Cette méthode utilisant le concentré d’anticorps 22C3 pour déterminer l’expression de PD-L1 dans le tissu de tumeur et le spécimen de cytologie élargira la capacité des laboratoires d’évaluer la sélection des patients présentant le cancer de poumon non-petites cellules pour l’immunothérapie d’une manière fiable et reproductible. Le principal avantage de cette technique est qu’elle est très concordante avec l’analyse de l’étalon-or et qu’elle prendra en charge des tests PD-L1 fiables et de haute qualité dans toutes les régions du monde. En général, les pathologistes nouveaux à cette méthode auront du mal en raison de la coloration granulaire parfois observée.
En outre, la coloration des cellules humaines est un peu plus intense que celle observée avec l’étalon-or. Par conséquent, la formation des pathologistes est nécessaire pour obtenir une interprétation correcte de la coloration PD-L1 avec le LDT 22C3. La démonstration de la procédure sera Mme
Marame Hamila, technicienne de mon labo. Pour commencer, fixez le tissu tumoral en formaline tamponnée à 10 % dans une cassette et intégriez la cassette dans la paraffine telle qu’elle est décrite dans le protocole textuel. Intégrer le tissu infiltré à l’intérieur d’un moule rempli de paraffine fondue.
Laissez le tissu rester dans le moule jusqu’à ce que la paraffine se soit solidifiée. Après cela, utilisez une microtome pour sectionner le tissu incorporé paraffine à une épaisseur de trois micromètres. Transférer le ruban de paraffine sur une lame de microscope en verre chargée positivement.
Ensuite, séchez la glissade pendant une heure à 37 degrés Celsius. Tout d’abord, recueillir les lavages bronchiques dans une solution de conservation. Transférer les lavages dans un tube conique de 50 millilitres.
Ajouter deux grammes de DL-Dithiothreitol et vortex le tube pendant 30 minutes, puis centrifugeuse à 250 fois g pendant cinq minutes à température ambiante. Retirer le supernatant et ajouter 10 millilitres d’une solution mucolytique. Agiter l’échantillon à vitesse moyenne pendant 20 minutes et centrifuger à 250 fois g pendant cinq minutes à température ambiante.
Après cela, retirez le supernatant et déposez la pastille cellulaire dans un tube de collecte contenant de la formaline tamponnée à 10 %. Ajouter quatre gouttes d’un agent de préparation du bloc cellulaire. Transférer la pastille cellulaire sur une cassette.
Fixer la pastille cellulaire pour l’intégration de la paraffine et la sectionnement en utilisant le processus précédemment décrit pour la préparation des échantillons de tissu tumoral. Pour commencer, la puissance sur l’autostainer et l’ordinateur. Double clic sur l’icône autostainer et choisissez l’utilisateur.
Cliquez sur Créer l’étiquette, puis sur protocole. Double clic sur le protocole 22C3. Remplissez l’iD du patient et cliquez sur Imprimer.
Après cela, coller l’étiquette sur la diapositive. Appuyez sur le bouton sur le tiroir à glissière choisi pour l’ouvrir et placez la glissière étiquetée sur la garniture thermique avec l’étiquette orientée vers le haut et vers l’intérieur. Fermez le tiroir à glissière.
Ensuite, retirez les bouchons des distributeurs. Chargez les reagents sur le rack des reagents. Ouvrez le capot du stainer et placez les supports de reagent sur le carrousel des reagents, en vous assurant qu’ils s’adaptent correctement et se tiennent en position, puis fermez le capot.
Dans le logiciel, cliquez sur l’instrument qui sera utilisé, puis cliquez sur Exécution. À la fin de la procédure IHC, utilisez l’eau du robinet avec une seule goutte de solution de nettoyage pour rincer la lame pendant plusieurs secondes. Déshydratez la glissière en l’immergeant séquentiellement dans deux bains d’éthanol pendant plusieurs secondes chacun, puis placez la glissière dans une machine à couvrir pour charger automatiquement le glissement du couvercle.
Pour commencer à évaluer la qualité de la coloration PD-L1, analyser les contrôles positifs et négatifs avant d’examiner l’échantillon du patient. À l’aide d’un microscope, confirmer la présence d’au moins 100 cellules tumorales viables. À un grossissement bas de 4 fois, évaluez tous les secteurs positifs et négatifs bien préservés de tumeur.
Après ceci, marquez la coloration partielle ou complète de membrane cellulaire et calculez le score de proportion de tumeur en évaluant la proportion des cellules tumeurs PD-L1-positives par rapport à toutes les cellules de tumeur présentes dans les secteurs bien préservés de tumeur. Dans cette étude, le score de proportion de tumeur ou TPS est évalué pour des échantillons jumelés de biopsie de tissu dans les blocs de cellules préparés des lavages bronchiques ou des effusions pleurales. Des modèles représentatifs de coloration avec des spécimens de biopsie sont utilisés pour comparer le concentré d’anticorps 22C3 contre l’analyse compagnon PD-L1 IHC 22C3.
Le coefficient de corrélation intraclassique, qui est utilisé pour mesurer la corrélation du score TPS en tant que variable continue, est de 99 % entre le LDT et l’étalon-or. Des modèles de coloration représentatifs avec des spécimens de cytologie sont également utilisés pour comparer le concentré d’anticorps 22C3 contre l’analyse compagnon PD-L1 IHC 22C3. Le taux de concordance des échantillons de biopsie et de cytologie avec le LDT est supérieur à 95 % lors de l’utilisation de l’un ou l’autre des points de coupe TPS.
Le coefficient de corrélation intraclassique tout en utilisant TPS comme variable continue se situe entre 0,88 et 0,90. Une fois maîtrisée, cette technique donne un taux de concordance élevé avec l’étalon-or dans l’évaluation de la coupure pour la positivité ou l’histologie tumorale pour les échantillons de tissu et de cytologie. Tout en essayant cette procédure, il est important de se rappeler que les échantillons doivent être évalués en référence à la diapositive HE et dans certains cas difficiles taches complémentaires pour évaluer les cellules immunitaires peuvent être effectuées pour exclure une mauvaise interprétation de l’expression PD-L1 dans les cellules tumorales seulement.
Suite à cette procédure, d’autres spécimens comme les biopsies à aiguilles fines, les EUS-FNA ou les brosses bronchiques peuvent être évalués. Après sa mise en place dans les cliniques, la robustesse de l’analyse doit être maintenue au fil du temps en demandant l’accréditation, en suivant les procédures d’exploitation normalisées et en participant régulièrement à des programmes externes d’évaluation de la qualité. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de mettre en œuvre le protocole optimisé en utilisant l’anticorps anti-PD-L1 22C3 se concentrer sur un autostainer IHC largement disponible à la fois des échantillons de biopsie et de cytologie de patients atteints d’un cancer du poumon non à petites cellules.
