Il lavoro è stato supportato da una sovvenzione leucemia UK ETB e MJA.

I campioni di sangue sono stati ottenuti da soggetti normali (NS) (n = 12) così come i pazienti con linfoma della zona marginale (MZL) (n = 7) e altri tipi di linfoma non-Hodgkin della B-cellula (BNHL) (FL 6 pazienti, 2 pazienti affetti da linfoma lymphoplasmacytic e della B-cellula di qualità inferiore 1 linfoma non-Hodgkin non altrimenti specificato paziente). I pazienti sono stati reclutati dalle cliniche di Ematologia presso Leicester Royal Infirmary, dopo aver dato informato, consenso scritto, con approvazione etica in luogo per tutti gli studi. Approvazione etica è stata ottenuta da Leicestershire, Northamptonshire e Rutland ricerca etica Comitato 1, riferimento 06/Q2501/122 per campioni dei pazienti e l'autorità di ricerca di integrità (integrità) NRES Comitato East Midlands-Derby, riferimento 14/EM/1176 per soggetti normali.
1. isolamento di CD4+ T-cellule da sangue intero periferico
<ol><li>Prendere fresco sangue periferico (2 a 15 mL) in provette EDTA di K2di venipuntura standard e processo appena possibile per mantenere la massima redditività. Nota: Utilizzare dispositivi di protezione individuale a standard di laboratorio (cappotto, guanti, occhiali) e svolgere il lavoro in una classe II biosicurezza Cabinet.</li>
	<li>Portare il sangue e tutti i reagenti necessari (CD4+ arricchimento cocktail, 2% fetale bovino siero/tamponato fosfato salino (FBS/PBS), media di gradienti di densità e congelamento medio se cryopreserving cellule) a temperatura ambiente.</li>
	<li>Mescolare il sangue con un commercialmente disponibile cocktail di anticorpi per l'arricchimento di CD4 umana+ le cellule di T. Utilizzare 50 µ l del reagente per ogni 1 mL di sangue. Utilizzare un tubo conico in polipropilene di 50 mL per 5 a 15 mL di sangue. Nota: Se si utilizza 2-4 mL di sangue, è possibile eseguire questo passaggio in un tubo conico in polipropilene di 14 mL.</li>
	<li>Incubare la miscela a temperatura ambiente per 20 min.</li>
	<li>Stemperate il composto con un volume uguale di 2% FBS/PBS</li>
	<li>
Strato di questa miscela diluita in cima i media di gradienti di densità lentamente per evitare di disturbare l'interfaccia e procedere alla centrifugazione immediatamente per evitare la diffusione del sangue nel mezzo del gradiente di densità.
	<ol>
<li>Per 2 o 3 mL di sangue, usare 3 mL di terreno di gradienti di densità in un tubo conico in polipropilene di 14 mL, ma per 4 mL di sangue, usare 4 mL di terreno di gradienti di densità in un tubo conico in polipropilene di 14 mL e per 5-15 mL di sangue , utilizzare 15 mL di terreno di gradienti di densità in un tubo in polipropilene coniche da 50 mL.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Centrifugare la miscela stratificata per 20 min a 1.200 x g con il freno fuori a 20 ° C. Nota: Una temperatura sotto ambientale può provocare una contaminazione con globuli rossi e granulociti. Una velocità più bassa causerà il CD4+ riuscire a processo di isolamento. Lasciando la pausa impegnata diminuirà il rendimento delle celle. Utilizzare una centrifuga superiore di panca con rotori che possono essere chiusi per evitare aerosol.</li>
	<li>Rimuovere il CD4 arricchito+ strato delle cellule dall'interfaccia utilizzando una pipetta Pasteur. Nota: Lo strato delle cellule arricchito sarà simile standard "buffy coat" delle cellule nuvolosa bianche, ma come solo CD4+ sono presenti cellule, questo naturalmente sarà più piccolo e più difficile da vedere.</li>
	<li>Aggiungere 2% FBS/PBS per il CD4+ cellule fino ad un volume totale di 10 mL e poi lavare due volte con 2% FBS/PBS mediante centrifugazione per 10 min a 400 x g durante ogni lavaggio.</li>
	<li>Risospendere il pellet in 2% FBS/PBS e contare le cellule hanno macchiato con un colorante vitale (blu di trypan) per determinare i numeri di cellulare e la vitalità.</li>
	<li>Passaggio facoltativo: risospendere 5x105 a 1 x 106 cellule nelle medie (10% dimetilsolfossido in FBS) in aliquote di 1ml di congelamento. Nota: I livelli di alcuni marcatori di superficie possono essere modificati da cryo-conservazione e scongelamento. È, quindi, molto importante che tutti i campioni vengono elaborati costantemente. Al fine di ridurre al minimo le differenze nelle variabili di analisi, i campioni erano crioconservazione e raggruppati per analisi in questo studio.</li>
</ol>2. flusso Cytometry
<ol><li>Scongelare il CD4 crioconservati+ cellule rapidamente in un bagno di acqua a 37 ° C e lavare una volta in mezzo pre-riscaldato (RPMI 1640 + L-Glutammina completati con 10% FBS e 1x penicillina-streptomicina).</li>
	<li>Aggiungere le celle a 9 mL di medium, centrifugare per 5 min a 400 x g e rimuovere il surnatante.</li>
	<li>Risospendere le cellule in 1% di albumina di siero bovino (BSA) in PBS (50 µ l) affinché ciascuna condizione da testare utilizza tra 5 x 105 e 1 x 106 cellule.</li>
	<li>Mescolare le cellule con colorazione Buffer (50 µ l). Nota: Brillante macchia Buffer impedisce vari manufatti di macchiatura che potrebbero interferire con l'analisi dei dati, quando due o più macchie di BV o BUV vengono utilizzate contemporaneamente a causa delle proprietà chimiche intrinseche di questi coloranti. In condizioni non macchiate o singole, può essere sostituito con il 50 µ l di tampone di macchia brillante 50 µ l di 1% BSA/PBS.</li>
	<li>Aggiungere gli anticorpi alle cellule (come per la colonna "volume utilizzato" nella tabella 1) e incubare in ghiaccio al buio per 30 min.</li>
	<li>Lavare le cellule due volte in 1% BSA/PBS mediante centrifugazione per 3 min a 600 x g durante ogni lavaggio.</li>
	<li>Risospendere in 1% BSA/PBS (400 µ l) e trasferirlo in una provetta di acquisizione di citometria a flusso.</li>
	<li>Vortice le cellule delicatamente prima di acquisire dati su un citometro a flusso:</li>
</ol>3. set-up e controlli di Cytometry di flusso
<ol><li>Utilizzando un campione senza macchia, impostare fotodiodo tensioni in modo che i linfociti possono essere separati da detriti evidenti e le cellule morte (eventi con high-side scatter (SSC) e bassa dispersione avanti (FSC) area)16. Utilizzando campioni singoli macchiati, impostare fotomoltiplicatore tensioni (PMT) affinché fluorescenza positiva può essere discernuto dalla fluorescenza di fondo mentre assicurandosi che tutti gli eventi rientrano la scala rilevabile. Nota: Un miglioramento sarebbe per tracciare CV contro tensione PMT per ogni PMT usando i branelli scarsamente fluorescente per trovare la tensione minima per risoluzione ottimale (il metodo "Peak 2"19).</li>
	<li>Account per sovrapposizione spettrale generando una matrice di incremento retributivo usando le macchie singole con perline di cattura. Aggiungere compensazione commercialmente disponibili (60 µ l) e perline di controllo negativo (60 µ l) all'1% BSA/PBS (100 µ l) e vortice. Nota: Le perle di acquisizione utilizzate devono corrispondere la specie ospite e IgG isotipo dell'anticorpo utilizzato. La matrice di compensazione dovrebbe essere ricalcolata se il numero di lotto del qualsiasi tandem coloranti modifiche, come possono visualizzare una notevole variabilità nei loro spettri di emissione tra i lotti.</li>
	<li>Aggiungere un singolo anticorpo (20 µ l) e vortex.</li>
	<li>Incubare a temperatura ambiente al buio per 30 min.</li>
	<li>Centrifugare a 200 x g per 10 min e scartare il surnatante.</li>
	<li>Risospendere in 1%BSA/PBS (500 µ l) e mescolare nel vortex.</li>
	<li>Acquisire il campione con un citometro a flusso utilizzando il generatore di matrice compensazione designato nel software acquisizione secondo le istruzioni del produttore.</li>
	<li>Utilizzare i controlli FMO per indirizzare il posizionamento dei cancelli per fluorescenza marcatore positivo tenere conto per fuoriuscita di tintura sopra, che è la principale fonte di fluorescenza di fondo negli esperimenti utilizzando ≥ 4 colori16. Segui la colorazione di superficie cellulare generale protocollo come descritto nel passaggio 3, ma per ogni condizione, omettere uno dei fluorophores dalla fase di colorazione (dove CD45RA è omesso, anche omettere la macchia vive/morte). Acquisire i 100.000 linfociti per ogni condizione.</li>
	<li>Impostare la positività di cancello a ≤ 0,5% delle cellule. Vedere la Figura 2 per un esempio illustrato di FMO controlli.</li>
</ol>4. analisi dei dati
<ol><li>Impiegare acquisizione software del citometro a flusso per impostare una soglia di 5.000 unità sul parametro FSC per escludere molto piccoli detriti.</li>
	<li>Utilizzare un cancello di arresto per acquisire 10.000 cellule cTfh (CD4+ CD45RA– CXCR5+). Nota: Il singolo utente può raccogliere più di 10.000 cellule. Questo numero è stato un compromesso tra la raccolta abbastanza cellule per fornire risultati significativi e il tempo impiegato per la raccolta.</li>
	<li>Utilizzando un'Area di FSC / SSC-Area dot trama, disegnare un ellisse o poligono cancello per selezionare la popolazione dei linfociti, pur escludendo i detriti e cellule apertamente morto (eventi con SSC-zona alta e bassa FSC-Area).</li>
	<li>Utilizzando un'Area di FSC / gate trama di FSC-larghezza punto, disegnare un poligono per selezionare singole cellule escludendo doppietti (doppietti hanno un'area maggiore ma larghezza simile a cellule singole).</li>
	<li>Utilizzando un'Area di FSC / CD45RA e attuabilità marcatore dot plot, disegnare un cancello rettangolare per selezionare dal vivo, CD45RA– (cellule con una bassa fluorescenza per questo marcatore).</li>
	<li>Utilizzando un'Area di FSC / CD4 dot plot, disegnare un cancello rettangolare per selezionare CD4+ cellule (cellule con un alta fluorescenza per questo marcatore).</li>
	<li>Utilizzando un CD4 / CXCR5 dot plot, disegnare un cancello rettangolare per selezionare CXCR5+ (cioè cTfh) cellule (cellule con un alta fluorescenza per questo marcatore).</li>
	<li>Utilizzando un CXCR3 / trama CCR6 dot, posto un quad gate di suddividere le cellule cTfh in cTfh1, 2 e 17 cellule (cellule che sono ad alta e bassa per ogni indicatore). Nota: Cellule con il fenotipo CD4+ CXCR5+ CXCR3+ CCR6+ sono poco caratterizzato. Ci riferiamo a queste cellule come cTfh1/1718 perché cellule T helper convenzionale (CD4+ CXCR5–) che stanno passando tra Th17 e Th1 Visualizza espressione di CXCR3 e CCR6 e sono stati descritti come cTfh119.</li>
	<li>Utilizzare un istogramma di PD-1, utilizzare lo strumento intervallo per suddividere le cellule cTfh (o se preferite, il cTfh1 individuali, sottoinsiemi 2, 17 o 17/1) in PD-1-/ + o Ciao popolazioni. Nota: La distinzione tra PD-1+ e PD-1Ciao non è ben definita nella letteratura. La soglia è stata impostata come la stessa intensità di PD-1 necessaria per rilevare bona-fide Tfh nelle sospensioni del linfocita umano tonsilla mediante citometria a flusso con lo stesso pannello di anticorpi. In alternativa, un indicatore per ICOS possa aggiungersi al pannello dell'anticorpo, come solo PD1Ciao celle sono ICOS+.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Vinuesa, C. G., Linterman, M. A., Yu, D., MacLennan, I. C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Follicular+Helper+T+Cells.">Follicular Helper T Cells.</a> Annual Review of Immunology. 34 (1), 335-368 (2016).</li><li>Nurieva, R. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bcl6+Mediates+the+Development+of+T+Follicular+Helper+Cells.">Bcl6 Mediates the Development of T Follicular Helper Cells.</a> Science. 325 (5943), 1001-1005 (2009).</li><li>Breitfeld, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Follicular+B+Helper+T+Cells+Express+Cxc+Chemokine+Receptor+5,+Localize+to+B+Cell+Follicles,+and+Support+Immunoglobulin+Production.">Follicular B Helper T Cells Express Cxc Chemokine Receptor 5, Localize to B Cell Follicles, and Support Immunoglobulin Production.</a> The Journal of Experimental Medicine. 192 (11), 1545-1552 (2000).</li><li>Linterman, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Follicular+helper+T+cells+are+required+for+systemic+autoimmunity.">Follicular helper T cells are required for systemic autoimmunity.</a> The Journal of Experimental Medicine. 206 (3), 561-576 (2009).</li><li>Bindea, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatiotemporal+Dynamics+of+Intratumoral+Immune+Cells+Reveal+the+Immune+Landscape+in+Human+Cancer.">Spatiotemporal Dynamics of Intratumoral Immune Cells Reveal the Immune Landscape in Human Cancer.</a> Immunity. 39 (4), 782-795 (2013).</li><li>Gu-Trantien, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CD4++follicular+helper+T+cell+infiltration+predicts+breast+cancer+survival.">CD4+ follicular helper T cell infiltration predicts breast cancer survival.</a> The Journal of Clinical Investigation. 123 (7), 2873-2892 (2013).</li><li>Am&#233;-Thomas, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+intratumoral+follicular+helper+T+cells+in+follicular+lymphoma:+role+in+the+survival+of+malignant+B+cells.">Characterization of intratumoral follicular helper T cells in follicular lymphoma: role in the survival of malignant B cells.</a> Leukemia. 26 (5), 1053-1063 (2012).</li><li>Bossaller, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ICOS+Deficiency+Is+Associated+with+a+Severe+Reduction+of+CXCR5+CD4+Germinal+Center+Th+Cells.">ICOS Deficiency Is Associated with a Severe Reduction of CXCR5+CD4 Germinal Center Th Cells.</a> The Journal of Immunology. 177 (7), 4927-4932 (2006).</li><li>Morita, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+Blood+CXCR5+CD4++T+Cells+Are+Counterparts+of+T+Follicular+Cells+and+Contain+Specific+Subsets+that+Differentially+Support+Antibody+Secretion.">Human Blood CXCR5+CD4+ T Cells Are Counterparts of T Follicular Cells and Contain Specific Subsets that Differentially Support Antibody Secretion.</a> Immunity. 34 (1), 108-121 (2011).</li><li>Locci, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+circulating+PD-1+CXCR3-CXCR5++memory+Tfh+cells+are+highly+functional+and+correlate+with+broadly+neutralizing+HIV+antibody+responses.">Human circulating PD-1+CXCR3-CXCR5+ memory Tfh cells are highly functional and correlate with broadly neutralizing HIV antibody responses.</a> Immunity. 39 (4), 758-769 (2013).</li><li>He, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circulating+Precursor+CCR7loPD-1hi+CXCR5++CD4++T+Cells+Indicate+Tfh+Cell+Activity+and+Promote+Antibody+Responses+upon+Antigen+Reexposure.">Circulating Precursor CCR7loPD-1hi CXCR5+ CD4+ T Cells Indicate Tfh Cell Activity and Promote Antibody Responses upon Antigen Reexposure.</a> Immunity. 39 (4), 770-781 (2013).</li><li>Schmitt, N., Bentebibel, S. -. E., Ueno, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phenotype+and+functions+of+memory+Tfh+cells+in+human+blood.">Phenotype and functions of memory Tfh cells in human blood.</a> Trends in Immunology. 35 (9), 436-442 (2014).</li><li>Simpson, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expansion+of+circulating+T+cells+resembling+follicular+helper+T+cells+is+a+fixed+phenotype+that+identifies+a+subset+of+severe+systemic+lupus+erythematosus.">Expansion of circulating T cells resembling follicular helper T cells is a fixed phenotype that identifies a subset of severe systemic lupus erythematosus.</a> Arthritis and Rheumatism. 62 (1), 234-244 (2010).</li><li>Wang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High+frequencies+of+activated+B+cells+and+T+follicular+helper+cells+are+correlated+with+disease+activity+in+patients+with+new-onset+rheumatoid+arthritis.">High frequencies of activated B cells and T follicular helper cells are correlated with disease activity in patients with new-onset rheumatoid arthritis.</a> Clinical and Experimental Immunology. 174 (2), 212-220 (2013).</li><li>Ueno, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+Circulating+T+Follicular+Helper+Cell+Subsets+in+Health+and+Disease.">Human Circulating T Follicular Helper Cell Subsets in Health and Disease.</a> Journal of Clinical Immunology. 36, 34-39 (2016).</li><li>Maecker Holden, T., Trotter, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flow+cytometry+controls,+instrument+setup,+and+the+determination+of+positivity.">Flow cytometry controls, instrument setup, and the determination of positivity.</a> Cytometry Part A. 69 (9), 1037-1042 (2006).</li><li>Jia, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impaired+Function+of+CD4++T+Follicular+Helper+(Tfh)+Cells+Associated+with+Hepatocellular+Carcinoma+Progression.">Impaired Function of CD4+ T Follicular Helper (Tfh) Cells Associated with Hepatocellular Carcinoma Progression.</a> PLOS ONE. 10 (2), 0117458 (2015).</li><li>Byford, E. T., Carr, M., Ladikou, E., Ahearne, M. J., Wagner, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circulating+Tfh1+(cTfh1)+cell+numbers+and+PD1+expression+are+elevated+in+low-grade+B-cell+non-Hodgkin's+lymphoma+and+cTfh+gene+expression+is+perturbed+in+marginal+zone+lymphoma.">Circulating Tfh1 (cTfh1) cell numbers and PD1 expression are elevated in low-grade B-cell non-Hodgkin's lymphoma and cTfh gene expression is perturbed in marginal zone lymphoma.</a> PLOS ONE. 13 (1), 0190468 (2018).</li><li>Annunziato, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phenotypic+and+functional+features+of+human+Th17+cells.">Phenotypic and functional features of human Th17 cells.</a> Journal of Experimental Medicine. 204 (8), 1849-1861 (2007).</li><li>Duan, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phenotype+and+function+of+CXCR5+CD45RA-CD4++T+cells+were+altered+in+HBV-related+hepatocellular+carcinoma+and+elevated+serum+CXCL13+predicted+better+prognosis.">Phenotype and function of CXCR5+CD45RA-CD4+ T cells were altered in HBV-related hepatocellular carcinoma and elevated serum CXCL13 predicted better prognosis.</a> Oncotarget. 6 (42), 44239-44253 (2015).</li><li>Zhang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circulating+CXCR5+CD4+helper+T+cells+in+systemic+lupus+erythematosus+patients+share+phenotypic+properties+with+germinal+center+follicular+helper+T+cells+and+promote+antibody+production.">Circulating CXCR5+CD4+helper T cells in systemic lupus erythematosus patients share phenotypic properties with germinal center follicular helper T cells and promote antibody production.</a> Lupus. 24 (9), 909-917 (2015).</li><li>Sage, P. T., Francisco, L. M., Carman, C. V., Sharpe, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+receptor+PD-1+controls+follicular+regulatory+T+cells+in+the+lymph+nodes+and+blood.">The receptor PD-1 controls follicular regulatory T cells in the lymph nodes and blood.</a> Nature Immunology. 14 (2), 152-161 (2013).</li><li>Sage, P. T., Alvarez, D., Godec, J., von Andrian, U. H., Sharpe, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circulating+T+follicular+regulatory+and+helper+cells+have+memory-like+properties.">Circulating T follicular regulatory and helper cells have memory-like properties.</a> The Journal of Clinical Investigation. 124 (12), 5191-5204 (2014).</li><li>Sage, P. T., Tan, C. L., Freeman, G. J., Haigis, M., Sharpe, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Defective+TFH+Cell+Function+and+Increased+TFR+Cells+Contribute+to+Defective+Antibody+Production+in+Aging.">Defective TFH Cell Function and Increased TFR Cells Contribute to Defective Antibody Production in Aging.</a> Cell Reports. 12 (2), 163-171 (2015).</li><li>Yu, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CD4+CD25+CD127low/-+T+Cells:+A+More+Specific+Treg+Population+in+Human+Peripheral+Blood.">CD4+CD25+CD127low/- T Cells: A More Specific Treg Population in Human Peripheral Blood.</a> Inflammation. 35 (6), 1773-1780 (2012).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Questo protocollo rappresenta un modo semplice ed efficace per analizzare cTfh cellule di sangue periferico, che permette la rilevazione di tutti i sottoinsiemi rilevanti identificati nella letteratura finora. I campioni di sangue possono essere facilmente ed efficientemente ottenuti come parte di ambulatori standard e campioni di serie possa essere raccolti in parallelo con i dati clinici. A sua volta, in questo modo gli studi prospettivi valutando cTfh sottoinsiemi come biomarcatori per la progressione di malattia o di...

Le cellule helper T-follicolari (Tfh) sono un CD4+ subset di cellule T che inizialmente è stato caratterizzato in tessuti linfoidi1. Queste cellule esprimono PD-1 e i ricevitori di superficie di CXCR5, secernono IL 21 e IL-4 e mostrano l'espressione nucleare di fattore di trascrizione, BCL-62,3. Come suggerisce il nome, si trovano in centri germinali e sono essenziali per la produzione di alta affinità dell'anticorpo1.
Le risposte Dysregulated Tfh sono state implicate nella patogenesi della malattia, in particolare malattia autoimmune, dove essi promuovere l'espansione di cellule B autoreattive4. Hanno anche un ruolo nel microambiente tumorale di solido5,6 e di cancri linfoidi7. Al contrario, difetti genetici delle proteine di superficie essenziale per Tfh funzionano come risultato di costimolatore (ICOS) T-cellula inducibile nelle sindromi di immunodeficienza umana8. CD4+ CXCR5+ cellule nel sangue periferico umano sono chiamate a fare circolare le cellule helper T-follicolari (cTfh) e sono credute per essere lo spazio di memoria del Tfh cellule in tessuti9. Lo scopo del metodo descritto qui è l'analisi dei sottogruppi di cTfh seguito di CD4+ cella di isolamento da campioni di sangue periferico.
Sono stati definiti diversi sottoinsiemi di cTfh e l'efficienza con cui essi forniscono aiuto della B-cellula è diverso da un sottoinsieme di un altro9,10,11,12. Le proporzioni relative di questi sottoinsiemi sono alterate in un certo numero di malattie, la maggior parte delle malattie autoimmuni prominente in cui c' sono quasi sempre un aumento relativo nel più funzionale PD-1+ / Ciao e/o sottoinsiemi di cTfh2 o cTfh17 in confronto a meno funzionale PD-1– e/o cTfh1 sottoinsiemi12. La portata di tali modifiche associato frequentemente con i parametri clinici, compresi titoli di attività e di autoanticorpi malattia, che indica un ruolo potenziale della distribuzione sottoinsieme cTfh come biomarcatore prognostico nella malattia, che può riflettere l'attività del Tfh in tessuti linfoidi9,12,13,14. Inoltre, prendendo campioni di sangue da parte dei partecipanti è veloce, sicuro ed accettabile e così permette seriale monitoraggio per l'analisi della progressione della malattia o della risposta alla terapia.
L'uso di CD4 isolato+ T-cellule sopra sospensioni di cellule mononucleari (PBMNC) tradizionale sangue periferico consente maggiori esperimenti di citometria a flusso di throughput riducendo il tempo necessario per acquisire un numero consistente di cellule cTfh per l'analisi. Ciò è particolarmente utile quando l'ordinamento celle da sottoinsiemi di rara cTfh usando flusso attivato cella ordinamento (FACS). Per favorire l'efficienza, queste sospensioni possono essere crioconservate per attivare la "modalità batch" di campioni da utilizzare nell'esperimento di citometria a flusso. Il test, il CD4+ purezza non è stata ridotta di crioconservazione.
Mentre diversi marcatori diversi laboratori utilizzati per classificare le cellule cTfh nelle fasi iniziali della loro scoperta, il metodo qui presentato si avvale di un sistema unificato di due gruppi di marcatori di superficie cellulare come proposto da Schmidt et al.12, 15 per consentire l'identificazione simultanea di cTfh e loro sottoinsiemi riconosciuti nove in un singolo flusso cytometry esperimento.
Come vengono utilizzati solo gli indicatori di superficie delle cellule, le cellule non richiedono fissazione o permeabilizzazione e così possono rimanere vive per studi funzionali a valle. Questo potrebbe essere facilitato dalla cella ordinamento mediante FACS con lo stesso pannello di anticorpi. Questo pannello potrebbe essere esteso per includere altri marcatori, consentendo per le restrizioni del citometro a flusso utilizzato.
L'analisi di esperimenti di multi-colore flusso cytometry può essere impegnativo a causa della natura intrinsecamente soggettiva di gating su dot 2-dimensionale appezzamenti, soprattutto quando le popolazioni delle cellule non hanno una distribuzione bimodale chiaro in fluorescenza di marcatore, come è il Custodia per cTfh cellule e loro sottoinsiemi. Per questo motivo, è indispensabile impostare controlli efficaci per ridurre gli artefatti per consentire la migliore risoluzione delle popolazioni e impostare gating strategie con fiducia. Come tale, design del pannello dell'anticorpo e la messa a punto dei controlli di base per un flusso cytometry esperimento, cioè, utilizzando la compensazione e FMO controlli sono descritte al punto 3.4.2 e 3.4.3,respectively.
Tutte le cellule cTfh sono definite come CD4+ CXCR5+ CD45RA–. Il livello di espressione del marcatore di attivazione di Tfh PD-1 caratteristico quindi può essere determinato per identificare i sottoinsiemi di PD-1-, PD-1+ o celluleCiao cTfh PD-1. Poi, usando una combinazione dei recettori delle chemochine CXCR3 e CCR6, che sono differenzialmente espressi da Th1 tradizionale, 17 o 2 celle, cTfh può essere caratterizzato come cTfh1, 2 o 17-come da un profilo di CXCR3+ CCR6-, CXCR3– CCR6- e CXCR3– CCR6+, rispettivamente.
Nella tabella 1viene visualizzato il pannello di anticorpo utilizzato dal nostro laboratorio. L'utente potrebbe essere necessario adattare la loro selezione di fluoroforo per tenere conto per il laser e la configurazione del filtro luce disponibile su loro citometro a flusso locale.
Le considerazioni seguenti influenzano la scelta di fluorofori. Ove possibile, utilizzare brillante fluorofori. In particolare, è possibile utilizzare più brillanti fluorophores disponibile sul più debole (meno altamente espressi) marcatori. Dimmer marcatori includono PD-1, CXCR3 e CCR6 e in misura minore, CXCR5. Abbiamo specificamente fatto uso delle più recenti in BB, BV e BUV fluorofori che forniscono eccellente luminosità e consentono quindi di più facile risoluzione di popolazioni distinte delle cellule.
Si sono diffuse la selezione fluoroforo attraverso lo spettro di emissione per quanto possibile per ridurre al minimo la sovrapposizione spettrale e quindi il livello di compensazione necessaria. Uno strumento online gratuito che può essere utilizzato per aiutare la progettazione di un riquadro di citometria a flusso può essere trovato qui: http://www.bdbioscienes.com/us/s/spectrumviewer. Per risparmiare spazio sullo spettro di emissione, abbiamo impiegato un "canale di dump" utilizzando un colorante di vitalità con una lunghezza d'onda di emissione che si sovrappone a quello di APC-H7 (coniugato di CD45RA) per abilitare il rilevamento (e l'esclusione) di entrambi morti e/o CD45RA+ utilizzando un singolo sensore.
Qui, un protocollo è presentato per l'isolamento di sangue periferico CD4+ T-cellule e la loro successiva analisi di citometria a flusso per determinare le proporzioni delle diverse e recentemente descritta sottoinsiemi di circolazione.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1037px;" width="1037">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:485px;">RosetteSep Human CD4+ T Cell Enrichment Cocktail</td>
			<td style="width:179px;">STEMCELL TECHNOLOGIES</td>
			<td style="width:119px;">15062</td>
			<td style="width:255px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Ficoll-Paque PLUS</td>
			<td style="width:179px;">GE Healthcare Life Sciences</td>
			<td>17144003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:485px;">BUV395 Mouse Anti-Human CD183&#160;Clone 1C6/CXCR3</td>
			<td style="width:179px;">BD Horizon</td>
			<td>565223</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:485px;">BV711 Mouse Anti-Human CD196 (CCR6)&#160;Clone 11A9</td>
			<td style="width:179px;">BD Horizon</td>
			<td>563923</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:485px;">BV421 Rat Anti-Human CXCR5 (CD185)&#160;Clone&#160;RF8B2</td>
			<td style="width:179px;">BD Horizon</td>
			<td>562747</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:485px;">BB515 Mouse Anti-Human CD4&#160;Clone &#160;RPA-T4</td>
			<td style="width:179px;">BD Horizon</td>
			<td>564419</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:485px;">PE Mouse Anti-Human CD279&#160;Clone MIH4</td>
			<td style="width:179px;">BD Pharmingen</td>
			<td>557946</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:485px;">APC-H7 Mouse Anti-Human CD45RA Clone&#160; HI100</td>
			<td style="width:179px;">BD Pharmingen</td>
			<td>560674</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:485px;">LIVE/DEAD Fixable Far Red Dead Cell Stain Kit, for 633 or 635 nm excitation</td>
			<td style="width:179px;">ThermoFisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">L34973</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:485px;">Brilliant Stain Buffer</td>
			<td style="width:179px;">BD Horizon</td>
			<td>563794</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:485px;">Anti-Mouse Ig, &#954;/Negative Control Compensation Particles Set</td>
			<td style="width:179px;">BD CompBead</td>
			<td>552843</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:485px;">FACS Aria II Flow Cytometer</td>
			<td style="width:179px;">BD Biosciences</td>
			<td>644832</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:485px;">FACSDiva 6.1.3</td>
			<td style="width:179px;">BD Biosciences</td>
			<td>643629</td>
			<td>Flow Cytometer Acquisition Software</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:485px;">FlowJo 10.2</td>
			<td style="width:179px;">Treestar Inc.</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Flow Cytometry Data Analysis Software</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:485px;">Anti-CXCR3 antibody</td>
			<td style="width:179px;">BD Horizon&#160;</td>
			<td style="width:119px;">565223</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:485px;">Anti-CCR6 antibody</td>
			<td style="width:179px;">BD Horizon&#160;</td>
			<td style="width:119px;">563923</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:485px;">Anti-CXCR5 antibody</td>
			<td style="width:179px;">BD Horizon&#160;</td>
			<td style="width:119px;">562747</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:485px;">Anti-CD4 antibody</td>
			<td style="width:179px;">BD Horizon&#160;</td>
			<td style="width:119px;">564419</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:485px;">Anti-PD-1 antibody</td>
			<td style="width:179px;">BD Pharmingen&#160;</td>
			<td style="width:119px;">557946</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:485px;">Anti-CD45RA antibody</td>
			<td style="width:179px;">BD Pharmingen&#160;</td>
			<td style="width:119px;">560674</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:485px;">Viability Marker</td>
			<td style="width:179px;">ThermoFisher Scientific&#160;</td>
			<td style="width:119px;">L34973</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

isolation of cd4+ t-cells and analysis of circulating t-follicular helper (ctfh) cell subsets from peripheral blood using 6-color flow cytometry

L'attività cellulare aberrante T-follicolare helper (Tfh) è rilevabile nelle patologie autoimmuni e la loro presenza è associata con i risultati clinici quando viene analizzato il microambiente di linfonodo nel linfoma non-Hodgkin della B-cellula. Sottoinsiemi di fare circolare le cellule helper T-follicolare (cTfh), il vano memoria circolanti di Tfh cellule nel sangue, sono anche turbati nella malattia e pertanto rappresentano potenziali nuovi biomarcatori predittivi. Test basati su sangue periferico è vantaggioso perché è relativamente non-invasiva e permette il semplice monitoraggio seriale. Questo articolo viene descritto un metodo per isolare i CD4+ T-cellule da sangue umano e un'ulteriore analisi di citometria a flusso per enumerare le cellule cTfh e le proporzioni dei loro vari sottoinsiemi (cTfhPD-1-/ + / Ciao, cTfh1, 2, 17 e 17/cTfh1). Il livello di questi sottoinsiemi è stato poi confrontato tra soggetti normali e pazienti con linfoma. Abbiamo trovato che il metodo era abbastanza robusto per ottenere risultati affidabili da materiale paziente ordinariamente raccolto. La tecnica che descriviamo per l'analisi può essere facilmente adattata a ordinamento delle cellule e applicazioni a valle come RT-PCR.

Alta CD4+ purezza è stato raggiunto utilizzando il CD4+ protocollo di isolamento, che era affidabile attraverso tutti i campioni di sangue da noi testato (significa: 96,6%, SD: 2,38, n = 31) (Figura 3).
Identificazione di cTfh (CD4+ CXCR5+ cellule) in un soggetto normale rappresentativo è presentato (Figura 4A</stron...

Watch this Scientific Journal Video about Isolation of CD4+ T-cells and Analysis of Circulating T-follicular Helper cTfh Cell Subsets from Peripheral Blood Using 6-color Flow Cytometry at JoVE.com

Isolation of CD4+ T-cells and Analysis of Circulating T-follicular Helper cTfh Cell Subsets from Peripheral Blood Using 6-color Flow Cytometry

Qui, un protocollo per l'isolamento e la caratterizzazione di CD4+ cellula T sottoinsiemi da sangue periferico umano è descritto. Purificato CD4+ T-cellule sono analizzate tramite flusso cytometry per determinare le proporzioni dei sottoinsiemi delle cellule helper T-follicolare.

Isolamento di CD4+ T-cellule e analisi della circolazione follicolare T Helper (cTfh) sottoinsiemi di cellule da sangue periferico mediante citometria a flusso di 6 colori

Aberrant T-follicular helper (Tfh) cell activity is detectable in autoimmune conditions and their presence is associated with clinical outcomes when the ...

Questo metodo può aiutare a dimostrare le differenze tra i sottoinsiemi di cellule di aiuto T-follicolari circolanti in stati sani e masi. I principali vantaggi di questa tecnica sono che è veloce, che i campioni possono essere elaborati in batch e che le cellule rimangono vive per l'analisi funzionale a valle. Questa tecnica facilita la valutazione dei sottoinsiemi di aiutanti T-follicolari circolanti come biomarcatori per la progressione della malattia in quanto sono correlati con marcatori di gravità clinica. A contribuire alla dimostrazione di questa procedura sarà la Dott.ssa Lucia Pi

isolation-cd4-t-cells-analysis-circulating-t-follicular-helper-ctfh

Research

JoVE Journal

Biology

Isolation of CD4+ T-cells and Analysis of Circulating T-follicular Helper (cTfh) Cell Subsets from Peripheral Blood Using 6-color Flow Cytometry

12.0K Views.  University of Leicester. Questo metodo può aiutare a dimostrare le differenze tra i sottoinsiemi di cellule di aiuto T-follicolari circolanti in stati sani e masi. I principali vantaggi di questa tecnica sono che è veloce, che i campioni possono essere elaborati in batch e che le cellule rimangono vive per l'analisi funzionale a valle. Questa tecnica facilita la valutazione dei sottoinsiemi di aiutanti T-follicolari circolanti come biomarcatori per la progressione della malattia in quanto sono correlati con marcato...

Video: Isolation of CD4+ T-cells and Analysis of Circulating T-follicular Helper cTfh Cell Subsets from Peripheral Blood Using 6-color Flow Cytometry

Isolation of CD4+ T cells from Mouse Lymph Nodes Using Miltenyi MACS Purification

Isolation of cells from the primary source is a necessary step in many more complex protocols. Miltenyi offers kits to isolate cells from several organisms including humans, non-human primates, rat and, as we describe here, mice. Magnetic bead-based cell separation allows for either positive selection (or cell depletion) as well as negative selection. Here, we demonstrate negative selection of untouched or na ve CD4+ helper T cells. Using this standard protocol we typically purify cells that are &#8805; 96% pure CD4+/CD3+. This protocol is used in conjunction with the protocol Dissection and 2-Photon Imaging of Peripheral Lymph Nodes in Mice published in issue 7 of JoVE, for purification of T cells and other cell types to adoptively transfer for imaging purposes. Although we did not demonstrate FACS analysis in this protocol video, it is highly recommended to check the overall purity of isolated cells using the appropriate antibodies via FACS. In addition, we demonstrate the non-sterile method of T cell isolation. If sterile cells are needed for your particular end-user application, be sure to do all of the demonstrated procedures in the tissue culture hood under standard sterile conditions. Thank you for watching and good luck with your own experiments!

Isolation of lymphocytes using the Miltenyi MACs kit is a reliable way to purify cells from whole lymphoid tissue homogenates. Cells purified using the Miltenyi system are typically &#8805; 96% pure. Here, we demonstrate the steps taken to isolate CD4+ T cells, one of the many kits offered by Miltenyi.

Isolamento di cellule T CD4 + da Linfonodi mouse utilizzando Miltenyi Purificazione MACS

Isolation of cells from the primary source is a necessary step in many more complex protocols. Miltenyi offers kits to isolate cells from several ...

Ricerca

Biologia

Isolation and Culture of Pulmonary Endothelial Cells from Neonatal Mice

Endothelial cells provide a useful research model in many areas of vascular biology. Since its first isolation 1, human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) have shown to be convenient, easy to obtain and culture, and thus are the most widely studied endothelial cells. However, for research focused on processes like angiogenesis, permeability or many others, microvascular endothelial cells (ECs) are a much more physiologically relevant model to study 2. Furthermore, ECs isolated from knockout mice provide a useful tool for analysis of protein function ex vivo. Several approaches to isolate and culture microvascular ECs of different origin have been reported to date 3-7, but consistent isolation and culture of pure ECs is still a major technical problem in many laboratories. Here, we provide a step-by-step protocol on a reliable and relatively simple method of isolating and culturing mouse lung endothelial cells (MLECs). In this approach, lung tissue obtained from 6- to 8-day old pups is first cut into pieces, digested with collagenase/dispase (C/D) solution and dispersed mechanically into single-cell suspension. MLECS are purified from cell suspension using positive selection with anti-PECAM-1 antibody conjugated to Dynabeads using a Magnetic Particle Concentrator (MPC). Such purified cells are cultured on gelatin-coated tissue culture (TC) dishes until they become confluent. At that point, cells are further purified using Dynabeads coupled to anti-ICAM-2 antibody. MLECs obtained with this protocol exhibit a cobblestone phenotype, as visualized by phase-contrast light microscopy, and their endothelial phenotype has been confirmed using FACS analysis with anti-VE-cadherin 8 and anti-VEGFR2 9 antibodies and immunofluorescent staining of VE-cadherin. In our hands, this two-step isolation procedure consistently and reliably yields a pure population of MLECs, which can be further cultured. This method will enable researchers to take advantage of the growing number of knockout and transgenic mice to directly correlate in vivo studies with results of in vitro experiments performed on isolated MLECs and thus help to reveal molecular mechanisms of vascular phenotypes observed in vivo.

Here, we describe a protocol for isolation and culture of murine pulmonary endothelial cells. This method comprises mechanic and enzymatic lung tissue dissociation as well as a 2-step purification process using anti-PECAM-1 and anti-ICAM-2 antibodies conjugated to magnetic beads, which produces a pure endothelial cell population of mostly microvascular origin.

Isolamento e la coltura di cellule endoteliali polmonari da topi neonati

Endothelial cells provide a useful research model in many areas of vascular biology. Since its first isolation 1, human umbilical vein endothelial cells ...

Flow Cytometry Purification of Mouse Meiotic Cells

The heterogeneous nature of cell types in the testis and the absence of meiotic cell culture models have been significant hurdles to the study of the unique differentiation programs that are manifest during meiosis. Two principal methods have been developed to purify, to varying degrees, various meiotic fractions from both adult and immature animals: elutriation or Staput (sedimentation) using BSA and/or percoll gradients. Both of these methods rely on cell size and density to separate meiotic cells1-5. Overall, except for few cell populations6, these protocols fail to yield sufficient purity of the numerous meiotic cell populations that are necessary for detailed molecular analyses. Moreover, with such methods usually one type of meiotic cells can be purified at a given time, which adds an extra level of complexity regarding the reproducibility and homogeneity when comparing meiotic cell samples.
Here, we describe a refined method that allows one to easily visualize, identify, and purify meiotic cells, from germ cells to round spermatids, using FACS combined with Hoechst 33342 staining7,8. This method provides an overall snapshot of the entire meiotic process and allows one to highly purify viable cells from most stage of meiosis. These purified cells can then be analyzed in detail for molecular changes that accompany progression through meiosis, for example changes in gene expression9,10and the dynamics of nucleosome occupancy at hotspots of meiotic recombination11.

An efficient method to obtain highly purified viable meiotic fractions from mouse testis is described, which combines a refined cell dissociation protocol with fluorescent activated cell sorting (FACS). This method takes advantage of differences in the DNA content and nuclear density of discrete meiotic fractions.

Purificazione Citometria a flusso di cellule di topo Meiotic

The heterogeneous nature of cell types in the testis and the absence of meiotic cell culture models have been significant hurdles to the study of the ...

Optimized Staining and Proliferation Modeling Methods for Cell Division Monitoring using Cell Tracking Dyes

Fluorescent cell tracking dyes, in combination with flow and image cytometry, are powerful tools with which to study the interactions and fates of different cell types in vitro and in vivo.1-5 Although there are literally thousands of publications using such dyes, some of the most commonly encountered cell tracking applications include monitoring of:
<ol>
	<li>stem and progenitor cell quiescence, proliferation and/or differentiation6-8</li>
	<li>antigen-driven membrane transfer9 and/or precursor cell proliferation3,4,10-18 and</li>
	<li>immune regulatory and effector cell function1,18-21.</li>
</ol>
Commercially available cell tracking dyes vary widely in their chemistries and fluorescence properties but the great majority fall into one of two classes based on their mechanism of cell labeling. "Membrane dyes", typified by PKH26, are highly lipophilic dyes that partition stably but non-covalently into cell membranes1,2,11. "Protein dyes", typified by CFSE, are amino-reactive dyes that form stable covalent bonds with cell proteins4,16,18. Each class has its own advantages and limitations. The key to their successful use, particularly in multicolor studies where multiple dyes are used to track different cell types, is therefore to understand the critical issues enabling optimal use of each class2-4,16,18,24.
The protocols included here highlight three common causes of poor or variable results when using cell-tracking dyes. These are:
<ol>
	<li>Failure to achieve bright, uniform, reproducible labeling. This is a necessary starting point for any cell tracking study but requires attention to different variables when using membrane dyes than when using protein dyes or equilibrium binding reagents such as antibodies.</li>
	<li>Suboptimal fluorochrome combinations and/or failure to include critical compensation controls. Tracking dye fluorescence is typically 102 - 103 times brighter than antibody fluorescence. It is therefore essential to verify that the presence of tracking dye does not compromise the ability to detect other probes being used.</li>
	<li>Failure to obtain a good fit with peak modeling software. Such software allows quantitative comparison of proliferative responses across different populations or stimuli based on precursor frequency or other metrics. Obtaining a good fit, however, requires exclusion of dead/dying cells that can distort dye dilution profiles and matching of the assumptions underlying the model with characteristics of the observed dye dilution profile.</li>
</ol>
Examples given here illustrate how these variables can affect results when using membrane and/or protein dyes to monitor cell proliferation.

Successful use of cell tracking dyes to monitor immune cell function and proliferation involves several critical steps. We describe methods for: 1) obtaining bright, uniform, reproducible label-ing with membrane dyes; 2) selecting fluorochromes and data acquisition conditions; and 3) choosing a model to quantify cell proliferation based on dye dilution.

Ottimizzato Metodi di modellazione e colorazione proliferazione per il monitoraggio divisione cellulare utilizzando coloranti Tracking Cellulari

Fluorescent cell tracking dyes, in combination with flow and image cytometry, are powerful tools with which to study the interactions and fates of ...

Techniques for the Analysis of Extracellular Vesicles Using Flow Cytometry

Extracellular Vesicles (EVs) are small, membrane-derived vesicles found in bodily fluids that are highly involved in cell-cell communication and help regulate a diverse range of biological processes. Analysis of EVs using flow cytometry (FCM) has been notoriously difficult due to their small size and lack of discrete populations positive for markers of interest. Methods for EV analysis, while considerably improved over the last decade, are still a work in progress. Unfortunately, there is no one-size-fits-all protocol, and several aspects must be considered when determining the most appropriate method to use. Presented here are several different techniques for processing EVs and two protocols for analyzing EVs using either individual detection or a bead-based approach. The methods described here will assist with eliminating the antibody aggregates commonly found in commercial preparations, increasing signal&#8211;to-noise ratio, and setting gates in a rational fashion that minimizes detection of background fluorescence. The first protocol uses an individual detection method that is especially well suited for analyzing a high volume of clinical samples, while the second protocol uses a bead-based approach to capture and detect smaller EVs and exosomes.

Many different methods exist for the measurement of extracellular vesicles (EVs) using flow cytometry (FCM). Several aspects should be considered when determining the most appropriate method to use. Two protocols for measuring EVs are presented, using either individual detection or a bead-based approach.

Tecniche per l&#39;Analisi dei extracellulare vescicole citometria a flusso

Extracellular Vesicles (EVs) are small, membrane-derived vesicles found in bodily fluids that are highly involved in cell-cell communication and help ...

Isolation and Characterization of Microvesicles from Peripheral Blood

The release of extracellular vesicles (EVs) including small endosomal-derived exosomes (Exos, diameter &#60; 100 nm) and large plasma membrane-derived microvesicles (MVs, diameter &#62; 100 nm) is a fundamental cellular process that occurs in all living cells. These vesicles transport proteins, lipids and nucleic acids specific for their cell of origin and in vitro studies have highlighted their importance as mediators of intercellular communication. EVs have been successfully isolated from various body fluids and especially EVs in blood have been identified as promising biomarkers for cancer or infectious diseases. In order to allow the study of MV subpopulations in blood, we present a protocol for the standardized isolation and characterization of MVs from peripheral blood samples. MVs are pelleted from EDTA-anticoagulated plasma samples by differential centrifugation and typically possess a diameter of 100 - 600 nm. Due to their larger size, they can easily be studied by flow cytometry, a technique that is routinely used in clinical diagnostics and available in most laboratories. Several examples for quality control assays of the isolated MVs will be given and markers that can be used for the discrimination of different MV subpopulations in blood will be presented.

Extracellular vesicles present in blood have been suggested as novel biomarkers for various diseases. Here, we present a protocol for the isolation of large plasma membrane-derived microvesicles from peripheral blood samples and their subsequent analysis by conventional flow cytometry and Western Blotting.

Isolamento e caratterizzazione di microvescicole da sangue periferico

The release of extracellular vesicles (EVs) including small endosomal-derived exosomes (Exos, diameter &#60; 100 nm) and large plasma membrane-derived ...

Analysis of Cell Suspensions Isolated from Solid Tissues by Spectral Flow Cytometry

Flow cytometry has been used for the past 40 years to define and analyze the phenotype of lymphoid and other hematopoietic cells. Initially restricted to the analysis of a few fluorochromes, currently there are dozens of different fluorescent dyes, and up to 14-18 different dyes can be combined at a time. However, several limitations still impair the analytical capabilities. Because of the multiplicity of fluorescent probes, data analysis has become increasingly complex due to the need of large, multi-parametric compensation matrices. Moreover, mutant mouse models carrying fluorescent proteins to detect and trace specific cell types in different tissues have become available, so the analysis (by flow cytometry) of auto-fluorescent cell suspensions obtained from solid organs is required. Spectral flow cytometry, which distinguishes the shapes of emission spectra along a wide range of continuous wavelengths, addresses some of these problems. The data is analyzed with an algorithm that replaces compensation matrices and treats auto-fluorescence as an independent parameter. Thus, spectral flow cytometry should be capable of discriminating fluorochromes with similar emission peaks and can provide a multi-parametric analysis without compensation requirements.
This protocol describes the spectral flow cytometry analysis, allowing for a 21-parameter (19 fluorescent probes) characterization and the management of an auto-fluorescent signal, providing high resolution in minor population detection. The results presented here show that spectral flow cytometry presents advantages in the analysis of cell populations from tissues difficult to characterize in conventional flow cytometry, such as the heart and the intestine. Spectral flow cytometry thus demonstrates the multi-parametric analytical capacity of high-performing conventional flow cytometry without the requirement for compensation and enables auto-fluorescence management.

This article describes spectral cytometry, a new approach in flow cytometry that uses the shapes of emission spectra to distinguish fluorochromes. An algorithm replaces compensations and can treat auto-fluorescence as an independent parameter. This new approach allows for the proper analysis of cells isolated from solid organs.

Analisi delle sospensioni cellulari isolate da tessuti solidi da Spectral citometria a flusso

Flow cytometry has been used for the past 40 years to define and analyze the phenotype of lymphoid and other hematopoietic cells. Initially restricted to ...

Sensitive Measurement of Mitophagy by Flow Cytometry Using the pH-dependent Fluorescent Reporter mt-Keima

Mitophagy is a process of selective removal of damaged or unnecessary mitochondria using autophagy machinery. Close links have been found between defective mitophagy and various human diseases, including neurodegenerative diseases, cancer, and metabolic diseases. In addition, recent studies have shown that mitophagy is involved in normal cellular processes, such as differentiation and development. However, the precise role of and molecular mechanisms underlying mitophagy require further study. Therefore, it is critical to develop a robust and convenient method for measuring changes in mitophagy activity. Here, we describe a detailed protocol for quantitatively assessing mitophagy activity through flow cytometry using the mitochondria-targeted fluorescent protein Keima (mt-Keima). This flow cytometry assay can analyze mitophagy activity more rapidly and sensitively than conventional microscopy- or immunoblotting-based methods. This protocol can be applied to analyze mitophagy activity in various cell types.

Mitophagy, the selective degradation of mitochondria, has been implicated in mitochondrial homeostasis and is deregulated in various human diseases. However, convenient experimental methods for measuring mitophagy activity are very limited. Here, we provide a sensitive assay for measuring mitophagy activity using flow cytometry.

Misura sensibile di Mitophagy di flusso Cytometry utilizzando il pH-dipendente Reporter fluorescente mt-Keima

Mitophagy is a process of selective removal of damaged or unnecessary mitochondria using autophagy machinery. Close links have been found between ...

Measurement of Mitochondrial Mass and Membrane Potential in Hematopoietic Stem Cells and T-cells by Flow Cytometry

A fine balance of quiescence, self-renewal, and differentiation is key to preserve the hematopoietic stem cell (HSC) pool and maintain lifelong production of all mature blood cells. In recent years cellular metabolism has emerged as a crucial regulator of HSC function and fate. We have previously demonstrated that modulation of mitochondrial metabolism influences HSC fate. Specifically, by chemically uncoupling the electron transport chain we were able to maintain HSC function in culture conditions that normally induce rapid differentiation. However, limiting HSC numbers often precludes the use of standard assays to measure HSC metabolism and therefore predict their function. Here, we report a simple flow cytometry assay that allows reliable measurement of mitochondrial membrane potential and mitochondrial mass in scarce cells such as HSCs. We discuss the isolation of HSCs from mouse bone marrow and measurement of mitochondrial mass and membrane potential post ex vivo culture. As an example, we show the modulation of these parameters in HSCs via treatment with a metabolic modulator. Moreover, we extend the application of this methodology on human peripheral blood-derived T cells and human tumor infiltrating lymphocytes (TILs), showing dramatic differences in their mitochondrial profiles, possibly reflecting different T cell functionality. We believe this assay can be employed in screenings to identify modulators of mitochondrial metabolism in various cell types in different contexts.

Here we describe a reliable method to measure mitochondrial mass and membrane potential in ex vivo cultured hematopoietic stem cells and T cells.

Misurazione della massa mitocondriale e del potenziale della membrana nelle cellule staminali ematopoietiche e t-cellule da parte della citometria di flusso

A fine balance of quiescence, self-renewal, and differentiation is key to preserve the hematopoietic stem cell (HSC) pool and maintain lifelong production ...

Immunophenotyping and Cell Sorting of Human MKs from Human Primary Sources or Differentiated In Vitro from Hematopoietic Progenitors

Megakaryocyte (MK) differentiation encompasses a number of endomitotic cycles that result in a highly polyploid (reaching even&#160;&#62;64N) and extremely large cell (40-60 &#181;m). As opposed to the fast-increasing knowledge in megakaryopoiesis at the cell biology and molecular level, the characterization of megakaryopoiesis by flow cytometry is limited to the identification of mature MKs using lineage-specific surface markers, while earlier MK differentiation stages remain unexplored. Here, we present an immunophenotyping strategy that allows the identification of successive MK differentiation stages, with increasing ploidy status, in human primary sources or in vitro cultures with a panel integrating MK specific and non-specific surface markers. Despite its size and fragility, MKs can be immunophenotyped using the above-mentioned panel and enriched by fluorescence-activated cell sorting under specific conditions of pressure and nozzle diameter. This approach facilitates multi-Omics studies, with the aim to better understand the complexity of megakaryopoiesis and platelet production in humans. A better characterization of megakaryopoiesis may pose fundamental in the diagnosis or prognosis of lineage-related pathologies and malignancy.

Immunophenotyping and Cell Sorting of Human MKs from Human Primary Sources or Differentiated In Vitro from Hematopoietic Progenitors

Here, we present an immunophenotyping strategy for the characterization of megakaryocyte differentiation, and show how that strategy allows the sorting of megakaryocytes at different stages with a fluorescence-activated cell sorter. The methodology can be applied to human primary tissues, but also to megakaryocytes generated in culture in vitro.