מבקש להודות RAW חברי זון ואת דוידסון מעבדות המחקר תרומות אינספור שלהם לעזור לפתח אסטרטגיות שעיצבו בהדרגה את הטכניקה הזאת לנתיחה ב דג הזברה מבוגר בעשור האחרון. בנוסף, אנו רוצים להביע את תודתנו לחברי הצוות של נוטרדאם המרכז לחקר דג הזברה למתן בעלי מצוין טיפול שוטף עבור המושבה דג הזברה שלנו. RAW זכתה למימון מחקר מן הפרס מענק NIH-NIDDK DK083512, מעבדה נדיב הזנק במימון מאוניברסיטת נוטר דאם.

1. Dissection של הכליה דג הזברה מבוגר ממדגם חיה מבולבל <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר דג הזברה מבוגר בין גיל 3-6 חודשים לניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את הדגים על ידי הצבת אותו לתוך צלחת עם 0.2% Tricaine pH 7.0 למשך כ 4-5 דקות, צופים בקפידה לראות הזימים להפסיק לזוז הלב מפסיק לפעום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת כף, להרים את הדג מהאמבטיה Tricaine כמות קטנה של פתרון, למזוג את הפתרון ומניחים בעדינות את החיה על מגבת נייר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש זוג מספריים חדות לנתיחה כדי להסיר את הראש של החיה, ביצוע חתך ממש מאחורי operculum הזימים (איור 1, נתיב). מחק את הראש במיכל פסולת Biohazard. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במספריים לנתיחה כדי לפתוח את הגוף של החיה, על ידי ביצוע חתך ארוך הגחון, החל בראש וסיום על הזנב בבסיס של סנפיר הזנב (איור 1, B נתיב). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מוציאים את האיברים הפנימיים של החיה באמצעות פינצטה לנתיחה / מלקחיים, ומכניסים אותם פסולת Biohazard. היזהר שלא לצחצח את הקיר הגוף הגב, כמו זה המיקום של הכליה (איור 2). אם בחרת דג נקבה, תצטרך סקופ ביצים מתפתחות מתוך חלל הגוף, אשר ניתן לעשות זאת בקלות בעזרת זוג זווית של מלקחיים או פינצטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במחטים לנתיחה להצמיד לפתוח את קירות הגוף מגש לנתיחה, וזווית הסיכות כך הכליה ניתן דמיינו. כליות יהיה בעל צורה אופיינית (ראש, גזע / אוכף, זנב) ואת צבע, להיות משובצים פיגמנטציה בגוון שחור (איור 2). אתה יכול גם לראות את אבי העורקים מלא דם היקפיים, המפעילה את קו האמצע של מבנה האיבר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במלקחיים בסדר לנתק את הכליה מן הקיר הגוף הגב, באמצעות זוג מלקחיים להרים את הכליה כפי שאתה להפריד בין איברים רקמות החיבור העומדים בבסיס זה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות למקום כליה לתוך הרכב הרצוי להמשך הלימודים תא חי, כגון צינור המכיל microcentrifuge 1x PBS להכנת FACS. </li></ol> 2. הכנה דיסקציה של הכליה דג הזברה מבוגר ממדגם חיים קבוע <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן פתרון של PBST paraformaldehyde/1X 4%. מרתיחים את הפתרון לפזר את PFA לתוך תמיסה, ואז לצנן את התערובת עד 4 ° C ולהוסיף dimethylsulfoxide 0.1%. היו לנו את ההצלחה הרבה ביותר עם שימור רקמת משימוש טריים פתרונות PFA בניגוד aliquots קפוא. בצע פתרון מספיק כדי להטביע את דג הזברה מבוגר במהלך לנתיחה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלא מגש דיסקציה עם פתרון קיבעון מספיק כדי להטביע את דג הזברה מבוגר במהלך הניתוח. אנו מבצעים את הצעדים הבאים עם מגש זה ממוקם מתחת למיקרוסקופ, אשר ניתן למקם במנדף כימי כדי למזער את החשיפה ריחות קיבעון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר דג הזברה מבוגר בין גיל 3-6 חודשים לניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את הדגים על ידי הצבת אותו לתוך צלחת עם 0.2% Tricaine pH 7.0 למשך כ 5 דקות, צופים בקפידה כדי לראות את הזימים ולהפסיק את פעימות הלב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת כף, להרים את הדג מהאמבטיה Tricaine כמות קטנה של פתרון, למזוג את הפתרון ומניחים בעדינות את החיה על מגבת נייר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש זוג מספריים חדות לנתיחה כדי להסיר את הראש של החיה, ביצוע חתך ממש מאחורי operculum הזימים (איור 1, נתיב). מחק את הראש במיכל פסולת Biohazard, ומיד במקום חיה לתוך מגש PFA המכילים את הנתיחה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במספריים לנתיחה כדי לפתוח את הגוף של החיה, על ידי ביצוע חתך ארוך הגחון, החל בראש וסיום על הזנב בבסיס של סנפיר הזנב (איור 1, B נתיב), ולשמור על גוף שקוע חלקית במהלך את ההליך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מוציאים את האיברים הפנימיים של החיה באמצעות פינצטה לנתיחה / מלקחיים, ומכניסים אותם פסולת Biohazard. היזהר שלא לצחצח את הקיר הגוף הגב, כמו זה המיקום של הכליה (איור 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במחטים לנתיחה להצמיד לפתוח את קירות הגוף, זווית סיכות כך הכליה ניתן דמיינו. כליות יהיה בעל צורה אופיינית (ראש, אוכף, זנב) ואת צבע, להיות משובצים פיגמנטציה בגוון שחור (איור 2). אתה יכול גם לראות את אבי העורקים מלא דם היקפיים, המפעילה את קו האמצע של מבנה האיבר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תקן את המדגם לילה, הצבת את המגש 4 ° C כשתסיים עם סידור דגימות הרצוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למחרת, להסיר את הפתרון PFA ממגש ולהחליף PBST 1x. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במלקחיים בסדר בזהירות לנתק את הכליה מן הקיר הגוף הגב, באמצעות זוג מלקחיים להרים את הכליה כפי שאתה להפריד בין איברים רקמות החיבור העומדים בבסיס זה. רקמות הכליה יהיה רך וגמיש מן DMSO בפתרון מקבע, כך שניתן לנתח את האיבר כליות כולו בחתיכה אחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש רחבנשא pipet להעביר למקום כליה לתוך צינור microcentrifuge. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כליות כעת ניתן לבצע עיבוד נוסף הר היסטולוגית או כל באתרו ביטוי במחקרים הגן מבוסס על מחקר הרצוי. </li></ol> 3. נציג התוצאות: השלבים ניתח באיור 1 מצביעים על הליך הנתיחה. כליה ניתן לזהות המבוססת על הצורה האופיינית שלו צבע, ומיקום אנטומי על הקיר הגבי של חלל הגוף של בעל החיים, כפי שמוצג באיור 2. לאחר דיסקציה של הר קבוע המדגם, כליה שלמה הכלאה באתרו ניתן להשתמש כדי למקם את הביטוי של הגן של עניין, כפי שמוצג באיור 3. <img src="/files/ftp_upload/2839/2839fig1.jpg" alt="איור 1"/> איור 1: נוהל המאפשר גישה ישירה לנתח את הכליה מבוגר דג הזברה. (A) הוא דג הזברה מורדמים גזור באופן הדרגתי (מסומן מספרים וחצים) לתת חוקר הגישה הקלה ביותר האיבר כליה מוחלטת. תמונות של חלל הבטן לפני (B) ואחרי (ג) להסיר את אברי הבטן. <img src="/files/ftp_upload/2839/2839fig2.jpg" alt="איור 2"/> איור 2:. ויזואליזציה של הכליה דג הזברה במדגם מבולבל בעקבות הסרת איברים בחלל הגוף, הכליות מופיע איבר יחיד, משוטח כי הוא חסיד אל הקיר הגבי הגוף דרך רקמות החיבור (א), ומאז schematized (ב) כדי להראות הצורה האנטומית שלו. <img src="/files/ftp_upload/2839/2839fig3.jpg" alt="איור 3"/> איור 3: הר שלמים באתרם הכלאות שבוצעו על האיבר מבוגר כל כליה. (א) cadherin17 תמלילי מזוהים ב אבובית של nephrons כליה למבוגרים, שהורחבה (א &#39;). (ב) תעתיקים mafba הם נקודתיים הפרוקסימלי תא נפרון סוגי בכליות מבוגר (להשוות אבובית כולו בלוח). (ב&#39; ) להציג מוגדל הביטוי mafba מגלה כי תמלילי מרוכזים במיוחד (P) של תאים podocyte הדם פילטר (glomerulus) ו אבובית מפותלת הפרוקסימלי (PCT).

<ol>
	<li>Stocum, D. L., Zupanc, G. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stretching+the+limits:+stem+cells+in+regeneration+science.">Stretching the limits: stem cells in regeneration science.</a> Dev. Dyn. 237, 3648-3671 (2008).</li><li>Lieschke, G. J., Currie, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+human+disease:+zebrafish+swim+into+view.">Animal models of human disease: zebrafish swim into view.</a> Nat. Rev. Genet. 8, 353-367 (2007).</li><li>Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullman, B., Schilling, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stages+of+embryonic+development+of+the+zebrafish.">Stages of embryonic development of the zebrafish.</a> Dev. Dyn. 203, 253-310 (1995).</li><li>Gupta, T., Mullins, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissection+of+organs+from+the+adult+zebrafish.">Dissection of organs from the adult zebrafish.</a> J Vis Exp. (37), (2010).</li><li>Mione, M. C., Trede, N. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+zebrafish+as+a+model+for+cancer.">The zebrafish as a model for cancer.</a> Dis. Model Mech. 3, 517-523 (2010).</li><li>Zon, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+biology+of+hematopoiesis.">Developmental biology of hematopoiesis.</a> Blood. 86, 2876-2891 (1995).</li><li>Davidson, A. J., Zon, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+'definitive'+(and+'primitive')+guide+to+zebrafish+hematopoiesis.">The 'definitive' (and 'primitive') guide to zebrafish hematopoiesis.</a> Oncogene. 23, 7233-7246 (2004).</li><li>Orkin, S. H., Zon, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hematopoiesis:+an+evolving+paradigm+for+stem+cell+biology.">Hematopoiesis: an evolving paradigm for stem cell biology.</a> Cell. 132, 631-644 (2008).</li><li>Reimschuessel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+fish+model+of+renal+regeneration+and+development.">A fish model of renal regeneration and development.</a> ILAR J. 42, 285-291 (2001).</li><li>Zhou, W., Boucher, R. C., Bollig, F., Englert, C., Hildebrandt, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+mesonephric+development+and+regeneration+using+transgenic+zebrafish.">Characterization of mesonephric development and regeneration using transgenic zebrafish.</a> Am. J. Physiol. Renal Physiol. 299, F1040-F1047 (2010).</li><li>Diep, C. Q., Ma, D., Holm, T., Naylor, R., Arora, N., Wingert, R., Bollig, F., Djordjevic, G., Lichman, B., Zhu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+adult+nephron+progenitors+capable+of+kidney+regeneration+in+zebrafish.">Identification of adult nephron progenitors capable of kidney regeneration in zebrafish.</a> Nature. 470, 95-100 (2011).</li><li>Traver, D., Paw, B. H., Poss, K. D., Penberthy, W. T., Lin, S., Zon, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transplantation+and+in+vivo+imaging+of+multilineage+engraftment+in+zebrafish+bloodless+mutants.">Transplantation and in vivo imaging of multilineage engraftment in zebrafish bloodless mutants.</a> Nat. Immunol. 4, 1238-1246 (2003).</li><li>Weber, G. J., Choe, S. E., Dooley, K. A., Paffett-Lugassy, N. N., Zhou, Y., Zon, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutant-specific+gene+programs+in+the+zebrafish.">Mutant-specific gene programs in the zebrafish.</a> Blood. 106, 521-530 (2005).</li><li>Sumanas, S., Jorniak, T., Lin, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+novel+vascular+endothelial-specific+genes+by+the+microarray+analysis+of+the+zebrafish+cloche+mutants.">Identification of novel vascular endothelial-specific genes by the microarray analysis of the zebrafish cloche mutants.</a> Blood. 106, 534-541 (2005).</li><li>Burns, C. E., Traver, D., Mayhall, E., Shepard, J. L., Zon, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hematopoietic+stem+cell+fate+is+established+by+the+Notch-Runx+pathway.">Hematopoietic stem cell fate is established by the Notch-Runx pathway.</a> Genes Dev. 19, 2331-2342 (2005).</li><li>Little, M. H., Bertram, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Is+there+such+a+thing+as+a+renal+stem+cell.">Is there such a thing as a renal stem cell.</a> J. Am. Soc. Nephrol. 20, 2112-2117 (2009).</li><li>Stachura, D. L., Reyes, J. R., Bartunek, P., Paw, B. H., Zon, L. I., Traver, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+kidney+stromal+cell+lines+support+multilineage+hematopoiesis.">Zebrafish kidney stromal cell lines support multilineage hematopoiesis.</a> Blood. 114, 279-289 (2009).</li><li>North, T. E., Goessling, W., Walkley, C. R., Lengerke, C., Kopani, K. R., Lord, A. M., Weber, G. J., Bowman, T. V., Jang, I. H., Grosser, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prostaglandin+E2+regulates+vertebrate+haematopoietic+stem+cell+homeostasis.">Prostaglandin E2 regulates vertebrate haematopoietic stem cell homeostasis.</a> Nature. 447, 1007-1011 (2007).</li><li>Wingert, R. A., Selleck, R., Yu, J., Song, H. D., Chen, Z., Song, A., Zhou, Y., Thisse, B., Thisse, C., McMahon, A. P., Davidson, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+cdx+genes+and+retinoic+acid+control+the+positioning+and+segmentation+of+the+zebrafish+pronephros.">The cdx genes and retinoic acid control the positioning and segmentation of the zebrafish pronephros.</a> PLoS Genet. 3, 1922-1938 (2007).</li><li>de Groh, E. D., Swanhart, L. M., Cosentino, C. C., Jackson, R. L., Dai, W., Kitchens, C. A., Day, B. W., Smithgall, T. E., Hukriede, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+histone+deacetylase+expands+the+renal+progenitor+cell+population.">Inhibition of histone deacetylase expands the renal progenitor cell population.</a> J. Am. Soc. Nephrol. 21, 794-802 (2010).</li></ol>

אין ניגודי אינטרסים הכריז.

בתאי גזע בוגרים הם מרכיבים דינמי חיוני לשמור על צורת גוף מבוגר 1. בתאי גזע בוגרים יכולים גם לשמש כדי לנטרל את הנזק כי שהתהוו הגוף במצבי מחלה, ואת תפקוד לקוי או חוסר בתאי גזע בוגרים יכולים להוביל לירידה בתפקוד איברים היה מעורב לנהוג ממאירות סרטן ולתרום ההזדקנות. בתאי גזע בוגרים תערוכת הסלולר מאפיינים המבדילים אותם סוגי תאים מובחנים. לאחר חלוקת התא, בתאי גזע בוגרים מסוגלים התחדשות עצמית ואת הייצור של ובתאים כי בתורו יכול להצמיח צאצאים הבדיל ברורים. יש עניין רב בהבנת המסלולים המווסתים את גורל התא החלטות העוצמה של בתאי גזע בוגרים בגלל התפקידים החשובים שלהם הומאוסטזיס רקמות 1. לדוגמה, מדענים רבים כיום מבקשים לזהות את האותות השונים לשמור על תא גזע בוגרים אוכלוסיות בנישה שלהם, או microenvironment המקצועית, ואיך זה נישה מושפע מגורמים הלחות. למבוגרים בתאי גזע hematopoietic (HSCs) הם תאים pluripotent כי הדלק והתחדשות מתמדת של כדוריות דם בבעלי חיים 8. Hematopoiesis הוא תהליך תוססת כי נמשכת ללא הרף במהלך חיי האורגניזם חוליות משום בוגרת הבדיל תא סוגי הדם הם קצרי חיים ולכן חייב להיות מתחדש באופן קבוע. כפי שהם מחלקים, HSCs לספק דרישה זו חיונית על ידי חידוש עצמית והפקת סדרה של אבות כי להצמיח erythroid, שושלות megakaryocyte, הלימפה ואת מיאלואידית. כל אחד מסוגי כדוריות הדם מבצעת פונקציות ייחודיות במחזור הדם, לרבות מתן חילוף הגזים ברקמות, דרך לאיטום פגיעות בכלי הדם באמצעות היווצרות קריש דם, או מנגנוני הגנה נגד פתוגנים הפולשים. בעוד HSCs הוכרו במשך שנים רבות, שפע של שאלות מרתקות נותרו ללא מענה על התאים האלה מדהים. מחקרים שנערכו לאחרונה זיהו subclasses של HSCs עם שונות לטווח ארוך עצמית חידוש נכסים, ואת הבהרה של רכיבים נישה אותות לווסת התנהגות HSC 8. דג הזברה הוא עכשיו בין אבני היסוד של פרדיגמות מחקר hematopoiesis, בהתבסס על תכונות גנטיות מולקולריות של מודל זה החי 8. מחקר ניצול דג הזברה הובילה לתובנות רומן על הביולוגיה HSC כי הם שמורים עם חוליות גבוהה כמו יונקים, תוך שימת דגש על הרלוונטיות ביו דם חקירות דגים 8. מבחינה היסטורית, הידע על HSCs סלל את הדרך עבור משלחות המבקשים לגלות אם אברי גוף אחרים מתוחזקים על ידי בתאי גזע בוגרים. רבים גזע בוגרים אוכלוסיות תאים מוערכים עתה להתקיים, הנעים על פני מבנים שונים מהמוח אל המעי, העור, שרירי השלד. המשך המאמצים בתחום בתאי גזע מבקשים לזהות כיצד בתאי גזע בוגרים אחרים גם סוגי תאים מובחנים יכול להציג עוצמה מוגברת במסגרות שונות. לגבי הכליות, חלה הוויכוח הגדול בין nephrologists, האם בתאי גזע כליה קיימים 16. ממצאים עצמאיים תיעדו אוכלוסיות של תאים כליות אצל יונקים שיש להם דרגות שונות של פוטנציאל ההתחדשות, אבל הבנה מלוכדת של דוחות אלה טרם הושג. מעניין לציין, כי יש ראיות חזקות כדי לתמוך ברעיון מיני דגים רבים בעלי תאים שיכולים וחסונה דלק התחדשות של nephrons פגום, כמו גם לצמוח nephrons חדש לחלוטין במהלך הבגרות 9. מחקר שנערך לאחרונה זיהה את סימני ההיכר המולקולרי של בתאי גזע בוגרים כליה דג הזברה 10,11, והדגימה את העוצמה העצמית חידוש אלה שנקרא גזע / ובתאים הכליה (RPCs) 11. מחקרים עתידיים נחוצים על מנת לבדוק אם התאים כליה מקביל נמצאים היונקים. עם זאת, החקירות נמשכו על מנגנוני תאית ומולקולרית המווסתים RPCs דגים עשויים לספק תובנות לגבי האופן שבו מעללי משובי עלול להיות מגורה בכליות יונקים. ברור כי הרבה נשאר להיות מובן על RPCs, וכי כלים רבים כעת לרשות החוקר דג הזברה יכול להיות מיושם כדי להתמודד עם השאלות האלה מסקרן. בפרוטוקול זה, אנו מתארים את השיטה שלנו לזיהוי דיסקציה אנטומית של הכליות דג הזברה מבוגר. צעדים חלופיים שניתן להשתמש בהם כדי לנתח את הכליה, כגון פתיחת חלל הבטן עם חתך הגחון באמצעות מספריים לנתיחה, אולם נתקלנו את ההצלחה הרבה ביותר בגישה כליה שלמה כאשר דופן הבטן הוא ניצח לפתוח את הראש מוסר. דם בכליות החוקרים כאחד המבקשים לבודד לעבוד עם סוגי תאים אלה יכולים להשתמש גם בשיטת לנתיחה. יצוין כי שיטת אנו מתארים עבור בידוד עובדg עם כליה הבוגרת דג הזברה הוא בהחלט לא רק מדענים שרוצים להמשיך שאלות בביולוגיה תא גזע בוגרים, כפי דיסקציה של איבר זה יכול להקל על מחקרים אלו חוקרים רודף חקירות בנושאים שונים, החל הפיזיולוגיה להזדקנות. יתר על כן, בשיטה זו ניתן בשילוב עם טכנולוגיות אחרות כגון transgenics, כדי מולקולרי תווית ולאחר מכן לטהר מחקר subpopulations דיסקרטית של כדוריות דם או כליה מן wildtype או מוטציה גנטית דג הזברה 11. במבט קדימה, כגון תהליכי טיהור מפורט של סוגי גזע אב התא חיונית צובר ידע על איך ההתנהגות שלהם מוסדר, כמו בדיקות מבצעיות כגון השתלה או culturing אבי מהווים את הבסיס שלפיו העוצמה ואת זהותם של תאים אלה מוגדר. ההתקדמות בשיטות תרבות hematopoietic אבי לפתוח אפיקים חדשים רבים למחקר, והוא עשוי להיות מותאם culturing של אוכלוסיות כליות 17. דג הזברה גנטיקה כימיים הצליחו זיהוי של מסלולים כי לווסת HSCs ואת אבות כליות בהקשרים שונים 18-20, ותמשיך להיות שימושי כדי לבחון השדרה בשילוב עם טכניקות הביולוגיה מעל התא. יחדיו, היו מספר תרומות פורץ אל השדות להמטולוגיה נפרולוגיה באמצעות מודל דג הזברה, והמשיך מחקר בתחומים אלה מבטיח תובנות להחזיק עוד טרנספורמטיבי בשנים הקרובות.

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><th> שם מגיב </th><th> חברה </th><th> מספר קטלוגי </th></tr><tr><td> Dissection מספריים </td><td> Roboz </td><td> RS-5882 </td></tr><tr><td> Dissection מלקחיים </td><td> Roboz </td><td> RS-5010 </td></tr><tr><td> Dissection מלקחיים זוויתי </td><td> Roboz </td><td> RS-5058 </td></tr><tr><td> Tricaine </td><td> סיגמא </td><td> E10521 </td></tr><tr><td> Paraformaldehyde </td><td> מיקרוסקופית אלקטרונים שירותים </td><td> 19210 </td></tr></tbody></table>

dissection of the adult zebrafish kidney

חוקרים העוסקים בתחום המתפתח של הביולוגיה גזע בוגרים תא מבקשים להבין את האותות המווסתים את ההתנהגות והתפקוד של בתאי גזע במהלך הומאוסטזיס תקין מדינות המחלה. ההבנה של בתאי גזע בוגרים יש השלכות רחבות לכת לעתידה של רפואה רגנרטיבית 1. כך, למשל, ידע טוב יותר על הביולוגיה תא גזע בוגרים יכולים להקל את העיצוב של אסטרטגיות טיפוליות שבה איברים מופעלות לרפא את עצמם או אפילו יצירה של שיטות גידול איברים במבחנה כי ניתן להשתיל לבני אדם 1. דג הזברה הפכה מודל בבעלי חיים רב עוצמה עבור המחקר של ביולוגיה של התא 2 חוליות. יש כבר תיעוד וניתוח מקיף של ההתפתחות העוברית של דג הזברה 3. רק לאחרונה המדענים ביקשו מסמך האנטומיה למבוגרים טכניקות כירורגיות לנתיחה 4, כמו חלה התנועה מתקדמת בתוך הקהילה דג הזברה להרחיב את היישומים של האורגניזם זה מחקר ללימודי מבוגרים. לדוגמה, יש להרחיב את האינטרסים באמצעות דג הזברה כדי לחקור את הביולוגיה של אוכלוסיות תאים גזע בוגרים ולהפוך מודלים בוגר ומתוחכם של מחלות כגון סרטן 5. מבחינה היסטורית, בידוד של הכליה מבוגר דג הזברה כבר סייעה לחקר hematopoiesis, כמו הכליות הוא המיקום האנטומי של ייצור הדם תא דגים 6,7. כליה מורכבת יחידות נפרון פונקציונלי למצוא הסדרים arborized, מוקף ברקמת hematopoietic כי הוא מפוזר ברחבי החללים שביניהם. המרכיב hematopoietic מורכב בתאי גזע hematopoietic (HSCs) וצאצאיהם המאכלסים את הכליה עד סופני להבדיל 8. בנוסף, הוא מעריך כעת כי קבוצה של גזע / ובתאים הכליה (RPCs) מאכלסים גם את האיבר כליות דג הזברה ולאפשר גם התחדשות וצמיחה כליות, כמו שנצפה מיני דגים אחרים 9-11. לאור הגילוי החדש הזה, את הכליה דג הזברה הוא אחד האיברים כי הבתים המיקום של שתי הזדמנויות למבוגר תא גזע לימודי הביולוגיה. ברור כי שאלות מצטיינים רבים יכול להיות מוגש גם עם מערכת זו ניסיוני. כדי לעודד הרחבה של תחום זה, זה מועיל מסמך מפורט של שיטות הדמיה ואז לבודד את איבר מבוגר כליה דג הזברה. פרוטוקול זה מפרט הנוהל שלנו לנתיחה של הכליה מבוגר מחיות הן מבולבל וקבוע. Dissection של האיבר כליות יכול לשמש כדי לבודד ולאפיין בתאי גזע hematopoietic ו כליות וצאצאיהם באמצעות טכניקות כגון הוקמה היסטולוגיה, תא הקרינה מיון מופעל (FACS) 11,12, פרופיל ביטוי 13,14, 11,15 ו השתלה. אנו מקווים כי הפצת פרוטוקול זה יספק לחוקרים את הידע כדי ליישם שימוש רחב יותר של מחקרים דג הזברה שבסופו של דבר ניתן לתרגם עבור יישום האדם.

Watch this Scientific Journal Video about Dissection of the Adult Zebrafish Kidney at JoVE.com

Dissection of the Adult Zebrafish Kidney

כליות דג הזברה הוא ביתם של שני גזע / ובתאים כליות hematopoietic מבוגרים, מהווה הזדמנות מעולה ללמוד סוגי תאים אלה וצאצאיהם באורגניזם מודל החולייתנים. הנה, אנחנו מדגימים הליך לנתיחה מפורט המאפשר חוקר לזהות בניתוח להסרת הכליה דג הזברה למבוגרים, אשר יכול לשמש עבור יישומים כגון בידוד התא, השתלה, ומחקרים ביטוי וכליות / או אוכלוסיות תאים דם.

Dissection של הכליה דג הזברה למבוגרים

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem ...

Research

JoVE Journal

Biology

36.4K Views.  University of Notre Dame. כליות דג הזברה הוא ביתם של שני גזע / ובתאים כליות hematopoietic מבוגרים, מהווה הזדמנות מעולה ללמוד סוגי תאים אלה וצאצאיהם באורגניזם מודל החולייתנים. הנה, אנחנו מדגימים הליך לנתיחה מפורט המאפשר חוקר לזהות בניתוח להסרת הכליה דג הזברה למבוגרים, אשר יכול לשמש עבור יישומים ...

Video: Dissection of the Adult Zebrafish Kidney

Transplantation of Whole Kidney Marrow in Adult Zebrafish

Hematopoietic stem cells (HSC) are a rare population of pluripotent cells that maintain all the differentiated blood lineages throughout the life of an organism. The functional definition of a HSC is a transplanted cell that has the ability to reconstitute all the blood lineages of an irradiated recipient long term. This designation was established by decades of seminal work in mammalian systems. Using hematopoietic cell transplantation (HCT) and reverse genetic manipulations in the mouse, the underlying regulatory factors of HSC biology are beginning to be unveiled, but are still largely under-explored. Recently, the zebrafish has emerged as a powerful genetic model to study vertebrate hematopoiesis. Establishing HCT in zebrafish will allow scientists to utilize the large-scale genetic and chemical screening methodologies available in zebrafish to reveal novel mechanisms underlying HSC regulation. In this article, we demonstrate a method to perform HCT in adult zebrafish. We show the dissection and preparation of zebrafish whole kidney marrow, the site of adult hematopoiesis in the zebrafish, and the introduction of these donor cells into the circulation of irradiated recipient fish via intracardiac injection. Additionally, we describe the post-transplant care of fish in an "ICU" to increase their long-term health. In general, gentle care of the fish before, during, and after the transplant is critical to increase the number of fish that will survive more than one month following the procedure, which is essential for assessment of long term (&lt;3 month) engraftment. The experimental data used to establish this protocol will be published elsewhere. The establishment of this protocol will allow for the merger of large-scale zebrafish genetics and transplant biology.

In this article, we demonstrate a method to perform HCT in adult zebrafish.

השתלה של מח כליות שלמים דג הזברה למבוגרים

Hematopoietic stem cells (HSC) are a rare population of pluripotent cells that maintain all the differentiated blood lineages throughout the life of an ...

Gross and Fine Dissection of Inner Ear Sensory Epithelia in Adult Zebrafish (Danio rerio)

Neurosensory epithelia in the inner ear are the crucial structures for hearing and balance functions. Therefore, it is important to understand the cellular and molecular features of the epithelia, which are mainly composed of two types of cells: hair cells (HCs) and supporting cells (SCs). Here we choose to study the inner ear sensory epithelia in adult zebrafish not only because the epithelial structures are highly conserved in all vertebrates studied, but also because the adult zebrafish is able to regenerate HCs, an ability that mammals lose shortly after birth. We use the inner ear of adult zebrafish as a model system to study the mechanisms of inner ear HC regeneration in adult vertebrates that could be helpful for clinical therapy of hearing/balance deficits in human as a result of HC loss.
Here we demonstrate how to do gross and fine dissections of inner ear sensory epithelia in adult zebrafish. The gross dissection removes the tissues surrounding the inner ear and is helpful for preparing tissue sections, which allows us to examine the detailed structure of the sensory epithelia. The fine dissection cleans up the non-sensory-epithelial tissues of each individual epithelium and enables us to examine the heterogeneity of the whole epithelium easily in whole-mount epithelial samples.

Gross and Fine Dissection of Inner Ear Sensory Epithelia in Adult Zebrafish Danio rerio

The inner ear sensory epithelium of adult zebrafish is a good model system for understanding the mechanisms of hair cell regeneration in adult vertebrates. This protocol demonstrates the fine dissection of the epithelia, through which we can get tissue samples for studying the regenerative events at cellular and subcellular levels.

Dissection גרוס פיין epithelia של האוזן הפנימית חושית למבוגרים דג הזברה ( Danio rerio)

Neurosensory epithelia in the inner ear are the crucial structures for hearing and balance functions. Therefore, it is important to understand the ...

Dissection of Organs from the Adult Zebrafish

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental analysis of the embryo and larva is extensive and the morphology has been well documented, descriptions of adult zebrafish anatomy and studies of development of the adult structures and organs, together with techniques for working with adults are lacking. The organs of the larva undergo significant changes in their overall structure, morphology, and anatomical location during the larval to adult transition.  Externally, the transparent larva develops its characteristic adult striped pigment pattern and paired pelvic fins, while internally, the organs undergo massive growth and remodeling.  In addition, the bipotential gonad primordium develops into either testis or ovary.  This protocol identifies many of the organs of the adult and demonstrates methods for dissection of the brain, gonads, gastrointestinal system, heart, and kidney of the adult zebrafish. The dissected organs can be used for in situ hybridization, immunohistochemistry, histology, RNA extraction, protein analysis, and other molecular techniques.  This protocol will assist in the broadening of studies in the zebrafish to include the remodeling of larval organs, the morphogenesis of organs specific to the adult and other investigations of the adult organ systems.

This protocol describes a procedure for identifying and dissecting organs from the adult zebrafish.

Dissection של איברים מן דג הזברה למבוגרים

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental ...

Intraperitoneal Injection into Adult Zebrafish

A convenient method for chemically treating zebrafish is to introduce the reagent into the tank water, where it will be taken up by the fish. However, this method makes it difficult to know how much reagent is absorbed or taken up per fish. Some experimental questions, particularly those related to metabolic studies, may be better addressed by delivering a defined quantity to each fish, based on weight. Here we present a method for intraperitoneal (IP) injection into adult zebrafish. Injection is into the abdominal cavity, posterior to the pelvic girdle. This procedure is adapted from veterinary methods used for larger fish. It is safe, as we have observed zero mortality. Additionally, we have seen bleeding at the injection site in only 5 out of 127 injections, and in each of those cases the bleeding was brief, lasting several seconds, and the quantity of blood lost was small. Success with this procedure requires gentle handling of the fish through several steps including fasting, weighing, anesthetizing, injection, and recovery. Precautions are required to minimize stress throughout the procedure. Our precautions include using a small injection volume and a 35G needle. We use Cortland salt solution as the vehicle, which is osmotically balanced for freshwater fish. Aeration of the gills is maintained during the injection procedure by first bringing the fish into a surgical plane of anesthesia, which allows slow operculum movements, and second, by holding the fish in a trough within a water-saturated sponge during the injection itself. We demonstrate the utility of IP injection by injecting glucose and monitoring the rise in blood glucose level and its subsequent return to normal. As stress is known to increase blood glucose in teleost fish, we compare blood glucose levels in vehicle-injected and non-injected adults and show that the procedure does not cause a significant rise in blood glucose.

We demonstrate intraperitoneal injection into adult zebrafish. We use a 10 &mu;l NanoFil microsyringe controlled by a Micro4 controller and UltraMicroPump III. This demonstration includes the use of cold water as an anesthetic.

הזרקה לתוך intraperitoneal דג הזברה למבוגרים

A convenient method for chemically treating zebrafish is to introduce the reagent into the tank water, where it will be taken up by the fish. However, ...

Transplantation of Cells Directly into the Kidney of Adult Zebrafish

Regenerative medicine based on the transplantation of stem or progenitor cells into damaged tissues has the potential to treat a wide range of chronic diseases1. However, most organs are not easily accessible, necessitating the need to develop surgical methods to gain access to these structures. In this video article, we describe a method for transplanting cells directly into the kidney of adult zebrafish, a popular model to study regeneration and disease2. Recipient fish are pre-conditioned by irradiation to suppress the immune rejection of the injected cells3. We demonstrate how the head kidney can be exposed by a lateral incision in the flank of the fish, followed by the injection of cells directly in to the organ. Using fluorescently labeled whole kidney marrow cells comprising a mixed population of renal and hematopoietic precursors, we show that nephron progenitors can engraft and differentiate into new renal tissue - the gold standard of any cell-based regenerative therapy. This technique can be adapted to deliver purified stem or progenitor cells and/or small molecules to the kidney as well as other internal organs and further enhances the zebrafish as a versatile model to study regenerative medicine.

Cell transplantation is an essential technique for studying tissue regeneration and for developing cell-based therapies of disease. We demonstrate here a microsurgical technique that permits the transplantation of genetically labeled cells directly into the kidney of adult zebrafish fish.

השתלה של תאים ישירות לתוך הכליה של דג הזברה למבוגרים

Regenerative medicine based on the transplantation of stem or progenitor cells into damaged tissues has the potential to treat a wide range of chronic ...

Heart Dissection in Larval, Juvenile and Adult Zebrafish, Danio rerio

Zebrafish have become a beneficial and practical model organism for the study of embryonic heart development (see recent reviews1-6), however, work examining post-embryonic through adult cardiac development has been limited7-10. Examining the changing morphology of the maturing and aging heart are restricted by the lack of techniques available for staging and isolating juvenile and adult hearts. In order to analyze heart development over the fish's lifespan, we dissect zebrafish hearts at numerous stages and photograph them for further analysis11. The morphological features of the heart can easily be quantified and individual hearts can be further analyzed by a host of standard methods. Zebrafish grow at variable rates and maturation correlates better with fish size than age, thus, post-fixation, we photograph and measure fish length as a gauge of fish maturation. This protocol explains two distinct, size dependent dissection techniques for zebrafish, ranging from larvae 3.5mm standard length (SL) with hearts of 100&mu;m ventricle length (VL), to adults, with SL of 30mm and VL 1mm or larger. Larval and adult fish have quite distinct body and organ morphology. Larvae are not only significantly smaller, they have less pigment and each organ is visually very difficult to identify. For this reason, we use distinct dissection techniques.
We used pre-dissection fixation procedures, as we discovered that hearts dissected directly after euthanization have a more variable morphology, with very loose and balloon like atria compared with hearts removed following fixation. The fish fixed prior to dissection, retain in vivo morphology and chamber position (data not shown). In addition, for demonstration purposes, we take advantage of the heart (myocardial) specific GFP transgenic Tg(myl7:GFP)twu34 (12), which allows us to visualize the entire heart and is particularly useful at early stages in development when the cardiac morphology is less distinct from surrounding tissues. Dissection of the heart makes further analysis of the cell and molecular biology underlying heart development and maturation using in situ hybridization, immunohistochemistry, RNA extraction or other analytical methods easier in post-embryonic zebrafish. This protocol will provide a valuable technique for the study of cardiac development maturation and aging.

Heart Dissection in Larval, Juvenile and Adult Zebrafish, Danio rerio

A clear, standardized method for dissection and isolation of the zebrafish heart at multiple developmental stages are described. Annotation and quantification techniques are also discussed.

הלב Dissection ב הזחל, דג הזברה לנוער ו למבוגרים, Danio rerio</em

Zebrafish have become a beneficial and practical model organism for the study of embryonic heart development (see recent reviews1-6), however, work ...

In vivo Electroporation of Morpholinos into the Adult Zebrafish Retina

Many devastating inherited eye diseases result in progressive and irreversible blindness because humans cannot regenerate dying or diseased retinal neurons. In contrast, the adult zebrafish retina possesses the robust ability to spontaneously regenerate any neuronal class that is lost in a variety of different retinal damage models, including retinal puncture, chemical ablation, concentrated high temperature, and intense light treatment 1-8. Our lab extensively characterized regeneration of photoreceptors following constant intense light treatment and inner retinal neurons after intravitreal ouabain injection 2, 5, 9. In all cases, resident M&uuml;ller glia re-enter the cell cycle to produce neuronal progenitors, which continue to proliferate and migrate to the proper retinal layer, where they differentiate into the deficient neurons. 
	We characterized five different stages during regeneration of the light-damaged retina that were highlighted by specific cellular responses. We identified several differentially expressed genes at each stage of retinal regeneration by mRNA microarray analysis 10. Many of these genes are also critical for ocular development. To test the role of each candidate gene/protein during retinal regeneration, we needed to develop a method to conditionally limit the expression of a candidate protein only at times during regeneration of the adult retina. 
	Morpholino oligos are widely used to study loss of function of specific proteins during the development of zebrafish, Xenopus, chick, mouse, and tumors in human xenografts 11-14. These modified oligos basepair with complementary RNA sequence to either block the splicing or translation of the target RNA. Morpholinos are stable in the cell and can eliminate or "knockdown" protein expression for three to five days 12. 
	Here, we describe a method to efficiently knockdown target protein expression in the adult zebrafish retina. This method employs lissamine-tagged antisense morpholinos that are injected into the vitreous of the adult zebrafish eye. Using electrode forceps, the morpholino is then electroporated into all the cell types of the dorsal and central retina. Lissamine provides the charge on the morpholino for electroporation and can be visualized to assess the presence of the morpholino in the retinal cells. 
	Conditional knockdown in the retina can be used to examine the role of specific proteins at different times during regeneration. Additionally, this approach can be used to study the role of specific proteins in the undamaged retina, in such processes as visual transduction and visual processing in second order neurons.

In vivo Electroporation of Morpholinos into the Adult Zebrafish Retina

A method to conditionally knockdown a target protein&#x2019;s expression in the adult zebrafish retina is described, which involves intravitreally injecting antisense morpholinos and electroporating them into the retina. The resulting protein is knocked down for several days, which allows testing the protein&#x2019;s role in the regenerating or intact retina.

ב electroporation vivo של Morpholinos לתוך הרשתית דג הזברה למבוגרים

Many devastating inherited eye diseases result in progressive and irreversible blindness because humans cannot regenerate dying or diseased retinal ...

In vivo Electroporation of Morpholinos into the Regenerating Adult Zebrafish Tail Fin

Certain species of urodeles and teleost fish can regenerate their tissues. Zebrafish have become a widely used model to study the spontaneous regeneration of adult tissues, such as the heart1, retina2, spinal cord3, optic nerve4, sensory hair cells5, and fins6.
The zebrafish fin is a relatively simple appendage that is easily manipulated to study multiple stages in epimorphic regeneration. Classically, fin regeneration was characterized by three distinct stages: wound healing, blastema formation, and fin outgrowth. After amputating part of the fin, the surrounding epithelium proliferates and migrates over the wound. At 33 &deg;C, this process occurs within six hours post-amputation (hpa, Figure 1B)6,7. Next, underlying cells from different lineages (ex. bone, blood, glia, fibroblast) re-enter the cell cycle to form a proliferative blastema, while the overlying epidermis continues to proliferate (Figure 1D)8. Outgrowth occurs as cells proximal to the blastema re-differentiate into their respective lineages to form new tissue (Figure 1E)8. Depending on the level of the amputation, full regeneration is completed in a week to a month.
The expression of a large number of gene families, including wnt, hox, fgf, msx, retinoic acid, shh, notch, bmp, and activin-betaA genes, is up-regulated during specific stages of fin regeneration9-16. However, the roles of these genes and their encoded proteins during regeneration have been difficult to assess, unless a specific inhibitor for the protein exists13, a temperature-sensitive mutant exists or a transgenic animal (either overexpressing the wild-type protein or a dominant-negative protein) was generated7,12. We developed a reverse genetic technique to quickly and easily test the function of any gene during fin regeneration.
Morpholino oligonucleotides are widely used to study loss of specific proteins during zebrafish, Xenopus, chick, and mouse development17-19. Morpholinos basepair with a complementary RNA sequence to either block pre-mRNA splicing or mRNA translation. We describe a method to efficiently introduce fluorescein-tagged antisense morpholinos into regenerating zebrafish fins to knockdown expression of the target protein. The morpholino is micro-injected into each blastema of the regenerating zebrafish tail fin and electroporated into the surrounding cells. Fluorescein provides the charge to electroporate the morpholino and to visualize the morpholino in the fin tissue.
This protocol permits conditional protein knockdown to examine the role of specific proteins during regenerative fin outgrowth. In the Discussion, we describe how this approach can be adapted to study the role of specific proteins during wound healing or blastema formation, as well as a potential marker of cell migration during blastema formation.

In vivo Electroporation of Morpholinos into the Regenerating Adult Zebrafish Tail Fin

We describe a method to conditionally knockdown the expression of a target protein during adult zebrafish fin regeneration. This technique involves micro-injecting and electroporating antisense oligonucleotide morpholinos into fin tissue, which allows testing the protein&#x2019;s role in various stages of fin regeneration, including wound healing, blastema formation, and regenerative outgrowth.

ב electroporation vivo של Morpholinos לתוך למבוגרים התחדשות זנב סנפיר דג הזברה

Certain species of urodeles and teleost fish can regenerate their tissues. Zebrafish have become a widely used model to study the spontaneous regeneration ...

Gavaging Adult Zebrafish

The zebrafish has become an important in vivo model in biomedical research. Effective methods must be developed and utilized to deliver compounds or agents in solutions for scientific research. Current methods for administering compounds orally to adult zebrafish are inaccurate due to variability in voluntary consumption by the fish. A gavage procedure was developed to deliver precise quantities of infectious agents to zebrafish for study in biomedical research. Adult zebrafish over 6 months of age were anesthetized with 150 mg/L of buffered MS-222 and gavaged with 5 &mu;l of solution using flexible catheter implantation tubing attached to a cut 22-G needle tip. The flexible tubing was lowered into the oral cavity of the zebrafish until the tip of the tubing extended past the gills (approximately 1 cm). The solution was then injected slowly into the intestinal tract. This method was effective 88% of the time, with fish recovering uneventfully. This procedure is also efficient as one person can gavage 20-30 fish in one hour. This method can be used to precisely administer agents for infectious diseases studies, or studies of other compounds in adult zebrafish.

The increasing use of zebrafish as an animal model requires the development of effective methods for the delivery of known quantities of compounds and solutions. The gavage procedure described below allows for the oral delivery of precise volumes of solution reliably, safely and efficiently to adult zebrafish.

Gavaging דג הזברה למבוגר

The zebrafish has become an important in vivo model in biomedical research. Effective methods must be developed and utilized to deliver compounds or ...

Analysis of Nephron Composition and Function in the Adult Zebrafish Kidney

The zebrafish model has emerged as a relevant system to study kidney development, regeneration and disease. Both the embryonic and adult zebrafish kidneys are composed of functional units known as nephrons, which are highly conserved with other vertebrates, including mammals. Research in zebrafish has recently demonstrated that two distinctive phenomena transpire after adult nephrons incur damage: first, there is robust regeneration within existing nephrons that replaces the destroyed tubule epithelial cells; second, entirely new nephrons are produced from renal progenitors in a process known as neonephrogenesis. In contrast, humans and other mammals seem to have only a limited ability for nephron epithelial regeneration. To date, the mechanisms responsible for these kidney regeneration phenomena remain poorly understood. Since adult zebrafish kidneys undergo both nephron epithelial regeneration and neonephrogenesis, they provide an outstanding experimental paradigm to study these events. Further, there is a wide range of genetic and pharmacological tools available in the zebrafish model that can be used to delineate the cellular and molecular mechanisms that regulate renal regeneration. One essential aspect of such research is the evaluation of nephron structure and function. This protocol describes a set of labeling techniques that can be used to gauge renal composition and test nephron functionality in the adult zebrafish kidney. Thus, these methods are widely applicable to the future phenotypic characterization of adult zebrafish kidney injury paradigms, which include but are not limited to, nephrotoxicant exposure regimes or genetic methods of targeted cell death such as the nitroreductase mediated cell ablation technique. Further, these methods could be used to study genetic perturbations in adult kidney formation and could also be applied to assess renal status during chronic disease modeling.

The zebrafish adult kidney is an excellent system for renal regeneration and disease studies. An essential aspect of such research is the assessment of nephron structure and function. This protocol describes several methodologies that can be implemented to assess nephron tubule composition and to evaluate renal reabsorption.

ניתוח של הרכב נפרון ותפקוד בכליות דג הזברה למבוגר

The zebrafish model has emerged as a relevant system to study kidney development, regeneration and disease. Both the embryonic and adult zebrafish kidneys ...