Ce protocole fournit un besoin détaillé de développer un modèle de fibrillation ventriculaire à long terme chez le rat à l’aide de l’appareil de Langendorff. Il comble la lacune de la fibrillation ventriculaire à long terme dans le modèle de petit animal. La technique est simple, économique, reproductible et stable.
Cette technique peut être utilisée dans l’étude de l’arrêt de fibrillation ventriculaire sous perfusion qui est réalisée dans certaines situations cliniques dans le domaine des séances et opérations de chirurgie cardiaque. Pour commencer, préparez le tampon Krebs-Henseleit ou KH en ajoutant 118 millimolaires de chlorure de sodium, 4,7 millimolaires de chlorure de potassium, 1,2 millimolaire de chlorure de magnésium, 1,2 millimolaire de dihydrogénophosphate de sodium, 1,8 millimolaire de chlorure de calcium, 25 millimolaires de bicarbonate de sodium, 11,1 millimolaire de glucose et 0,5 millimolaire d’EDTA dans de l’eau distillée. Préparez ensuite le système de perfusion Langendorff modifié.
Gazer en continu le ballon contenant le tampon KH avec 95 % d’oxygène et 5 % de dioxyde de carbone à une pression d’environ 80 millimètres de mercure. Placez une extrémité du tube de perfusion dans le tampon KH, passez le milieu du tube de perfusion à travers le bain-marie et fixez une aiguille émoussée de calibre 20 à l’autre extrémité du tube de perfusion. Après avoir suspendu l’aiguille sur un support en fil, réglez la température du bain-marie de sorte que la température du tampon KH à partir de l’extrémité du système de perfusion soit de 37 degrés Celsius.
Utilisez un enregistreur de signaux physiologiques pour numériser et enregistrer tous les signaux analogiques. Utilisez deux électrodes à aiguille en acier inoxydable pour enregistrer un électrocardiogramme bipolaire ou un ECG et deux électrodes à aiguille en acier inoxydable pour la stimulation électrique. Connectez une extrémité des quatre électrodes à l’enregistreur de signaux physiologiques et l’autre extrémité près de la zone où le cœur sera positionné après la fixation à l’appareil.
Ensuite, utilisez le logiciel de l’ordinateur portable pour reconnaître, ajuster et enregistrer automatiquement les paramètres ECG bipolaires et hémodynamiques. Réglez les paramètres du stimulateur électrique sur un courant alternatif de 30 hertz, le groupe basse tension recevant 2 volts et le groupe haute tension recevant 6 volts. Avec le rat anesthésié connecté à un ventilateur après la dissection cervicale et l’intubation trachéale, soulevez la peau du processus xiphoïde avec une pince dentée et faites une incision transversale de trois centimètres dans la peau avec des ciseaux tissulaires.
Étendez les incisions de la peau et des côtes aux aisselles des deux côtés en forme de V. Utilisez une dissection contondante pour séparer le tronc brachiocéphalique des tissus environnants. Serrez ensuite le tronc brachiocéphalique avec une pince incurvée pour faciliter l’ablation du cœur.
Immergez immédiatement le cœur dans une boîte de Petri avec un tampon KH à 0 à 4 degrés Celsius pour laver et pomper le sang résiduel. Transférer le cœur dans une deuxième boîte de Pétri. Coupez le tissu redondant et identifiez l’aorte.
Utilisez deux pinces ophtalmiques pour soulever l’aorte et insérez l’aorte dans l’aiguille émoussée de l’appareil de Langendorff. Ensuite, avec l’aide d’un assistant, nouez un nœud avec un fil de suture 0. Allumez le régulateur de débit de perfusion.
Poussez le ballonnet à travers la valve mitrale dans le ventricule gauche. Remplissez le ballon avec de l’eau distillée pour obtenir une pression diastolique terminale de 5 à 10 millimètres de mercure. Connectez l’ECG et les électrodes de stimulation électrique au cœur.
Placez le cœur au centre de la chambre de verre gainée maintenue à 37 degrés Celsius. Laissez le cœur s’équilibrer pendant 20 minutes à l’intérieur de la chambre. Ajustez ensuite la température du bain-marie pour maintenir la température dans la chambre en verre gainé à 30 degrés Celsius.
Une fois que la température a atteint le niveau souhaité, activez l’interrupteur de stimulation électrique sur le logiciel de l’ordinateur portable. Si l’animal fait partie du groupe de fibrillation ventriculaire à long terme ou de FV stimulé en continu, prévoyez 90 minutes de stimulation électrique. Après 90 minutes de FV, utilisez des électrodes pour donner 0,1 joule de défibrillation en courant continu.
Simultanément, régulez la température du bain-marie pour permettre à la température d’augmenter lentement dans la chambre de verre gainée à 37 degrés Celsius pendant 10 minutes. Après la défibrillation, laissez le cœur battre pendant 60 minutes, puis arrêtez les battements par perfusion lente avec du chlorure de potassium à 10% à environ 37 degrés Celsius. Retirer le cœur pour le dosage de la créatine kinase ou CK-MB et l’analyse histologique.
Les taux de FV, le taux de réussite de la défibrillation et le taux de réussite du modèle FV sont présentés ici. Le Groupe LC et le Groupe HC ont reçu une stimulation électrique continue et la FV s’est donc produite avec un taux de réussite de 100%. Mais le groupe HC a démontré des taux de réussite plus faibles pour la défibrillation.
Le groupe LI et le groupe HI dans lesquels la stimulation électrique a été désactivée après cinq minutes présentaient des taux différents de FV, mais le taux de FV était plus lent dans les deux groupes par rapport au groupe LC et au groupe HC. Le groupe LC et le groupe LI ont tous deux eu de meilleurs taux de réussite de la défibrillation. Mais dans l’ensemble, le groupe LC avait le taux de réussite du modèle le plus élevé, tandis que le groupe LI avait un taux de réussite du modèle inférieur. La fréquence cardiaque ou FC, le débit coronaire ou la mucoviscidose et la différence de pression ventriculaire gauche ou les taux de récupération LVPD sont indiqués ici.
L’hémodynamique du groupe C est restée stable pendant l’expérience et a montré une légère diminution de la FC, de la mucoviscidose et de la LVPD. Les deux groupes avec VF induite par basse tension avaient des performances similaires et un bon taux de récupération. Le HR et la LVPD n’étaient pas significativement différents dans ces groupes par rapport au groupe C.Mais le taux de récupération de la FK était significativement meilleur que dans le groupe C.In En revanche, le taux de récupération hémodynamique des deux groupes avec une tension élevée induite par la FV à long terme était faible et le groupe FV à long terme stimulé en continu à haute tension a montré le pire taux de récupération.
L’analyse des liquides d’épanchement coronaire a montré que les niveaux de CK-MB étaient plus élevés dans les deux groupes à haute tension. Aucune différence n’a été observée entre les deux groupes basse tension et la coloration à l’hématoxyline et à l’éosine du groupe C.L’hématoxyline et l’éosine ont montré une zone de brûlure de l’électrode dans le groupe HC. Ce protocole convient à l’étude liée à l’arrêt de la fibrillation ventriculaire et à la perfusion en chirurgie cardiovasculaire.
