de fluorescence de chaque protéine colorée et de l’ADN extracellulaire. Contrairement aux signaux qui se chevauchent en raison de la co-localisation de l’ADN extracellulaire et des protéines dans les TNE, les neutrophiles intacts ne présentent aucune co-localisation. Ici, les composants NET sont généralement stockés séparément dans les granulés, les noyaux et le cytosol3.
Depuis leur première découverte, il a été démontré que les TNE jouent un rôle central dans de nombreuses maladies, en particulier celles impliquant une inflammation. Les TNE montrent des fonctions antimicrobiennes pendant l’infection en piégeant et en tuant les agents pathogènes extracellulaires dans le sang et les tissus 4,5. Cependant, les TNE ont également été associées à des maladies auto-immunes et à des réponses hyperinflammatoires, comme le lupus érythémateux disséminé, l’arthrite rhumatismale et l’asthme allergique 6,7,8. Les TNE favorisent la vaso-occlusion et l’inflammation dans l’athérosclérose, l’adhésion plaquettaire, et on suppose qu’elles jouent un rôle dans le cancer métastatique 9,10,11. Néanmoins, on pense qu’ils ont des propriétés anti-inflammatoires en réduisant les niveaux de cytokines pro-inflammatoires12. Alors que les TNE suscitent de plus en plus d’intérêt dans un domaine de recherche plus large, une méthode robuste de détection des TNE est fondamentale pour les recherches futures.
Même si la visualisation des TNE dans différents tissus à l’aide de l’imagerie par immunofluorescence est complexe et nécessite une personnalisation, en dehors de la microscopie électronique, elle est actuellement l’une des méthodes les plus connues pour visualiser les interactions entre les TNE et les cellules et est principalement utilisée dans les tissus enrobés de paraffine fixés au formol (FFPE)13,14. Cependant, il est difficile de comparer l’imagerie NET, car différents laboratoires utilisent leurs propres protocoles personnalisés. Ces protocoles diffèrent par leur utilisation d’anticorps, de prélèvement d’antigènes ou de méthode de perméabilisation et sont souvent optimisés pour un type spécifique de tissu 3,13,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26 ,27.
Après que Brinkmann et al. aient publié la première étude méthodique utilisant la visualisation immunofluorescente des TNE dans les tissus FFPE, nous avons voulu optimiser ce protocole pour une plus grande variété de tissus et d’espèces15. De plus, afin d’établir un protocole d’immunofluorescence largement applicable, nous avons testé différents protocoles modifiés d’études utilisant des méthodes d’immunofluorescence dans des tissus FFPE pour détecter les TNE 3,13,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25, 26 et 27. De plus, nous avons essayé un nouvel anticorps H3cit pour une coloration extracellulaire plus spécifique28. Nous émettons l’hypothèse qu’en adaptant systématiquement les protocoles de coloration actuels à différentes espèces et tissus, l’imagerie in vitro peut être améliorée, ce qui se traduit par une meilleure représentation de l’interaction entre les neutrophiles et les TNE à la fois localement et systémiquement.
Cette étude a inclus des tissus de souris provenant d’expériences approuvées par l’Administration d’État de Hambourg pour la recherche animale, Behörde für Justiz und Verbraucherschutz, Hambourg, Allemagne (73/17, 100/17, 94/16, 109/2018, 63/16). Les tissus utilisés étaient des poumons et du côlon de souris provenant d’un modèle septique et de peau brûlée. Nous avons utilisé des souris mâles et femelles âgées de 8 semaines. La directive européenne 2010/63/UE relative à la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques a été respectée pour toutes les expériences. Les échantillons humains anonymisés comprenaient des tissus d’entérocolite néonatale, de peau brûlée, d’atrésie des voies biliaires, de spondylodiscite et de myocarde. Selon le Comité d’éthique de la recherche médicale de Hambourg, les échantillons n’avaient pas besoin d’un consentement éclairé, mais l’étude a été approuvée par le comité (WF-026/21).
1. Fixation de l’échantillon
2. Réhydratation de l’échantillon
3. Blocage de l’autofluorescence et récupération de l’antigène
4. Blocage de la liaison aux anticorps non spécifiques
5. Anticorps primaires
6. Anticorps secondaire
7. Montage et stockage des échantillons, analyse microscopique
Avant de commencer l’optimisation de notre protocole, nous avons identifié les étapes clés d’une coloration réussie en recherchant dans PubMed des études utilisant des tissus FFPE pour l’immunomarquage des TNE et en comparant leurs protocoles. Les différences de protocole les plus prometteuses ont été identifiées comme les étapes clés de l’optimisation du protocole, tandis que les étapes qui correspondaient pour la plupart les unes aux autres n’ont pas été modifiées (tableau 1).<...
Dans ce travail, nous avons cherché à adapter et à optimiser les protocoles existants pour l’imagerie des TNE à un plus grand nombre de types de tissus, en commençant par le processus de coloration proprement dit. La première étape critique de cette méthode est la sélection des anticorps les plus appropriés. Pour l’EN, nous avons testé un anticorps anti-NE provenant d’un hôte de souris sur des tissus humains, qui n’a montré aucune coloration fiable par rapport à l’EN, provenant d’un hôte lapin....
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Cette recherche a été fondée par la Société allemande de recherche (BO5534). Nous remercions Antonia Kiwitt, Moritz Lenz, Johanna Hagens, Dr. Annika Heuer et Dr. Ingo Königs de nous avoir fourni des échantillons. De plus, les auteurs remercient l’équipe de l’UKE Microscopy Imaging Facility (installation centrale, UKE Medical School) pour son soutien à la microscopie à immunofluorescence.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Dilution | |||
Anti-Neutrophil Elastase antibody 100µg | abcam | Ab 68672 | 1:100 |
Anti-Histone H3 (citrulline R2 + R8 + R17) antibody 100µg | abcam | Ab 5103 | 1:50 |
Anti-Myeloperoxidase antibody [2C7] anti-human 100 µg | abcam | Ab 25989 | 1:50 |
Anti-Myeloperoxidase antibody [2D4] anti-mouse 50 µg | abcam | Ab 90810 | 1:50 |
Axiovision Microscopy Software | Zeiss | 4.8.2. | |
Blocking solution with donkey serum (READY TO USE) 50ml | GeneTex | GTX30972 | |
Coverslips | Marienfeld | 0101202 | |
Dako Target Retrieval Solution Citrate pH6 (x10) | Dako | S2369 | |
DAPI 25 mg | Roth | 6335.1 | 1:25000 |
DCS antibody dilution 500 mL | DCS diagnostics | DCS AL120R500 | |
Donkey ant goat Cy3 | JacksonImmunoResearch | 705-165-147 | 1:200 |
Donkey anti rabbit AF647 | JacksonImmunoResearch | 711-605-152 | 1:200 |
Donkey anti rabbit Cy3 | JacksonImmunoResearch | 711-165-152 | 1:200 |
Fluoromount-G Mounting Medium | Invitrogen | 00-4958-02 | |
Glass slide rack | Roth | H552.1 | |
Human/Mouse MPO Antibody | R&D Systems | AF 3667 | 1:20 |
Hydrophobic Pen | KISKER | MKP-1 | |
Isokontrolle Rabbit IgG Polyclonal 5mg | abcam | Ab 37415 | 1:2000 and 1:250 |
MaxBlock Autofluorescence Reducing Reagent Kit (RUO) 100 ml | Maxvision | MB-L | |
Microscopy camera | Zeiss | AxioCamHR3 | |
Microwave | Bosch | HMT84M421 | |
Mouse IgG1 negative control | Dako | X0931 Aglient | 1:50 and 1:5 |
Normal Goat IgG Control | R&D Systems | AB-108-C | 1:100 |
PBS Phosphate buffered saline (10x) | Sigma-Aldrich | P-3813 | |
PMP staining jar | Roth | 2292.2 | |
Recombinant Anti-Histone H3 (citrulline R8) antibody 100µg | abcam | Ab 219406 | 1:100 |
Recombinant Rabbit IgG, monoclonal [EPR25A] - Isotype Control 200µg | abcam | Ab 172730 | 1:300 |
ROTI Histol | Roth | 6640 | |
SuperFrost Plus slides | R. Langenbrinck | 03-0060 | |
TBS Tris buffered saline (x10) | Sigma-Aldrich | T1503 | |
Triton X-100 | Sigma-Aldrich | T8787 | |
Tween 20 | Sigma-Aldrich | P9416 | |
Water bath | Memmert | 830476 | |
Water bath rice cooker | reishunger | RCP-30 | |
Wet chamber | Weckert Labortechnik | 600016 | |
Zeiss Widefield microscope | Zeiss | Axiovert 200M |
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