C’est le protocole le plus rapide et le plus approprié pour surveiller l’acidification intestinale de la drosophile avec des résultats robustes et authentiques. Cette méthode aidera à déterminer le rôle de l’acidification intestinale dans plusieurs organismes. Et ce phénomène est La simplicité de cette technique est le principal avantage.
En tant que tel, il peut être utilisé pour les organismes non modèles. Cette méthode permet de surveiller la libération d’acide pour de nombreux systèmes, y compris les lignées cellulaires et la 3D sur des cultures vivantes. Cette technique est simple avec un minimum d’effort.
Les aliments contenant du bleu de bromophénol doivent être préparés frais. En outre, alors que l’intestin de dissection ne doit pas être étiré. Commencez à organiser le test de surveillance de l’acidification intestinale avec la préparation de la nourriture pour mouches avec un colorant à détection de pH au bleu de bromophénol ou au BPB.
Pour ce faire, faites fondre la nourriture pour mouches au micro-ondes et laissez-la refroidir jusqu’à ce qu’elle soit tiède. Ajouter un millilitre de 4% de BPB à un millilitre de la nourriture tiède avec un puits de mélange. À l’aide d’une pipette, ajoutez la nourriture pour mouches contenant du BPB en un seul point d’environ 200 microlitres au centre d’une boîte de Pétri.
Ensuite, collectez des mouches femelles non vierges de zéro à deux jours, Drosophila melanogaster, et permettez aux mouches de récupérer sur les aliments standard de farine de maïs. Avant l’expérience, affamer les mouches pendant 24 heures à température ambiante dans un flacon contenant un tissu de lingette de laboratoire imbibé d’environ deux millilitres d’eau désionisée. Transférer les mouches affamées dans une boîte de Pétri contenant des points uniques de la nourriture pour mouches fraîchement préparée, complétée par 2% de BPB, pour permettre aux mouches de se nourrir pendant quatre heures à température ambiante tout en étant exposées à la lumière.
Après quatre heures, collectez les mouches, puis procédez à l’isolement chirurgical des intestins des mouches anesthésiées dans 1X PBS avec une pince au stéréomicroscope. Comptez le nombre de mouches qui montrent un BPB robuste debout dans les tripes et calculez le pourcentage à l’aide de l’équation. Après la dissection, montez les échantillons dans PBS sur une lame de verre et placez la lame préparée sous le microscope.
Ajustez ensuite la mise au point à l’aide de l’IPS. Une fois cela fait, éteignez l’IPS pour ouvrir l’obturateur de l’appareil photo. Après la dissection intestinale, certaines mouches femelles de Drosophila melanogaster ont produit de l’acide, comme l’indique la couleur jaune dans le CCR de l’intestin.
Alors que les intestins de certaines mouches étaient bleus, ce qui suggère un échec des mouches à acidifier leurs intestins. En 30 minutes, environ 20% des mouches avaient acidifié l’intestin. Après une heure, 40% des intestins intestinaux ont montré une acidification, tandis qu’après deux à trois heures d’alimentation, le pourcentage d’intestins acidifiés est passé à 60 à 70%Près de 90 à 95% des intestins ont été acidifiés lorsque les mouches ont été nourries pendant quatre heures.
Aucune différence dans l’acidification intestinale n’a été observée pour deux conditions de température différentes. L’efficacité du protocole d’acidification intestinale a été évaluée chez diverses espèces de drosophiles. Toutes les espèces testées ont montré une acidification intestinale robuste, ce qui suggère que le protocole peut être appliqué à d’autres organismes.
La chose la plus importante à retenir est de placer les mouches étoiles dans la plaque de Pétri avec de la levure et du bleu de bromophénol pendant quatre heures. Cette technique aidera à comprendre la biologie de base et la voie cellulaire impliquées dans l’acidification intestinale. Il devrait également aider à identifier la cible médicamenteuse pour créer les maladies liées à l’acidification intestinale.
