변경된 전기적 활동을 받은 개별 살아있는 제브라피쉬의 골격근 성장에 대한 실시간 및 반복 측정

요약

광학 선명도는 제브라 피쉬의 세포 생물학적 및 생리 학적 작업에 대한 주요 이점입니다. 골격근 및 이웃 조직의 성장이 전신 성장과 어떻게 통합되는지에 대한 새로운 통찰력을 허용하는 개별 동물의 세포 성장 측정을위한 강력한 방법이 설명됩니다.

초록

살아있는 배아, 애벌레 또는 어린 제브라 피쉬의 몸 전체에 걸쳐 개별 세포를 시각화하기 위해 여러 가지 방법을 사용할 수 있습니다. 형광으로 표시된 원형질막이 있는 활어를 컨포칼 레이저 스캐닝 현미경으로 스캔하여 근육 조직의 부피와 존재하는 근육 섬유의 수를 결정할 수 있음을 보여줍니다. 시간 경과에 따른 살아있는 동물의 세포 수와 크기를 측정하기 위한 효율적인 접근 방식이 설명되고 보다 힘든 분할 방법에 대해 검증됩니다. 근육의 전기 및 수축 활동을 제어 할 수있는 방법이 설명되어 있습니다. 골격근 수축 활동의 손실은 근육 성장을 크게 감소시켰다. 유충에서는 패턴화 된 전기 유발 수축 활동의 재 도입을 허용하는 프로토콜이 설명됩니다. 설명 된 방법은 개인 간 변동성의 영향을 최소화하고 살아있는 유기체의 맥락에서 다양한 세포 및 생리적 성장 매개 변수에 대한 전기적, 유전 적, 약물 적 또는 환경 적 자극의 효과를 분석 할 수 있습니다. 개인에 대한 정의된 조기 개입의 측정된 효과에 대한 장기 추적 관찰을 이후에 수행할 수 있습니다.

서문

세포 수 (증식) 및 / 또는 세포 크기 (비대)의 증가를 포함하는 조절 된 조직 성장은 발달, 재생, 생태 학적 및 진화 적 적응에 중요한 요소입니다. 최근 수십 년 동안 세포 및 발달 생물학에 대한 분자 유전 학적 이해가 크게 발전했음에도 불구하고 조직 및 장기 크기 조절에 대한 기계 론적 이해는 아직 초기 단계에 있습니다. 이러한 지식의 부족에 대한 한 가지 이유는 필요한 공간적, 시간적 정확성으로 살아있는 유기체의 조직 성장을 정량화하기가 어렵 기 때문입니다.

전체 유기체의 성장의 다양한 측면을 시간이 지남에 따라 반복적으로 측정하여 각 개별 ^1,2,3,4,5에 대한 성장 곡선을 나타낼 수 있습니다. 이중 X선 흡수측정법(DXA), 컴퓨터 단층 촬영(CT) 및 자기공명영상(MRI)과 같이 점점 더 정교해지는 스캐닝 방법을 통해 인간 및 모델 유기체 모두에서 단일 개체에서 전체 장기 및 기타 신체 영역(예: 개별적으로 식별된 골격근)의 성장을 추적할 수 있습니다.6,7,8,9,10 . 그러나 이러한 방법은 아직 개별 세포를 밝힐 수 있는 해상도가 없으므로 세포 행동과 조직 수준 성장 사이의 연관성을 식별하기 어려웠습니다. 이러한 연관성을 만들기 위해 전통적인 연구는 종종 유사한 개별 동물의 코호트에 의존했으며, 그 중 일부는 연속적인 시점에서 희생 된 다음 세포 학적 세부 사항으로 분석됩니다. 이러한 접근법은 (바람직하게는 유사하지만 그럼에도 불구하고 가변적 인) 개인의 그룹에 걸쳐 관찰 된 변화를 평균화해야하므로 시간적 및 공간적 해상도가 부족하여 원인과 결과를 암시하는 세포 수준에서 상관 된 사건을 찾기가 어렵습니다.

무척추 동물 모델 유기체에 대한 연구는 처음에 C. elegans와 D. melanogaster에서 세포 분해능을 달성하고 단일 개체의 시간 경과에 따른 성장을 정확하게 측정하기 위해 광학 현미경을 개발하여 이러한 문제를 우회했습니다. 이러한 연구는 이러한 작은 모델 유기체 11,12,13,14,15,16,17의 성장에서 현저하게 불변하는 세포 계통 행동을 밝혀 냈습니다. 그러나 모든 척추 동물을 포함한 많은 동물은 불확실한 세포 계통을 가지고 있으며 유 전적으로 암호화 된 성장 프로그램을 모든 구성 조직과 기관의 크기가 적절하게 일치하는 기능적 3 차원 유기체로 바꾸는 신비한 피드백 과정에 의해 조직 성장을 제어합니다. 이러한 복잡한 성장 과정을 이해하려면 선택한 시간에 유전적, 약리학적 또는 기타 개입에 의해 실험적으로 조작할 수 있고 이후에 효과를 분석할 수 있는 단일 개체에서 시간이 지남에 따라 전체 조직 또는 기관을 이미지화하는 것이 바람직합니다.

각 척추 동물 골격근은 정의 된 크기, 모양 및 기능을 가지고 있으며 뼈, 힘줄 및 신경과 같은 인접한 조직과의 잘 특성화 된 상호 작용을 가지고 있습니다. 일부 근육은 작고 피부 바로 아래에 있으므로 고해상도 이미징 연구에 적합합니다. 대부분의 장기와 마찬가지로 각 근육은 안정적인 성인 크기에 도달하기 전에 배아, 출생 후 및 청소년 생활 전반에 걸쳐 성장합니다. 그러나 근육은 또한 사용과 영양에 따라 성인 생활 동안 크기를 변화시키는 독특한 능력을 가지고 있습니다.¹⁸, 이 특성은 유기체 건강, 스포츠 성능 및 독립 생활에 큰 영향을 미칩니다. 노년기의 근육량과 기능 상실, 근육 감소증은 고령화 인구 ^19,20,21에 직면 한 사회에 대한 관심이 증가하는 문제입니다.

우리와 다른 사람들은 조직 성장, 유지 및 복구를 관찰하고 조작 할 수있는 수백 개의 세포를 포함하는 분명히 닫힌 시스템으로서 제브라 피쉬 유충의 분절 반복 몸체에서 골격근 조직의 정의 된 블록의 성장에 초점을 맞추 었습니다 22,23,24,25,26. 일부 정량적 작업은 이전에 25,26,27,28,29,30,31,32,33,34,35로보고되었지만 시간이 지남에 따라 개별 척추 동물의 세포 세부 사항에서 근육 성장을 측정하는 상세하고 검증 된 방법은 없습니다. 여기에는 검증과 함께 이러한 반복 측정을 수행하는 방법에 대한 효율적인 프로토콜이 설명되며, 변경된 전기 활동에 대한 반응으로 비대 및 과형성 성장의 변화를 분석하는 데 사용되는 예가 제공됩니다.

프로토콜

설명 된 모든 연구는 1986 년 동물 (과학적 절차) 법 및 후속 수정에 따라 영국 내무부의 적절한 라이센스에 따라 기관 지침 및 적절한 라이센스에 따라 수행되었습니다. 배아/유충은 위장이 완료될 때까지 28.5°C에서 사육해야 하지만 발달 속도를 조절하기 위해 22-31°C에서 보관할 수 있습니다. 물고기는 실온에서 스캔하거나 자극할 수 있습니다.

1. 제브라 피쉬 유충 마취

1. 적합한 형광 리포터 성인 어류, 예컨대 Tg(Ola.Actb:Hsa.HRAS-EGFP)^vu119Tg 참조³⁶ 또는 Tg(α-actin:mCherry-CAAX)^pc22Tg 참조 37을 교차하고,³⁸에 기재된 바와 같이 배아를 수집하였다.
2. 수정 후 2일(dpf)과 같은 선택 시 트리카인 함유 어류 배지(어류 물 또는 E3 배지)를 사용하여 배아를 간단히 마취하고 Leica MZ16F와 같은 형광 현미경으로 EGFP 또는 mCherry를 선별합니다. 배아가 많으면 신호가 가장 밝은 배아를 선택하십시오. 스크리닝 직후 배아를 정상 어류 배지로 되돌립니다.

2. 컨포칼 스캐닝을 위한 장착 물고기

1. 컨포칼 레이저 스캐닝 시스템과 레이저를 켜서 시스템이 30-60분 동안 안정화되도록 합니다.
   참고: 여기서는 20x/1.0W 수침 대물렌즈가 장착된 직립 재료 스탠드(작동 거리 향상)가 있는 Zeiss LSM 5 여자기 현미경을 사용했습니다.
2. 1% 저융점 아가로오스(LMA)를 준비하고 1.5mL 튜브에서 반복 사용을 위해 37°C 열 블록에 보관합니다. 열 충격을 방지하려면 열 블록에서 LMA 분취량을 제거하고 유충에 바르기 전에 설정 바로 위까지 식히고 분유의 온도를 평가할 때와 같이 피부에 대해 테스트하여 적절한 온도를 판단하십시오.
3. 장착 할 물고기를 선택하고 Tricaine (물고기 배지에서 0.6mM)으로 각 물고기를 일시적으로 마취하십시오.
4. 1% 아가로오스 층으로 코팅된 직경 60mm의 페트리 접시를 가져다가 해부 현미경 무대에 놓습니다.
5. 1mL 플라스틱 파스퇴르 피펫으로 유충을 60mm 코팅 페트리 접시에 옮기고 가능한 한 많은 전사 배지를 제거합니다. 그런 다음 파스퇴르 피펫을 사용하여 LMA를 물고기에 5-10방울 떨어뜨리고 LMA가 굳기 전에 집게(또는 불에 광택이 나는 미세 유리 바늘)로 측면 보기에서 수평으로 빠르게 배치합니다. 최적의 이미징을 위해서는 유충을 LMA의 상부 표면에 가깝게 배치하는 것이 바람직합니다.
   1. 또는 1mL 플라스틱 파스퇴르 피펫을 사용하여 가능한 한 적은 물고기 배지로 유충을 수집하고 유충을 냉각 된 LMA의 부분 표본으로 옮깁니다. 유충이 LMA로 완전히 둘러싸일 수 있도록 5초 동안 가라앉히십시오. 그런 다음 유충을 회수하여 LMA 한 방울에 담아 아가로스 코팅 페트리 접시에 옮깁니다. 위에서 설명한대로 유충의 방향을 빠르게 잡고 배치하십시오.
6. 유충의 전후 축과 배복부 축을 수평의 10° 이내로 향하게 합니다(아래 포인트 4.6의 '오류 및 수정' 참고 참조).
   1. 유충이 아가 로스 방울의 표면 근처에 수평으로 올바르게 장착되지 않은 경우 제거하고 다시 삽입하십시오. 유충은 초미세 1mL 플라스틱 파스퇴르 피펫을 사용하여 부드럽게 흡입하여 쉽게 회수할 수 있으며 LMA는 Kimwipes를 사용하여 부드럽게 제거할 수 있습니다. 연습은 장착 절차에서 정말 완벽합니다. 실제 실험에서 이것을 시도하기 전에 중요하지 않은 유충을 삽입하는 오후를 보내십시오.
      참고: 현미경 설계: 많은 실험실에서 커버슬립을 통한 이미징을 위해 도립 컨포칼 현미경을 사용합니다. 우리는 도립 현미경에서 관찰하기 위해 커버 슬립 아래 아가 로스에 보관 된 물고기를 반복적으로 매립하고 제거하면 직립 현미경으로 설명 된 절차보다 반복 스캐닝 중에 샘플이 더 많이 손실된다는 것을 발견했습니다. 이러한 이유로 가능한 경우 직립 시스템을 사용하는 것이 좋습니다. 그럼에도 불구하고 고품질 데이터의 핵심은 대물렌즈 및 스캔 매개변수의 적절한 선택과 사용이며, 여기서 논의하기에는 너무 큰 주제입니다.

3. 컨포칼 스캐닝

1. LMA가 설정되면 접시에 약 10mL의 트리카인 함유 생선 배지를 가득 채웁니다. 공초점 스택을 캡처하려는 경우 일부 아가로스 팽창이 발생하므로 스캔을 진행하기 전에 장착된 물고기를 최소 10분 동안 그대로 두십시오.
2. 샘플 접시를 공초점 시스템의 단계에로드하고 유충을 찾고 원하는 소마이트에 초점을 맞 춥니 다. Somite 17은 항문 통풍구 근처의 국소화가 용이하고 이미징이 쉽기 때문에 선택 될 수 있습니다. 앞쪽에서 체세포를 세어 확인하십시오.
   알림: 첫 번째 체절은 귀 뒤에 융합되어 있으며 앞쪽 경계가 없지만 줄무늬 근육 섬유가 있는 것을 쉽게 관찰할 수 있습니다.
3. 상단(즉, 피부 바로 위)과 하단(즉, 노토코드 바로 아래, 물고기가 약간 비뚤어진 상태로 장착되더라도 전체 소마이트를 포함하도록)을 정의하여 Z 스택을 캡처하는 것처럼 설정합니다. 왼쪽과 오른쪽 모두 원하는대로 캡처 할 수 있습니다. 이렇게 하면 모든 빠른 YZ 스캔이 원하는 영역을 캡처할 수 있습니다.
4. 다음과 같이 XY 이미지를 캡처합니다. 컨포칼 소프트웨어가 허용하는 대로 물고기에 대한 스캔 영역의 방향을 지정합니다. 보충 파일 1에 표시된 대로 필드 중앙에 체석이 있는 전후축이 이미지화된 X축과 평행하고 등쪽 축이 Y축에 평행하도록 물고기를 배치합니다. 수직 및 수평 근격과 함께 전체 에축 및 최면 소마이트 반쪽이 보이는 최상단 근종의 중간 레벨 평면에 초점을 맞추고 고해상도 XY 이미지를 캡처합니다. 이미지의 이름을 지정하고 저장하는 것을 잊지 마십시오.
5. 다음과 같이 하나 이상의 YZ 이미지를 캡처합니다. 대표 결과(아래)에서는 2슬라이스 방법과 4슬라이스 방법의 정확도를 비교합니다. 2슬라이스 접근 방식에서는 단일 XY 및 YZ 스캔이 사용됩니다. 4슬라이스 접근법에서는 3개의 YZ 스캔을 평균화하여 근종 부피를 보다 정확하게 추정합니다. 공초점 소프트웨어에서 필요한 경우 스캔 필드의 방향을 다시 지정합니다.
   1. 선택한 전후 위치에서 물고기의 전후 축에 수직 인 선택한 체절을 가로 질러 정확하게 등쪽에서 복부 선을 그립니다. Z 스택 라인 스캔을 수행합니다.
   2. YZa, YZm 및 YZp를 캡처하기 위해 선택한 근종을 따라 정의된 전후 위치에서 YZ 라인 스캔을 세 번 반복합니다. 대표적인 결과를 도 2A에 나타내었다. 이러한 이미지의 이름을 지정하고 관련 XY 이미지와 함께 저장합니다.
      참고 : YZ 평면 선택시 : 근종은 V 자형이며 성장 중에 형태가 바뀝니다. 4 슬라이스 방법으로 근종 17 부피의 가장 정확한 평가를 얻으려면 YZa를 근종의 앞쪽 끝에, YZp를 등쪽 및 복부 극단의 근종 뒤쪽 끝에, YZm을 YZa와 YZp 사이의 중간에 위치시킵니다. 체절이 균일하게 테이퍼된다고 가정하면 각 YZ 섹션의 측정 평균은 근종 전체를 나타냅니다. 2 슬라이스 방법의 경우, 단일 YZ 스캔은 관심 근종 (예 : YZm)의 전후 중심에 대략 해당하는 수평 근중격의 후단에 위치해야합니다. 또는 수평 근중격의 전방, 중간 및 후방에서 3개의 YZ 섹션 세트를 취할 수 있지만 아래 그림과 같이 이러한 측정은 근종 부피를 약간 과대 또는 과소 평가합니다(근종 테이퍼링으로 인해 각각 및 꼬리 체세포의 경우). 기본적으로 물고기와 실험 사이의 YZ 슬라이스 평면 위치의 일관성은 재현성의 핵심입니다.

4. 분석

1. myotome이 단계적으로 물고기를 따라 크기가 변하기 때문에 비교 연구에서 항상 동일한 somite로 작업하십시오.
2. 근원체 부피를 측정하고 계산하려면 컨포칼 소프트웨어(예: Zeiss ZEN 현미경 소프트웨어를 사용하여 만든 .lsm 파일) 또는 피지/ImageJ와 같은 오픈 소스 범용 이미지 분석 소프트웨어를 사용하십시오.
   참고: 파일 형식을 변경하는 경우 모든 소프트웨어가 독점 공초점 파일 형식을 올바르게 읽을 수 있는 것은 아니므로 Z-step 크기가 올바르게 전송되었는지 확인하십시오. 예를 들어 ZEN 라인 스캔 이미지를 피지로 가져오려면 먼저 파일/내보내기 명령을 사용하여 전체 해상도 이미지 창 - 단일 평면 형식에서 .tif로 내보낸 다음 피지로 가져옵니다. YZ scan.lsm은 피지에서 직접 열 수 있지만 Z 단계 크기의 잘못된 평가로 인해 결과 YZ 이미지는 일반적으로 Z 차원으로 압축됩니다.
3. 젠을 이용한 분석
   1. 먼저 ZEN에서 XY scan.lsm 파일을 엽니다. 그래픽 탭으로 이동하여 선 도구를 선택합니다. 근종 길이 전체에 걸쳐 있는 somite 17의 두 수직 근중격 사이에 선을 그립니다(물고기의 전후 축과 평행). M 상자를 선택하여 측정 값을 표시합니다(길이 = 89.71μm, 보충 파일 2 참조).
   2. YZ scan.lsm 파일을 엽니다. 그래픽 탭에서 닫힌 베지어 도구를 선택합니다. 근종의 둘레를 그립니다. 완료되면 M 상자를 선택하면 측정 값이 표시됩니다(면적 = 11980.01μm², 보충 파일 3 참조).
   3. 각 측정값의 값을 스프레드시트에 수동으로 기록합니다. 필요에 따라 CSA 측정값의 평균을 구합니다. 미오토메의 부피는 부피 = 근종 길이 x CSA, 즉 89.71 μm x 11980.01^μm2 = 1.075 x 10^{6 μm3}로서 계산될 수 있다.
4. 피지/이미지J를 사용한 분석
   1. 피지/이미지J에서 XY scan.lsm 파일을 엽니다. 피지에서 직접 열린 XY 이미지가 제대로 보정되었는지 확인하십시오.
   2. 아이콘에서 직선 도구를 선택합니다. 4.3.1단계에서 설명한 대로 소마이트(17)의 길이를 따라 선을 그립니다. 분석으로 이동하여 측정 파라미터를 설정한 다음 측정 설정...을 선택하고 영역 및 레이블 표시 상자를 선택합니다. 측정하려면 바로 가기 키 M을 누르거나 분석 메뉴로 이동하여 측정을 선택하기만 하면 됩니다. 결과 팝업 창에 모든 측정값이 나열됩니다(즉, 길이 = 90.023 μm, 보충 파일 4 참조). 결과는 .csv 형태로 저장하고 후속 분석을 위해 Microsoft Excel 또는 이와 유사한 형식으로 열 수 있습니다.
   3. YZ 영상에서 CSA를 측정하려면 4.2단계에 설명된 대로 .tif 형식으로 YZ 영상을 엽니다.
   4. YZ .tif 이미지는 내보낼 때 보정되지 않으므로 보정합니다. 보정을 위한 매개변수는 선택한 이미지의 정보로 이동하여 ZEN에서 얻을 수 있습니다: 스케일링 X(0.489μm) 및 스케일링 Z 값(0.890μm, 보충 파일 5 참조)을 기록합니다. 그런 다음 이미지가 피지에서 열려 있는 동안 이미지로 이동하여 속성...을 선택합니다. 픽셀 너비 및 픽셀 높이에 0.489μm, 복셀 깊이에 0.890μm를 입력합니다. YZ 이미지의 반복 측정이 예상되는 경우 보정을 보편적으로 적용하려면 Global 상자를 선택합니다(보충 파일 6 참조).
      알림: 모든 YZ 이미지가 동일한 스캔 매개 변수를 사용하여 캡처되었는지 확인하십시오. Fiji/ImageJ를 다시 시작하거나 새 보정 세트가 필요한 경우 보정 값을 수정합니다.
   5. 보정된 YZ 이미지의 CSA를 측정하려면 아이콘에서 폴리곤 선택 도구를 선택합니다. 소마이트의 둘레를 그리고 M 을 눌러 측정값을 표시합니다(면적 = 11980.395μm², 보충 파일 7 참조). 근종의 부피는 부피 = 근종 길이 x CSA, 즉 90.023 μm x 11980.395^μm2 = 1.079 x 10^{6 μm3}로서 계산될 수 있다.
   6. 다른 XY 및 YZ 영상에 대해서도 측정을 반복합니다. 일관성을 위해 실험 시리즈 내의 모든 측정에 동일한 소프트웨어를 사용하는 것이 좋습니다. 각 소프트웨어의 부피 추정치는 ZEN = 1.074 × 10 6 μm 3 및 Fiji / ImageJ = 1.079 × 10⁶ μm³과 같은 별개의 그리기 도구로 인해 유사하지만 동일하지는 않습니다. 두 시점 (즉, 3 내지 4 dpf) 사이의 근종의 성장은 다음과 같이 계산할 수 있다: (볼륨 4 dpf - 볼륨 3 _{dpf)/ 볼륨 3 dpf} × 100%.
      참고: 오류 및 수정 시. 장착하는 동안, 물고기는 요와 롤을 피하기 위해 가능한 한 수평에 가깝게 시상면 (즉, 전후 및 배복부 축)으로 향해야합니다. 이는 XY 스캔에서 측정된 근종 길이 L과 YZ 스캔에서 측정된 CSA 모두 비스듬한 전후방 장착으로 인해 물고기가 요(배복부 축을 중심으로 회전)를 보이는 경우 과대평가되기 때문입니다. 장착 중 피치나 롤은 섹션 3에 설명된 대로 스캔 후 측정에 영향을 미치지 않습니다. 그럼에도 불구하고 배측 회전 (롤)은 이미지 품질을 저하시킵니다. 간단한 삼각법은 최대 10°의 요가 부피 측정에서 3% 오차를 발생시킨다는 것을 보여주며, 측정된 L과 CSA는 각각 (cosq)^-1에 비례하여 증가하며, 여기서 q는 전후방 수평(요)에서 멀어지는 각도입니다. 15° 및 20° 끄면 각각 볼륨이 7% 및 13% 과대 평가됩니다.
      노토코드가 원통형이므로 YZ 스캔에 전체 노토코드를 포함하면 주 축과 보조 축의 방향과 크기에서 경사 각도와 정도를 계산하여 측정된 L 및 CSA를 수정하여 정확도를 최대화할 수 있습니다. 수정된 CSA = 측정된 CSA x 노토코드 단조축/노토코드 장축. 보정된 L = 현미경 Z 방향으로 측정된 L x 노토코드 단조축/노토코드 축.
      추가 고려 사항은 L의 추가 수정을 허용합니다. 근종이 자라면서 관상 동맥 평면 (배복부 축에 수직)에서 기울어 져 내측 근종이 외측 근종의 약간 앞쪽에 있습니다. 등쪽에서 볼 때, 왼쪽과 오른쪽의 수직 myosepta는 앞쪽을 가리키는 넓은 갈매기 모양입니다. 요가 낮으면 이 형태는 L의 측정에 영향을 미치지 않습니다. 그러나 요가 중요한 경우 삼각 보정이 어려워지고 더 나은 접근 방식은 전방 및 후방 수직 근중격이 수평 근중격에서 노토코드와 만나는 두 지점의 XYZ 좌표를 추정하여 True L을 직접 측정하는 것입니다. 간단한 삼각법을 사용하면 이러한 좌표에서 L = SQRT[(X 2 - X 1)2 + (Y 2 - Y 1)2 + (Z ₂ - Z₁)2]로 True L을 계산할 수 있습니다. 이 마지막 접근 방식의 약점은 a) 포인트 선택이 운영자에 따라 다를 수 있고 b) 선택한 포인트에 대한 시각적 기록이 유지되지 않는다는 것입니다. 이 고려 사항은 CSA 수정에 영향을 주지 않습니다.

5. 선택적인 방법: 근육 전기 활동을 제거하고 다시 소개하십시오

1. 자극 챔버를 만듭니다.
   1. 6 x 35mm 웰 플레이트를 가져 와서 좁은 납땜 인두를 사용하여 각 웰의 양쪽에 두 개의 작은 구멍 <(직경 5mm, 간격 1cm)을 만듭니다 (그림 1 참조).
      알림: 뜨거운 납땜 인두를 조심스럽게 다루고 증기 흡입을 피하기 위해 원하는 경우 흄 후드에서 작업하십시오.
   2. 각 우물의 구멍을 통해 한 쌍의 은색 또는 백금 와이어(~20cm 길이)를 끼웁니다(그림 1 참조). 재사용 가능한 접착 재료(예: BluTack)를 개구부 근처에 적용하여 와이어를 제자리에 유지하고 와이어 사이에 1cm 간격을 둘 수 있습니다(그림 1 참조).
2. 3dpf에서 물고기를 물고기 매체 제어, 비활성 및 비활성 + Stim의 세 가지 조건으로 나눕니다.
   1. 비활성 및 비활성 + Stim 그룹의 경우 수정 후 72 시간 (hpf)에 유충을 트리 카인 (0.6mM)으로 마취합니다.
      참고: 참고자료³⁸에 따라 트리카인 스톡의 냉동 분취량을 해동하고 희석합니다(40μL/mL 어류 배지, 최종 농도 0.6mM까지). 일부 물고기는 고용량을 섭취할 수 있으므로 물고기가 들어 있는 물에 트리카인을 직접 첨가하지 마십시오. 트리카인 스톡은 한 달 이내에 사용해야 하며 절대 다시 냉동해서는 안 됩니다.
   2. 물고기 매체 제어 물고기의 경우 마취되지 않은 상태로 두십시오.
3. 트리카인 노출 후 선택한 시간(즉, 80hpf에서)에 자극을 위해 비활성+자극 그룹을 준비합니다.
   1. 2% 아가로오스 60mL(어류 배지 60mL에 아가로스 분말 1.2g)를 준비하고 전자레인지를 사용하여 완전히 녹이고 식힌 다음 트리카인을 넣고 자극 챔버의 각 웰에 4mL를 붓습니다(그림 1).
   2. 즉시 전극 사이에 맞춤형 4웰 빗을 추가합니다(원하는 치수의 플라스틱(예: 폴리프로필렌)을 잘라내고 Superglue를 사용하여 서로 접착하여 생성됨, 그림 1 참조). 젤이 굳을 때까지 10분 동안 기다립니다. 빗을 조심스럽게 제거하여 4 개의 직사각형 우물을 만듭니다.
   3. 각 웰을 트리카인 물로 채우고 전후 축이 전극에 수직이되도록 마이크로 피펫을 사용하여 각 웰에 마취 된 단일 Inactive + Stim 유충을 배치합니다 ( 그림 1 참조).
   4. 해부 형광 현미경으로 각 물고기가 챔버의 각 웰 내에서 완전히 마취되었는지 확인하십시오.
4. 챔버의 한쪽에 있는 각 전극에 연결된 악어 클립을 사용하여 극성 컨트롤러를 통해 조정 가능한 전기생리학적 패턴 생성 자극기를 챔버에 연결합니다( 그림 1 참조).
   알림: 극성 컨트롤러는 전극의 전기 분해 및 부식을 방지하기 위해 5초마다 극성을 반전시키는 데 사용됩니다.
5. 물고기를 자극하십시오. 예를 들어, 200, 20V 펄스, 0.5ms 펄스 지속 시간 및 4.5ms 펄스 분리가있는 1s는 5 초마다 한 번씩 효과적인 반복 파상풍 수축 저항 영역을 제공합니다.
6. 현미경으로 정기적으로 확인하여 물고기가 자극되고 있는지 확인하십시오. 전기 자극의 예는 5초마다 한 번씩 가시적인 양측 수축과 약간의 움직임을 유도해야 합니다.
7. 저항/높은 힘 정권의 경우, 물고기를 5분 동안 고주파로 자극하여 3회 시합하고 각 시합은 5분의 휴식으로 분리합니다.
   알림: 챔버의 한쪽에 있는 물고기가 쉬고 있는 동안 악어 클립을 챔버의 다른 쪽에 있는 전극 쌍에 연결하고 추가 물고기를 자극할 수 있습니다.
8. 자극 후 플라스틱 피펫으로 부드럽게 씻어내어 각 우물에서 물고기를 조심스럽게 제거하고 신선한 트리카인이 함유 된 생선 배지에서 인큐베이터로 돌아갑니다.
9. 챔버 내에서 트리카인 물을 붓고 집게를 사용하여 각 우물에서 아가 로스를 자르고 제거합니다. 우물을 수돗물로 헹구고 말리십시오.
   알림: 은선 전극을 사용하는 경우 자극 실험 후 때때로 산화은이 와이어 표면에 축적될 수 있습니다. 산화은은 은보다 전도성이 낮기 때문에 재현성을 유지하려면 설정을 다시 사용하기 전에 Kimwipes를 사용하여 와이어에서 산화은을 조심스럽게 문지릅니다.

결과

빠르고 정확한 소마이트 부피 측정
제브라 피쉬 유충의 근육 성장을 신속하게 측정 할 수있는 샘플 준비, 데이터 수집 및 체적 분석 방법이 설명됩니다. 근육 크기는 세포막 표적 GFP(β-액틴:HRAS-EGFP ) 또는 엠체리(α-액틴:mCherry-CAAX )가 있는 원형질막에 라벨이 부착된 물고기를 사용하여 살아있는 동물에서 측정할 수 있습니다. 유충은 트리카인을 사용하여 일시적으로 마...

토론

여기에서 우리는 색소 침착이 영상에 큰 방해가되지 않고 일시적인 마취 및 / 또는 고정이 잘 견딜 수있는 단계 또는 유전 적 변이에서 살아있는 제브라 피쉬 유충의 근육량을 정확하고 효율적으로 추정하는 방법을보고합니다. 우리는 레이저 스캐닝 컨포칼 현미경을 사용했지만 설명된 접근 방식은 스피닝 디스크 컨포칼 또는 라이트 시트 현미경 및 별개의 초점면에서 이미지 스택을 생성하는 다...

자료

Name	Company	Catalog Number	Comments
Adhesive, Blu Tack	Bostik	-	-
Aerosol vacuum	-	-	-
Agarose	Sigma-Aldrich	A9539	-
Agarose, low gelling temperature	Sigma-Aldrich	A9414	Once melted, keep at 37oC in a block heater to remain in liquid form for repeated use.
Block heater	Cole-Parmer	SBH130	-
BODIPY FL C5-ceramide	Thermo Scientific	D3521	To be diluted in fish water and used at 5 µM for overnight incubation.
Crocodile clips and wires	-	-	-
Fiji/imageJ	National Institutes of Health, NIH	-	-
Fish medium, Fish water	-	-	Circulating system water collected from the fish facility.
Fish medium, E3 medium	-	-	E3 is described in The Zebrafish Book. http://zfin.org (5 mM NaCl, 0.17 mM KCl, 0.33 mM CaCl2, and 0.33 mM MgSO4 in distilled water).
Fluorescence microscope	Leica	Leica MZ16F	Fluorescence microscope of other kind are also expected to be suitable.
Glass needle	World Precision Instruments, Inc.	1B100-6	To be fire-polished to prevent damage of the embryos during manipulation.
Grass stimulator	Grass Instruments	S88	Stimulators of other kind are also expected to be suitable.
Kimwipes, Delicate Task Wipers	Kimberly-Clark Professional	13258179	-
Laser scanning microscope (LSM)	Zeiss	Zeiss LSM 5 Exciter Zeiss LSM 880	LSM of other kind are also expected to be suitable.
Nunc Cell-Culture Treated, 6-well plate	Thermo Scientific	140675	-
Objective, 20×/1.0W water immersion	Zeiss	-	-
Pasteur Pipette, Graduated 1 mL	Starlab Group	E1414-0100	-
Pasteur Pipette, Micro Fine Tip 1 mL	Starlab Group	E1414-1100	-
Petri dish, 60 mm	Sigma-Aldrich	P5481	-
Plasmid, CMV-Cerulean	Christina L. Hammond (University of Bristol)		pCS2+_cerulean_kanR plasmid injected at 25-75 pg at one-cell stage.  Citation: Bussman J, and Schulte-Merker S. (2011) Development 138:4327-4332. doi: 10.1242/dev.068080.
Plasmid, pCS-mCherry-CAAX	Henry Roehl (University of Sheffield)	-	For in vitro transcription using the SP6 promoter (plasmids containing other membrane labelling markers can be used); synthesised capped mRNA to be injected at 100-200 pg at one-cell stage.
Pulse Controller	Hoefer Scientific Instruments	PC750	-
Soldering iron	-	-	-
Tricaine	Sigma-Aldrich	E10521	Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate/ MS-222; to be dissolved in fish water and used at 0.6 mM.
Volocity	Perkin Elmer/Quorum Technologies Inc	-	-
Watchmaker forceps, No. 5	-	-	-
Wire, Platinum	Goodfellow	PT005142/12	0.40 mm in diameter; an expensive alternative of silver.
Wire, Silver	Acros Organics	317730010	0.25 mm in diameter (a range of diameter i.e. 0.25-0.5 mm had been tested, which produced similar results).
Zebrafish, myog:H2B-mRFP	David M. Langenau (Massachusetts General Hospital; Harvard Stem Cell Institute)	-	ZFIN official name: Tg(myog:Hsa.HIST1H2BJ-mRFP), fb121Tg.  http://zfin.org/ZDB-ALT-160803-2  Citation: Tang Q, Moore JC, Ignatius MS, Tenente IM, Hayes MN, Garcia EG, Torres Yordán N, Bourque C, He S, Blackburn JS, Look AT, Houvras Y, Langenau DM. Imaging tumour cell heterogeneity following cell transplantation into optically clear immune-deficient zebrafish. Nat Commun. 2016 Jan 21;7:10358. doi: 10.1038/ncomms10358.
Zebrafish, α-actin:mCherry-CAAX	Peter D. Currrie (ARMI, Monash University)	-	ZFIN official name: Tg(actc1b:mCherry-CAAX), pc22Tg.  http://zfin.org/ZDB-ALT-150224-2 Citation: Berger J, Tarakci H, Berger S, Li M, Hall TE, Arner A, and Currie PD. Loss of Tropomodulin4 in the zebrafish mutant träge causes cytoplasmic rod formation and muscle weakness reminiscent of nemaline myopathy. Dis Model Mech. 2014 Dec;7(12):1407-15. doi: 10.1242/dmm.017376.
Zebrafish, β-actin:HRAS-EGFP	-	-	ZFIN official name: Tg(Ola.Actb:Hsa.HRAS-EGFP), vu119Tg. http://zfin.org/ZDB-ALT-061107-2  Citation: Cooper MS, Szeto DP, Sommers-Herivel G, Topczewski J, Solnica-Krezel L, Kang HC, Johnson I, and Kimelman D. Visualizing morphogenesis in transgenic zebrafish embryos using BODIPY TR methyl ester dye as a vital counterstain for GFP. Dev Dyn. 2005 Feb;232(2):359-68. doi: 10.1002/dvdy.20252.
ZEN software	Zeiss	-	-