Nous remercions Sean Pelkowski d&#39;assistance dans l&#39;optimisation de l&#39;analyse comportementale. Ce travail a été financé par l&#39;Institut national de la santé infantile et le développement humain, R01 HD060647 et l&#39;Institut national de l&#39;environnement Sciences de la santé, F32 ES021342 et ES017755 R03.

1. Collection d&#39;embryons de poisson zèbre et Raising larves <ol><li> Verre plats en pyrex avec de l&#39;herbe &quot;faux&quot; (à partir de fils vert) (Figure 1) doivent être insérés dans les réservoirs à l&#39;aube et ont quitté pendant deux heures afin de recueillir des embryons de poisson zèbre. Les plats en verre contenant les embryons doivent être versé sur un tamis de poche et rincées à l&#39;eau déminéralisée. Les embryons doivent ensuite être cultivées dans l&#39;eau d&#39;œuf. L&#39;eau d&#39;oeuf contient 60 mg / L d&#39;Instant Ocean dans de l&#39;eau déminéralisée et 0,25 mg / l de bleu de méthylène, qui est utilisé comme un inhibiteur de moisissures. </li><li> Selon l&#39;hypothèse de l&#39;expérience individuelle, les embryons peuvent être traités immédiatement ou au cours des étapes spécifiques du développement de l&#39;utilisation des substances toxiques ou des produits pharmaceutiques. Les substances toxiques et les produits pharmaceutiques sont généralement dissous dans du DMSO (à une concentration de 1000 X) et devraient être davantage dilués directement dans le milieu de l&#39;eau d&#39;œuf. </li><li> Pendant le traitement embryonnaire et larvaire avec des produits pharmaceutiques ou des substances toxiquess, les larves et les embryons peuvent être logés dans des boîtes de Pétri profondes à une densité d&#39;environ 50-60 larves par 50 ml jusqu&#39;à ce que les analyses comportementales au 7 DPF (solution d&#39;eau œuf doit être changé au moins tous les deux jours pour éviter la croissance de champignons / bactéries à partir d&#39;embryons morts). </li></ol> 2. Préparation de Moules pour les analyses comportementales <ol><li> Spécialement développé des moules en plastique qui mesurent 11,7 cm x 7,6 cm x 5 mm ont été construit sur mesure en interne. Les moules sont nécessaires pour créer les voies à l&#39;aide d&#39;agarose qui est versé dans des assiettes en plastique et simples de Thermo Scientific. La seule mesure de plaques ainsi 12.4 cm x 8.1 cm x 1.2 cm. </li><li> Les moules contiennent cinq voies dans lesquelles les faces sont inclinées à 60 °. Les voies de circulation dans les moules sont de 3,5 mm de hauteur avec une base de 18 mm dans la partie supérieure qui est la plus large tandis que la largeur du bas est de 14 mm. Il ya un écart de 4 mm entre voies dans le moule (Figure 2). </li><li> Pour préparer les voies versez 50 ml de fondue agarose (0,8% d&#39;agarose dans désioniserd eau avec 60 mg / L Instant Ocean) dans une assiette bien seul. Le moule doit alors être placée très lentement au-dessus de l&#39;agarose liquide pour éliminer toute formation de bulles et peut être retiré lors de l&#39;agarose soit refroidi (ce qui prend environ 45 min). </li><li> Les voies d&#39;agarose doivent être faites au plus tôt un jour avant l&#39;expérience comportementale doit être exécuté (pour éviter le dessèchement agarose) Les voies peuvent être conservés à température ambiante avec les couvercles sur les plats jusqu&#39;à environ 36 h. Les voies d&#39;agarose ne devraient être utilisés pour une expérience et doivent ensuite être jetés. </li></ol> 3. Capture d&#39;image <ol><li> Jusqu&#39;à 20 larves peut être placé dans chaque voie des plaques. Typiquement 5 larves par voie sont utilisés pour faciliter le suivi plus précis de la vitesse de nage et de réduire le nombre de larves qui sont nécessaires par expérience. Les voies peuvent être remplis avec de l&#39;eau d&#39;œuf avec ou sans médicaments ou des produits toxiques en fonction de l&#39;expérience. Toutefois, les voies ne doivent pas être filled tout le chemin jusqu&#39;à ce qu&#39;ils soient placés dans les armoires d&#39;imagerie, ce qui va empêcher le débordement. Par souci de cohérence, les larves doivent avoir une période d&#39;acclimatation de dix minutes après ils sont placés dans des moules agarose et positionnées sur le dessus de l&#39;écran du portable. Déplacer efficacement les larves de la boîte de Pétri sur la voie agarose aidera à réduire le stress des larves. C&#39;est plus facile lorsque les larves sont logés dans des réservoirs peu profonds ou des boîtes de Pétri. </li><li> Les cabinets d&#39;imagerie incluent un appareil photo numérique Canon utilisé pour la photographie time-lapse et un ordinateur portable. L&#39;appareil doit être placé en haut de l&#39;armoire et dirigé vers le bas de l&#39;armoire où un ordinateur portable à écran 15,6 pouces devrait être placé avec écran vers le haut (figure 3). Quatre plaques doivent être positionnés à la main directement sur l&#39;écran du portable. À cette époque, les voies peuvent être surmontés avec de l&#39;eau de l&#39;œuf ou de traitement chimique afin qu&#39;il soit au niveau du haut de la voie (pour éliminer les ombres sur les bords de la lanes dans les images). </li><li> Une présentation PowerPoint est utilisé comme un stimulus aversif pour les larves. Dans les mobiles dernières boules rouges ont été sans poisson-zèbre larves dans les 6 ou 12 plaques multi-puits 15.17.18. La PowerPoint courant commence avec un fond blanc pendant 15 min, puis 15 min d&#39;une barre rouge en mouvement sur ​​la moitié supérieure de la plaque (figure 4). Afin d&#39;éliminer les larves de surchauffe, il est préférable d&#39;acheter un ordinateur portable avec une température de l&#39;écran qui ne dépasse pas 28 ° C. Pour éviter l&#39;évaporation du liquide dans les couloirs d&#39;agarose, le temps d&#39;imagerie maximale doit être maintenue au-dessous d&#39;une heure. </li><li> La caméra numérique devrait être programmé pour time-lapse photography, prendre des photos toutes les 6 sec pour un total de 300 images par expérience. Toutefois, la fréquence et la longueur peut être ajustée en fonction de l&#39;expérience et de la quantification du comportement. Au cours des dernières fois d&#39;imagerie longues étaient employés en utilisant des intervalles plus longs entre chaque image. Le camerun peut être réglé à une résolution plus faible pour l&#39;imagerie à la vitesse de la vidéo (30 images par seconde). Alors que la résolution plus faible limite les enregistrements sur une plaque multi-puits unique, les enregistrements vidéo sont appropriés pour l&#39;imagerie épreuves de natation rapides 15. </li></ol> 4. Analyse d&#39;Image <ol><li> Les images devraient être ouvertes avec ImageJ et sont utilisés avec une macro qui a été écrit spécifiquement en interne. La macro divise automatiquement les canaux de couleur de sorte que la couleur rouge peut être enlevé, soustrait le fond, applique un seuil, et identifie les larves par analyse de particules. La macro la plus récente pour cinq voies analyse larvaire est Zebrafish_macro25k. Utilisez les invites de la macro pour définir le nombre d&#39;images, la couleur doit être soustrait, le seuil d&#39;image, etc </li><li> Après que toutes les images sont exploités par la macro ImageJ, un fichier de résultats sera affichée et contiendra des coordonnées x, y de la larve individuel pour chaque image avec le numéro de l&#39;image et le nombre de voie. </li&gt; <li> Le fichier de résultats doit être sauvegardé en format Excel et triées en fonction de fond blanc ou vers le fond de bar, puis le numéro bien. Un modèle Excel doit être utilisé qui a équations construites en qui détermine automatiquement le placement des larves dans les puits, la distance entre les larves, la vitesse de mouvement et temps de repos. Le modèle Excel plus courant est 25ib créé dans le laboratoire Creton, qui est disponible sur demande. Graphes montrant les différents groupes de traitement doivent être intégrées dans la feuille Excel avec des tests t pour la comparaison entre les groupes de traitement et de contrôle. Une analyse statistique plus peut être réalisée en utilisant SPSS. </li></ol>

<ol>
	<li>Gerlai, R., Lahav, M., Guo, S., Rosenthal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drinks+like+a+fish:+zebra+fish+(Danio+rerio)+as+a+behavior+genetic+model+to+study+alcohol+effects.">Drinks like a fish: zebra fish (Danio rerio) as a behavior genetic model to study alcohol effects.</a> Pharmacol. Biochem. Behav. 67, 773-782 (2000).</li><li>Selderslaghs, I. W. T., Hooyberghs, J., De Coen, W., Witters, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Locomotor+activity+in+zebrafish+embryos:+A+new+method+to+assess+developmental+neurotoxicity.">Locomotor activity in zebrafish embryos: A new method to assess developmental neurotoxicity.</a> Neurotoxicol. Teratol. 32, 460-471 (2010).</li><li>Norton, W., Bally-Cuif, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+zebrafish+as+a+model+organism+for+behavioural+genetics.">Adult zebrafish as a model organism for behavioural genetics.</a> BMC Neuroscience. 11, 90 (2010).</li><li>Levin, E. D., Cerutti, D., Buccafusco, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ch.+15.">Ch. 15.</a> Methods of behavioral analysis in neuroscience. , (2009).</li><li>Kimmel, C., Ballard, W., Kimmel, S., Ullmann, B., Schilling, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stages+of+embryonic+development+of+the+zebrafish.">Stages of embryonic development of the zebrafish.</a> Dev. 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Protoc. 5, 1786-1799 (2010).</li><li>Cachat, J., Stewart, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-Dimensional+Neurophenotyping+of+Adult+Zebrafish+Behavior.">Three-Dimensional Neurophenotyping of Adult Zebrafish Behavior.</a> PLoS ONE. 6, e17597 (2011).</li><li>Sledge, D., Yen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Critical+duration+of+exposure+for+developmental+chlorpyrifos-induced+neurobehavioral+toxicity.">Critical duration of exposure for developmental chlorpyrifos-induced neurobehavioral toxicity.</a> Neurotoxicol. Teratol. 33, 742-751 (2011).</li><li>Stewart, A., Wu, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacological+modulation+of+anxiety-like+phenotypes+in+adult+zebrafish+behavioral+models.">Pharmacological modulation of anxiety-like phenotypes in adult zebrafish behavioral models.</a> Prog. Neuropsychopharmacol. Biol. Psychiatry. 35, 1421-1431 (2011).</li><li>Eddins, D., Cerutti, D., Williams, P., Linney, E., Levin, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+provide+a+sensitive+model+of+persisting+neurobehavioral+effects+of+developmental+chlorpyrifos+exposure:+comparison+with+nicotine+and+pilocarpine+effects+and+relationship+to+dopamine+deficits.">Zebrafish provide a sensitive model of persisting neurobehavioral effects of developmental chlorpyrifos exposure: comparison with nicotine and pilocarpine effects and relationship to dopamine deficits.</a> Neurotoxicol. Teratol. 32, 99-108 (2010).</li><li>Emran, F., Rihel, J., Dowling, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+behavioral+assay+to+measure+responsiveness+of+zebrafish+to+changes+in+light+intensities.">A behavioral assay to measure responsiveness of zebrafish to changes in light intensities.</a> J. Vis. Exp. (20), e923 (2008).</li><li>Pelkowski, S., Kapoor, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+high-throughput+imaging+system+for+automated+analyses+of+avoidance+behavior+in+zebrafish+larvae.">A novel high-throughput imaging system for automated analyses of avoidance behavior in zebrafish larvae.</a> Behav. Brain Res. 223, 135-144 (2011).</li><li>Richendrfer, H., Pelkowski, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+developmental+toxicity+by+automated+analyses+of+behavior+in+zebrafish+larvae.">Assessment of developmental toxicity by automated analyses of behavior in zebrafish larvae.</a> Unpublished observations. , (2012).</li><li>Richendrfer, H., Pelkowski, S., Colwill, R. M., Creton, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=On+the+edge:+pharmacological+evidence+for+anxiety-related+behavior+in+zebrafish+larvae.">On the edge: pharmacological evidence for anxiety-related behavior in zebrafish larvae.</a> Behav. Brain Res. 228, 99-106 (2012).</li><li>Richendrfer, H. A., Pelkowski, S., Colwill, R., Creton, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+sub-chronic+exposure+to+chlorpyrifos+reduces+anxiety-related+behavior+in+zebrafish+larvae.">Developmental sub-chronic exposure to chlorpyrifos reduces anxiety-related behavior in zebrafish larvae.</a> Neurotoxicol. Teratol. , (2012).</li><li>Egan, R. J., Bergner, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Understanding+behavioral+and+physiological+phenotypes+of+stress+and+anxiety+in+zebrafish.">Understanding behavioral and physiological phenotypes of stress and anxiety in zebrafish.</a> Behav. Brain Res. 205, 38-44 (2009).</li><li>Colwill, R., Creton, R., Kalluef, A., Stewart, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Zebrafish protocols for neurobehavioral research. 66, (2012).</li></ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents.

Alors que nous améliorons sans cesse notre nouveau test de comportement, il a toujours été utile pour la détection de comportement d&#39;évitement et de thigmotaxis chez les larves de poisson zèbre 15. De nombreux essais ont été effectués afin d&#39;optimiser les résultats de l&#39;essai, comme la couleur du stimulus utilisé, le nombre idéal de larves par voie et la durée du test comportemental. Auparavant, nous utilisions des plaques multi-puits (avec 6 ou 12 puits) 15.17.18. Toutefois, récemment, nous avons créé le roman moule de voie pour créer un espace de baignade plus grande pour les larves qui nous permet de rassembler un grand nombre de mesures comportementales dans un seul essai 16 (Figure 5). D&#39;autres modifications comprennent les variations de l&#39;montrée PowerPoint (mouvement altéré ou la durée de dosage) et de la taille des voies utilisées (nous avons également des moules pour les voies plus étroites). Actuellement, ce système automatisé à haut débit est unique dans sa capacité à évaluer une large gamme de comportements dans zebrLes larves de afish en même temps comme la vitesse, l&#39;évitement, la proximité des autres larves, et thigmotaxis dans des plaques multi-voies. Les résultats peuvent être obtenus rapidement et un grand nombre de larves peuvent être analysés au moment de l&#39;imagerie. Le système est à la fois peu coûteux à construire et rapide et facile à mettre en place. Une limitation de ce système est que les mouvements en 3-D ne peuvent pas être évalués dans le poisson zèbre. Les systèmes automatisés qui suivent le poisson zèbre pour adultes ont la capacité 3-D et peuvent identifier un large éventail de comportements tels que le mouvement vers le haut ou vers le bas dans la colonne d&#39;eau 10,19. Une autre limitation est que notre système d&#39;imagerie est actuellement pas optimisé pour les analyses à haut débit à la vitesse de la vidéo. imagerie de la vitesse de la vidéo est possible lors de la configuration de l&#39;appareil photo à une résolution inférieure 15, mais cela restreint l&#39;analyse à une seule plaque. En utilisant la méthode &quot;lane&quot; nouvellement créé, plusieurs parties de l&#39;analyse nécessaires pour être exécuté d&#39;une manière précise. Lorsque vous placez les larves dans til voies, il est essentiel de s&#39;assurer que le niveau de liquide est très faible jusqu&#39;à ce que les plaques sont placées sur le dessus de l&#39;écran du portable. Si les voies sont trop plein de liquide, les larves s&#39;échapper dans la périphérie de la plaque. En outre, lors de l&#39;insertion du moule dans de l&#39;agarose, des précautions doivent être prises pour abaisser le moule très lentement. Si le moule est inséré trop rapidement, des bulles se formeront dans l&#39;agarose et seront identifiés par le J macro de l&#39;image sous forme de larves supplémentaire. Il est conseillé que si les voies d&#39;agarose ont même un peu de bulles, il est préférable de s&#39;en faire de nouveaux. À l&#39;avenir, nous aimerions optimiser notre analyse comportementale pour analyser d&#39;autres comportements complexes tels que l&#39;apprentissage chez les larves de poisson zèbre et d&#39;examiner comment l&#39;apprentissage peut être affectée par l&#39;exposition à des substances toxiques et des produits pharmaceutiques dans le développement précoce. Nous travaillons actuellement sur des tests qui peuvent être utiles pour analyser le comportement d&#39;apprentissage dans lequel les résultats comportementaux peuvent faciliter déterminer quelles zones du cerveau sonttouchés par certaines substances toxiques ou des produits pharmaceutiques au cours du développement. Tests automatisés ont été développés pour mesurer les comportements chez les larves de poisson zèbre 20 et ces tests d&#39;apprentissage peut être amendable pour le criblage à haut débit en utilisant la réaction d&#39;évitement robuste en plaques multi-voies. Nous proposons que cette analyse comportementale pourrait être utilisé dans de futures études pour tester les effets sur le développement d&#39;un grand nombre de produits pharmaceutiques et les produits toxiques. Ces études fourniraient une mine de renseignements sur les facteurs de risque spécifiques et contribuer à la mise meilleures lignes directrices sur la santé et la sécurité pour les femmes enceintes et les enfants.

Le poisson zèbre est devenu un modèle populaire pour les sciences génétiques, développementaux et comportementaux 1-4. Ils sortent de leurs chorions de 2-3 jours après la fécondation (DPF), développer pleinement organes fonctionnant par 4-5 dpf, et présentent un grand nombre de comportements de 7 DPF 5,6. Les larves de poisson zèbre sont parfaitement adaptés pour des analyses à haut débit en raison de leur petite taille 7,8. Le logiciel est disponible dans le commerce pour des analyses automatisées du comportement larvaire et adulte poisson zèbre 9-14. Toutefois, ce logiciel peut être cher et a des options limitées pour mesurer les comportements complexes de larves de poisson zèbre en plaques multi-puits. Nous avons créé un système d&#39;imagerie à haut débit roman qui est peu coûteux à mettre en place et permet de quantifier un certain nombre de comportements différents en 7 DPF poisson zèbre larves 15,16. Le système nous permet de tester rapidement et efficacement des anomalies comportementales subtiles après une exposition embryonnaire à un certain nombre deproduits pharmaceutiques et des substances toxiques de l&#39;environnement 16-18. Le système a été construit en utilisant des armoires en bois, qui abritent un appareil photo numérique au sommet de l&#39;armoire. La caméra orientée vers le bas au fond de l&#39;armoire, où un ordinateur portable est placé avec l&#39;écran vers le haut 15. imagerie laps de temps est utilisé pour capturer le placement des larves dans les ruelles. Les larves peuvent se loger dans un maximum de quatre plaques multi-puits ou à plusieurs voies qui sont positionnées sur le dessus de l&#39;écran d&#39;ordinateur. Nous utilisons une présentation PowerPoint comme un stimulus aversif à laquelle les larves répondre en s&#39;éloignant (évitement) et nager vers le bord (thigmotaxis) 15,17. Les images sont importées dans ImageJ dans lequel une macro automatique est utilisé pour diviser les canaux de couleurs, il faut soustraire le fond et appliquer un seuil d&#39;identifier les larves individu. Les coordonnées sont répertoriés pour chaque larve dans chaque image et peuvent être insérées dans un fichier Excel que nous utilisons pour quantifier l&#39;évitement et thigmotaxis comportement, poisson à la distance de poisson, nager vitesse et temps de repos 16.

<table border="1">
		<tbody>
		 <tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Reagent</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Instant Ocean</td>
			<td>That Pet Place</td>
			<td>198262</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Agarose</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP1356-100</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Methylene Blue</td>
			<td>That Pet Place</td>
			<td>214325</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Equipment</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>One well plates</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>12-565-493</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Digital camera</td>
			<td>Canon </td>
			<td>EOS Rebel T1i</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Imaging Cabinets</td>
			<td>WoodCraft Towers</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Laptops</td>
			<td>Acer Aspire</td>
			<td>Any is good as long as it has a 15.6 in. LCD screen with 1366 x 768 pixel resolution and a brightness of 220 cd/m2.</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Camera Lens</td>
			<td>Canon</td>
			<td>EF-S 55 - 250 mm f/4.0 - 5.6 IS zoom lens</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Plastic diffuser</td>
			<td>Pendaflex </td>
			<td>52345</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Software</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>PowerPoint 2010</td>
			<td>Microsoft</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>NIH</td>
			<td></td>
			<td><a href="http://rsb.info.nih.gov/ij/" target="_blank">http://rsb.info.nih.gov/ij/</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Excel 2010</td>
			<td>Microsoft</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Statistical software</td>
			<td>SPSS 20</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>

automated high-throughput behavioral analyses in zebrafish larvae

Nous avons créé un système d&#39;imagerie à haut débit roman pour l&#39;analyse du comportement des larves de poisson zèbre 7-day-old dans des plaques multi-voies. Ce système mesure les comportements spontanés et la réponse à un stimulus aversif, qui est représentée aux larves sur une présentation PowerPoint. Les images enregistrées sont analysées avec une macro ImageJ, qui divise automatiquement les canaux de couleurs, soustrait le fond, et applique un seuil pour déterminer le placement des larves individu dans les ruelles. Nous pouvons alors importer les coordonnées dans une feuille Excel pour quantifier la vitesse de nage, la préférence pour le bord ou sur le côté de la voie, le comportement de repos, thigmotaxis, la distance entre les larves et le comportement d&#39;évitement. Des changements subtils dans le comportement sont facilement détectés par notre système, ce qui est utile pour des analyses du comportement après une exposition à des substances toxiques de l&#39;environnement ou des produits pharmaceutiques.

Dans nos tests précédents, en utilisant le stimulus aversif balle qui rebondit, le type larves sauvages qui ne sont pas traités répondre à la balle se déplaçant à la nage dans le (comportement d&#39;évitement) et bien vers les bords du puits (comportement thigmotaxis) 15. Plus tard nous avons confirmé que le comportement thigmotaxis dans cet essai est une mesure du comportement liés à l&#39;anxiété chez les larves de poisson zèbre 17. Il y avait des différences importantes dans le mouvement des larves loin de la balle et la préférence pour le bord par rapport à l&#39;arrière-plan blanc vierge. Ces comportements ont également été confirmés dans notre nouveau test en utilisant la barre rouge en mouvement et sont encore plus robuste 16. En outre, nous pouvons maintenant déguster un grand nombre de comportements dans un seul essai, y compris la vitesse de nage, le repos, la préférence pour la fin ou le côté du bien, et la distance entre les poissons (figure 5). larves de contrôle cultivées dans l&#39;eau d&#39;oeuf présentent une préférence accrue soit vers le bas dans la cuvette et sur le bord de la voie deprès avoir elles sont présentées avec un stimulus aversif (déplacement barre rouge). Des résultats similaires sont obtenus lorsque les larves sont cultivées dans l&#39;eau d&#39;oeufs contenant 1 pg / ml de DMSO, un solvant qui est couramment utilisé pour dissoudre les divers produits pharmaceutiques et les produits toxiques que 1000 solutions de stock X. Les résultats représentatifs sont présentés dans la figure 5 en larves traitées avec de l&#39;eau d&#39;œuf et du DMSO (les contrôles) et des concentrations variables d&#39;un pesticide organophosphoré trouve couramment dans les aliments non biologiques. Les résultats sont présentés un échantillon d&#39;une expérience. Toutefois, lorsqu&#39;il est répété, les résultats indiquent que la vitesse de nage et le comportement des thigmotaxis est altérée par de faibles concentrations de pesticides organophosphorés, qui imitent les niveaux de consommation alimentaire humaine 18. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/50622/50622fig1.jpg" /> Figure 1. Bacs de collecte. des plats en verre Pyrex sont utilisés pour collecter embryos provenant des réservoirs de poissons adultes. Couvercles de plats en Pyrex ont été coupés et insérés avec des grilles en plastique et fil vert a été cousu sur les grilles dans le plastique. Cela crée une atmosphère de reproduction pour le poisson zèbre adulte en mimant l&#39;environnement naturel. <img alt="Figure 2" fo:content-width="/files/ftp_upload/50622/50622fig2highres.jpg" fo:width="6in" src="/files/ftp_upload/50622/50622fig2.jpg" /> Figure 2. Moule en plastique et les voies d&#39;agarose. A) Le moule est indiqué sur la gauche. 0,8% d&#39;agarose est versé dans une plaque d&#39;un puits, le moule est progressivement inséré et ensuite retiré lorsque l&#39;agarose a refroidi B) La plaque de droite montre les voies créées dans l&#39;agarose par le moule en plastique.. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/50622/50622fig3.jpg" /> Figure 3. Armoires imagerie. Armoires d&#39;imagerie étaient specially construit dans notre laboratoire et utilisé pour des analyses comportementales à haut débit. A 15 mégapixels appareil photo numérique a été fixée au sommet de l&#39;armoire vers le bas, afin de recueillir des images de déchéance du temps des larves en plaques multivoies placés sur le dessus de l&#39;écran d&#39;un ordinateur portable. Entre les plaques et l&#39;écran se trouve un diffuseur en plastique qui est utilisé pour prévenir les effets de moiré dans les images recueillies. <img alt="Figure 4" fo:content-width="/files/ftp_upload/50622/50622fig4highres.jpg" fo:width="4.5in" src="/files/ftp_upload/50622/50622fig4.jpg" /> Figure 4. Fond blanc et PowerPoint aversion stimulus. C&#39;est le PowerPoint actuel qui est utilisé pour évoquer les changements de comportement chez les larves de poisson zèbre. Il fournit des différences de comportement robustes entre A) le fond blanc et B) la barre rouge en mouvement. <img alt="Figure 5" fo:content-width="/files/ftp_upload/50622/50622fig5highres.jpg" fo:width="5.5in" src="/files/ftp_upload/50622/50622fig5.jpg" /> Figure 5. Comportements quantifiés dans l&#39;analyse à haut débit. Exemple des comportements qui sont quantifiés à partir de notre analyse comportementale au sein de la feuille Excel que nous utilisons pour coordonnées x, y de la larve. Les barres blanches indiquent les données de larves exposées à un fond blanc et les barres rouges indiquent les données du larves exposées à la barre mobile rouge dans le PowerPoint. Les graphiques indiquent les mesures qui peuvent être obtenus à partir de l&#39;analyse du comportement A) Pourcentage de larves dans la ruelle, B) Pourcentage de larves à l&#39;extrémité de la ruelle, C) Pourcentage de larves sur le bord de la voie, D) Distance entre poisson (mm), E) vitesse de nage des larves (mm / min), F) Pourcentage de repos des larves. Dans les graphiques ci, les données sont de traitement des larves avec contrôle DMSO et plusieurs concentrations d&#39;un pesticide allant de 0,001 à 0,1 uM (niveaux communément trouvés dans l&#39;alimentation humaine). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50622/50622fig5large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir la figure</a> .

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Automated High-throughput Behavioral Analyses in Zebrafish Larvae

Notre laboratoire a développé un système d&#39;imagerie automatisé à haut débit roman qui est utile pour la détection de plusieurs comportements différents dans 7-day-old larves de poisson zèbre. Le système peut être utilisé pour détecter des changements subtils dans le comportement après que les larves ont été exposés à des substances toxiques de l&#39;environnement ou des produits pharmaceutiques.

Analyses comportementales automatisés à haut débit dans les embryons de poisson zèbre

We have created a novel high-throughput imaging system for the analysis of behavior in 7-day-old zebrafish larvae in multi-lane plates. This system ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

15.1K vues.  Brown University. Notre laboratoire a développé un système d'imagerie automatisé à haut débit roman qui est utile pour la détection de plusieurs comportements différents dans 7-day-old larves de poisson zèbre. Le système peut être utilisé pour détecter des changements subtils dans le comportement après que les larves ont été exposés à des substances toxiques de l'environnement ou des produits pharmaceutiques.

Vidéo: Automated High-throughput Behavioral Analyses in Zebrafish Larvae

In vivo Electroporation of Developing Mouse Retina

The functional characterization of genes expressed during mammalian retinal development remains a significant challenge. Gene targeting to generate constitutive or conditional loss of function knockouts remains cost and labor intensive, as well as time consuming. Adding to these challenges, retina expressed genes may have essential roles outside the retina leading to unintended confounds when using a knockout approach. Furthermore, the ability to ectopically express a gene in a gain of function experiment can be extremely valuable when attempting to identify a role in cell fate specification and/or terminal differentiation.
We present a method for the rapid and efficient incorporation of DNA plasmids into the neonatal mouse retina by electroporation. The application of short electrical impulses above a certain field strength results in a transient increase in plasma membrane permeability, facilitating the transfer of material across the membrane 1,2,3,4. Groundbreaking work demonstrated that electroporation could be utilized as a method of gene transfer into mammalian cells by inducing the formation of hydrophilic plasma membrane pores allowing the passage of highly charged DNA through the lipid bilayer 5. Continuous technical development has resulted in the viability of electroporation as a method for in vivo gene transfer in multiple mouse tissues including the retina, the method for which is described herein 6, 7, 8, 9, 10. 
DNA solution is injected into the subretinal space so that DNA is placed between the retinal pigmented epithelium and retina of the neonatal (P0) mouse and electrical pulses are applied using a tweezer electrode. The lateral placement of the eyes in the mouse allows for the easy orientation of the tweezer electrode to the necessary negative pole-DNA-retina-positive pole alignment. Extensive incorporation and expression of transferred genes can be identified by postnatal day 2 (P2). Due to the lack of significant lateral migration of cells in the retina, electroporated and non-electroporated regions are generated. Non-electroporated regions may serve as internal histological controls where appropriate. 
Retinal electroporation can be used to express a gene under a ubiquitous promoter, such as CAG, or to disrupt gene function using shRNA constructs or Cre-recombinase. More targeted expression can be achieved by designing constructs with cell specific gene promoters. Visualization of electroporated cells is achieved using bicistronic constructs expressing GFP or by co-electroporating a GFP expression construct. Furthermore, multiple constructs may be electroporated for the study of combinatorial gene effects or simultaneous gain and loss of function of different genes. Retinal electroporation may also be utilized for the analysis of genomic cis-regulatory elements by generating appropriate expression constructs and deletion mutants. Such experiments can be used to identify cis-regulatory regions sufficient or required for cell specific gene expression 11. Potential experiments are limited only by construct availability.

In vivo Electroporation of Developing Mouse Retina

A method for the incorporation of plasmid DNA into murine retinal cells for the purpose of performing either gain- or loss of function studies in vivo is presented. This method capitalizes on the transient increase in permeability of cell plasma membranes induced by the application of an external electrical field.

En électroporation in vivo de la rétine de souris en développement

The functional characterization of genes expressed during mammalian retinal development remains a significant challenge.  Gene targeting to generate ...

Recherche

Neurosciences

FIM Imaging and FIMtrack: Two New Tools Allowing High-throughput and Cost Effective Locomotion Analysis

The analysis of neuronal network function requires a reliable measurement of behavioral traits. Since the behavior of freely moving animals is variable to a certain degree, many animals have to be analyzed, to obtain statistically significant data. This in turn requires a computer assisted automated quantification of locomotion patterns. To obtain high contrast images of almost translucent and small moving objects, a novel imaging technique based on frustrated total internal reflection called FIM was developed. In this setup, animals are only illuminated with infrared light at the very specific position of contact with the underlying crawling surface. This methodology results in very high contrast images. Subsequently, these high contrast images are processed using established contour tracking algorithms. Based on this, we developed the FIMTrack software, which serves to extract a number of features needed to quantitatively describe a large variety of locomotion characteristics. During the development of this software package, we focused our efforts on an open source architecture allowing the easy addition of further modules. The program operates platform independent and is accompanied by an intuitive GUI guiding the user through data analysis. All locomotion parameter values are given in form of csv files allowing further data analyses. In addition, a Results Viewer integrated into the tracking software provides the opportunity to interactively review and adjust the output, as might be needed during stimulus integration. The power of FIM and FIMTrack is demonstrated by studying the locomotion of Drosophila larvae.

FIM is a novel, cost effective imaging system designed to track small moving objects such as C. elegans, planaria or Drosophila larvae. The accompanying FIMTrack program is designed to deliver fast and efficient data analysis. Together, these tools allow high-throughput analysis of behavioral traits.

FIM Imagerie et FIMtrack: Deux nouveaux outils permettant à haut débit et de l&#39;analyse coûts de locomotion efficace

The analysis of neuronal network function requires a reliable measurement of behavioral traits. Since the behavior of freely moving animals is variable to ...

Electroretinogram Analysis of the Visual Response in Zebrafish Larvae

The electroretinogram (ERG) is a noninvasive electrophysiological method for determining retinal function. Through the placement of an electrode on the surface of the cornea, electrical activity generated in response to light can be measured and used to assess the activity of retinal cells in vivo. This manuscript describes the use of the ERG to measure visual function in zebrafish. Zebrafish have long been utilized as a model for vertebrate development due to the ease of gene suppression by morpholino oligonucleotides and pharmacological manipulation. At 5-10 dpf, only cones are functional in the larval retina. Therefore, the zebrafish, unlike other animals, is a powerful model system for the study of cone visual function in vivo. This protocol uses standard anesthesia, micromanipulation and stereomicroscopy protocols that are common in laboratories that perform zebrafish research. The outlined methods make use of standard electrophysiology equipment and a low light camera to guide the placement of the recording microelectrode onto the larval cornea. Finally, we demonstrate how a commercially available ERG stimulator/recorder originally designed for use with mice can easily be adapted for use with zebrafish. ERG of larval zebrafish provides an excellent method of assaying cone visual function in animals that have been modified by morpholino oligonucleotide injection as well as newer genome engineering techniques such as Zinc Finger Nucleases (ZFNs), Transcription Activator-Like Effector Nucleases (TALENs), and Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (CRISPR)/Cas9, all of which have greatly increased the efficiency and efficacy of gene targeting in zebrafish. In addition, we take advantage of the ability of pharmacological agents to penetrate zebrafish larvae to evaluate the molecular components that contribute to the photoresponse. This protocol outlines a setup that can be modified and used by researchers with various experimental goals.

We present a method for the electroretinographic (ERG) analysis of zebrafish larvae utilizing micromanipulation and electroretinography techniques. This is a simple and straightforward method for assaying visual function of zebrafish larvae in vivo.

Électrorétinogramme Analyse de la réponse visuelle chez le poisson zèbre larves

The electroretinogram (ERG) is a noninvasive electrophysiological method for determining retinal function. Through the placement of an electrode on the ...

Ablation of a Neuronal Population Using a Two-photon Laser and Its Assessment Using Calcium Imaging and Behavioral Recording in Zebrafish Larvae

To identify the role of a subpopulation of neurons in behavior, it is essential to test the consequences of blocking its activity in living animals. Laser ablation of neurons is an effective method for this purpose when neurons are selectively labeled with fluorescent probes. In the present study, protocols for laser ablating a subpopulation of neurons using a two-photon microscope and testing of its functional and behavioral consequences are described. In this study, prey capture behavior in zebrafish larvae is used as a study model. The pretecto-hypothalamic circuit is known to underlie this visually-driven prey catching behavior. Zebrafish pretectum were laser-ablated, and neuronal activity in the inferior lobe of the hypothalamus (ILH; the target of the pretectal projection) was examined. Prey capture behavior after pretectal ablation was also tested.

Here, we present a protocol to ablate a genetically labeled subpopulation of neurons by a two-photon laser from Zebrafish larvae.

Ablation d’une Population neuronale à l’aide d’un Laser à deux photons et son évaluation à l’aide d’imagerie calcique et enregistrement comportemental chez les larves de poisson zèbre

To identify the role of a subpopulation of neurons in behavior, it is essential to test the consequences of blocking its activity in living animals. Laser ...

Behavioral And Physiological Analysis In A Zebrafish Model Of Epilepsy

Epilepsy represents one of the most common neurological disorders, affecting an estimated 50 million people worldwide. Recent advances in genetic research have uncovered a large spectrum of genes implicated in various forms of epilepsy, highlighting the heterogeneous nature of this disorder. Appropriate animal models are essential for investigating the pathological mechanisms triggered by genetic mutations implicated in epilepsy and for developing specialized, targeted therapies. In recent years, zebrafish has emerged as a valuable vertebrate organism for modeling epilepsies, with the use of both genetic manipulation and exposure to known epileptogenic drugs, such as pentylenetetrazole (PTZ), to identify novel anti-epileptic therapeutics. Deleterious mutations in the mTOR regulator DEPDC5 have been associated with various forms of focal epilepsies and knock-down of the zebrafish orthologue causes hyperactivity associated with spontaneous seizure-like episodes, as well as enhanced electrographic activity and characteristic turn wheel swimming. Here, we described the method involved in generating the DEPDC5 loss-of-function model and illustrate the protocol for assessing motor activity at 28 and 48 h post fertilization (hpf), as well as a method for recording field activity in the zebrafish optic tectum. An illustration of the effect of the epileptogenic drug PTZ on neuronal activity over time is also provided.

Here, we present a protocol for the development and the characterization of a zebrafish model of epilepsy resulting from the transient inhibition of the DEPDC5 gene.

Analyse comportementale et physiologique dans un modèle d’épilepsie de poisson-zèbre

Epilepsy represents one of the most common neurological disorders, affecting an estimated 50 million people worldwide. Recent advances in genetic research ...

Using Zebrafish Larvae to Study the Pathological Consequences of Hemorrhagic Stroke

Despite being the most severe subtype of stroke with high global mortality, there is no specific treatment for patients with intracerebral hemorrhage (ICH). Modelling ICH pre-clinically has proven difficult, and current rodent models poorly recapitulate the spontaneous nature of human ICH. Therefore, there is an urgent requirement for alternative pre-clinical methodologies for study of disease mechanisms in ICH and for potential drug discovery.
The use of zebrafish represents an increasingly popular approach for translational research, primarily due to a number of advantages they possess over mammalian models of disease, including prolific reproduction rates and larval transparency allowing for live imaging. Other groups have established that zebrafish larvae can exhibit spontaneous ICH following genetic or chemical disruption of cerebrovascular development. The aim of this methodology is to utilize such models to study the pathological consequences of brain hemorrhage, in the context of pre-clinical ICH research. By using live imaging and motility assays, brain damage, neuroinflammation and locomotor function following ICH can be assessed and quantified.
This study shows that key pathological consequences of brain hemorrhage in humans are conserved in zebrafish larvae highlighting the model organism as a valuable in vivo&#160;system for pre-clinical investigation of ICH. The aim of this methodology is to enable the pre-clinical stroke community to employ the zebrafish larval model as an alternative complementary model system to rodents.

Here we present a protocol to quantify brain injury, locomotor deficits and neuroinflammation following bleeding in the brain in zebrafish larvae, in the context of human intracerebral hemorrhage (ICH).

Utilisation des larves de Zébrafish pour étudier les conséquences pathologiques de l’AVC hémorragique

Despite being the most severe subtype of stroke with high global mortality, there is no specific treatment for patients with intracerebral hemorrhage ...

Alternate Immersion in Glucose to Produce Prolonged Hyperglycemia in Zebrafish

Zebrafish (Danio rerio) are an excellent model to investigate the effects of chronic hyperglycemia, a hallmark of Type II Diabetes Mellitus (T2DM). This alternate immersion protocol is a noninvasive, step-wise method of inducing hyperglycemia for up to eight weeks. Adult zebrafish are alternately exposed to sugar (glucose) and water for 24 hours each. The zebrafish begin treatment in a 1% glucose solution for 2 weeks, then a 2% solution for 2 weeks, and finally a 3% solution for the remaining 4 weeks. Compared to water-treated (stress) and mannitol-treated (osmotic) controls, glucose-treated zebrafish have significantly higher blood sugar levels. The glucose-treated zebrafish show blood sugar levels of 3-times that of controls, suggesting that after both four and eight weeks hyperglycemia can be achieved. Sustained hyperglycemia was associated with increased Glial Fibrillary Acidic Protein (GFAP) and increased nuclear factor Kappa B (NF-kB)&#160;levels in retina and decreased physiological responses, as well as cognitive deficits suggesting this protocol can be used to model disease complications.

This protocol noninvasively induces hyperglycemia in zebrafish for up to 8 weeks. Using this protocol, an in-depth study of the adverse effects of hyperglycemia can be made.

Immersion alternative dans le glucose pour produire une hyperglycémie prolongée chez le poisson zèbre

Zebrafish (Danio rerio) are an excellent model to investigate the effects of chronic hyperglycemia, a hallmark of Type II Diabetes Mellitus (T2DM). This ...

A Rat Model of EcoHIV Brain Infection

It has been well studied that the EcoHIV infected mouse model is of significant utility in investigating HIV associated neurological complications. Establishment of the EcoHIV infected rat model for studies of drug abuse and neurocognitive disorders, would be beneficial in the study of neuroHIV and HIV-1 associated neurocognitive disorders (HAND). In the present study, we demonstrate the successful creation of a rat model of active HIV infection using chimeric HIV (EcoHIV). First, the lentiviral construct of EcoHIV was packaged in cultured 293 FT cells for 48 hours. Then, the conditional medium was concentrated and titered. Next, we performed bilateral stereotaxic injections of the EcoHIV-EGFP into F344/N rat brain tissue. One week after infection, EGFP fluorescence signals were detected in the infected brain tissue, indicating that EcoHIV successfully induces an active HIV infection in rats. In addition, immunostaining for the microglial cell marker, Iba1, was performed. The results indicated that microglia were the predominant cell type harboring EcoHIV. Furthermore, EcoHIV rats exhibited alterations in temporal processing, a potential underlying neurobehavioral mechanism of HAND as well as synaptic dysfunction eight weeks after infection. Collectively, the present study extends the EcoHIV model of HIV-1 infection to the rat offering a valuable biological system to study HIV-1 viral reservoirs in the brain as well as HAND and associated comorbidities such as drug abuse.

Here, we present a protocol to establish a new rat model of active HIV infection using chimeric HIV (EcoHIV), which is critical for enhancing our understanding of HIV-1 viral reservoirs in the brain and offering a system to study HIV-associated neurocognitive disorders and associated comorbidities (i.e., drug abuse).

Un modèle de rat d’infection cérébrale EcoHIV

It has been well studied that the EcoHIV infected mouse model is of significant utility in investigating HIV associated neurological complications. ...

Optogenetic Phase Transition of TDP-43 in Spinal Motor Neurons of Zebrafish Larvae

Abnormal protein aggregation and selective neuronal vulnerability are two major hallmarks of neurodegenerative diseases. Causal relationships between these features may be interrogated by controlling the phase transition of a disease-associated protein in a vulnerable cell type, although this experimental approach has been limited so far. Here, we describe a protocol to induce phase transition of the RNA/DNA-binding protein TDP-43 in spinal motor neurons of zebrafish larvae for modeling cytoplasmic aggregation of TDP-43 occurring in degenerating motor neurons in amyotrophic lateral sclerosis (ALS). We describe a bacterial artificial chromosome (BAC)-based genetic method to deliver an optogenetic TDP-43 variant selectively to spinal motor neurons of zebrafish. The high translucency of zebrafish larvae allows for the phase transition of the optogenetic TDP-43 in the spinal motor neurons by a simple external illumination using a light-emitting diode (LED) against unrestrained fish. We also present a basic workflow of live imaging of the zebrafish spinal motor neurons and image analysis with freely available Fiji/ImageJ software to characterize responses of the optogenetic TDP-43 to the light illumination. This protocol enables the characterization of TDP-43 phase transition and aggregate formation in an ALS-vulnerable cellular environment, which should facilitate an investigation of its cellular and behavioral consequences.

We describe a protocol to induce phase transition of TAR DNA-binding protein 43 (TDP-43) by light in the spinal motor neurons using zebrafish as a model.

Transition de phase optogénétique du TDP-43 dans les motoneurones spinaux des larves de poisson zèbre

Abnormal protein aggregation and selective neuronal vulnerability are two major hallmarks of neurodegenerative diseases. Causal relationships between ...

In vivo Imagerie du cerveau entier des larves de poisson-zèbre

In Vivo Whole-Brain Imaging of Zebrafish Larvae Using Three-Dimensional Fluorescence Microscopy

As a vertebrate model animal, larval zebrafish are widely used in neuroscience and provide a unique opportunity to monitor whole-brain activity at the cellular resolution. Here, we provide an optimized protocol for performing whole-brain imaging of larval zebrafish using three-dimensional fluorescence microscopy, including sample preparation and immobilization, sample embedding, image acquisition, and visualization after imaging. The current protocol enables in vivo imaging of the structure and neuronal activity of a larval zebrafish brain at a cellular resolution for over 1 h using confocal microscopy and custom-designed fluorescence microscopy. The critical steps in the protocol are also discussed, including sample mounting and positioning, preventing bubble formation and dust in the agarose gel, and avoiding motion in images caused by incomplete solidification of the agarose gel and paralyzation of the fish. The protocol has been validated and confirmed in multiple settings. This protocol can be easily adapted for imaging other organs of a larval zebrafish.

Pleins feux sur l’auteur : Imagerie in vivo de l’ensemble du cerveau des larves de poisson-zèbre à l’aide de la microscopie à fluorescence tridimensionnelle  

Presented here is a protocol for in vivo whole-brain imaging of larval zebrafish using three-dimensional fluorescence microscopy. The experimental procedure includes sample preparation, image acquisition, and visualization.

In vivo Imagerie du cerveau entier de larves de poisson-zèbre à l’aide de la microscopie à fluorescence tridimensionnelle

As a vertebrate model animal, larval zebrafish are widely used in neuroscience and provide a unique opportunity to monitor whole-brain activity at the ...