Name: measurement of basal and forskolin-stimulated lipolysis in inguinal adipose fat pads
Uploaded: 2017-07-21T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 59 s
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이 작품은 보너스 번호 8P20 GM103432-12하에 NIH 일반 의학 연구소의 AHA Award No. 15BGIA23250030 및 BT 보조원 인 와이오밍 대학 (University of Wyoming Faculty Grant)에 의해 지원되었습니다.

모든 프로토콜은 와이오밍 대학교의 동물 관리 지침을 따릅니다. 1. 동물 주거 및 수유 참고 : 동물계 야생 동물 (C57BL / 6) (12 ~ 24 주령)은 기관 동물 관리 및 사용위원회 (IACUC) 승인 프로토콜에 따라 연구 동물 시설에서 자란다. <ol><li> 6 주부터 시작하여 4 마리의 그룹으로 된 쥐를 별도의 우리에 넣고 38 주까지 NCD 또는 HFD (+ 0.01 % CAP)의 수유 그룹에 무작위로 할당합니다. 참고 : CAP는 지방 조직 11 , 17 에서 발현되는 TRPV1 채널 단백질의 작용제입니다. 후드 내부의 믹서기에서 HFD와 CAP를 섞은 다음 혼합 된 혼합물을 작은 1 / 2 파티션이있는 트레이로 옮깁니다. 트레이를 -20 ° C의 냉동고 안에 보관하십시오. 24 시간 후 냉동실에서 HFD + CAP식이가 들어있는 트레이를 꺼내어 -20 &amp;사용하기 전까지 # 176; C 냉동고. </li><li> 지정된식이 요법과 물을 자유롭게 섭취 할 수있는 12 / 12-light / dark cycle의 기후 조절 환경 (22.8 ± 2.0 ° C, 45 - 50 % 습도)의 하우스 마우스. </li><li> 38 주가 끝날 때 사타구니 지방 조직을 해부하고 지방 분해 실험에 사용합니다 (2-7 절). </li></ol> 2. 실험용 마우스 준비 <ol><li> ketamine과 xylazine 혼합물 (각각 10 ㎎ / ㎏ 및 80 ㎎ / kg 체중)을 주사하여 쥐를 마취시킨다. 혼합물 0.01 mL / 마우스 10 g을 주입하십시오. </li><li> 단단한 발가락으로 깊은 마취를 확인하십시오. 페달 반사가 있으면 적어도 30 초 후에 마우스를 다시 테스트하십시오. </li><li> 마취 중 눈의 건조를 방지하기 위해 수의사 용 연고를 사용하십시오. 어떤 과정에서도 마우스를 방치하지 마십시오. </li><li> 케타민 및 자일 라진 혼합 주사 (각각 10 mg / kg 및 80 mg / kg 체중)의 높은 용량을 주입하여 마우스를 안락사하십시오.e (0.01 ml / 10 g 체중)로 자궁 경부 탈구를 시행 하였다. 참고 :이 안락사 방법은 와이오밍 대학교 IACUC의 승인을 받았습니다. </li></ol> 3. 사타구니 지방 지방 패드의 격리 <ol><li> 절차를 위해 왼쪽에 놓인 마우스 (NCD 또는 HFD (± CAP)를 32 주 동안 먹임)를 놓습니다. 참고 : 마우스를 왼쪽에 놓으면 왼쪽 forelimb와 왼쪽 hindlimb가 해부 플랫폼에 있고 오른쪽 forelimb와 오른쪽 hindlimb는 플랫폼에서 멀어집니다. </li><li> 약 2.5 mL의 70 % 에탄올에 담근 2 인치 2 거즈 패드로 피부 표면을 소독하십시오. 밑에있는 지방층을 드러내 기 위해 메스를 사용하여 피부를 2 - 3 mm 측면 절단하십시오. </li><li> 두 측면 incisions을 합치면 등면에 걸쳐 갈비뼈 케이지 바로 아래 메스를 사용하여 피부를 통해 1cm 잘라 내기 (마우스의 크기에 따라) 확인하십시오. </li><li> 피부 뚜껑을 조심스럽게 떼어서 껍질을 벗기십시오.살균 포셉을 사용하고 지방 패드를 절단하지 않고 그대로 피하 패드를 남겨주세요. 이것은 피부 아래에있는 뚱뚱한 패드입니다. </li><li> 가위를 사용하여 아래 근육과 근막에서 조심스럽게 지방 패드를 해부하십시오. 그것이 기본 근육에서 잘라 지방 패드를 당겨. 참고 : 뚱뚱한 패드의 무게와 크기는 쥐의 유형에 따라 다릅니다 (NCD 또는 HFD (± CAP) -fed). </li><li> 지방 제거 실험까지 실온 (~ 15 분)까지 인산 완충 식염수 (PBS)가 들어있는 페트리 접시에 핀셋을 사용하여 옮깁니다. </li><li> 3.2-3.6 단계에서 설명한대로 마우스의 오른쪽에서 지방 패드를 분리합니다. </li></ol> 4. 사타구니 지방으로부터의 기초 글리세롤 방출 <ol><li> 날카로운 가위로 약 20mg의 지방 조직을 5-8 개로 자릅니다. </li><li> 배양 배지 (2 % 지방산을 포함하는 Dulbecco의 수정 Eagel의 매체 (DMEM)의 200 μL에 사타구니 지방 패드의 절단 조각을 품어37 ℃, 5 % CO 2 및 95 % 습도에서 60 분 동안 무균 소 혈청 알부민 (BSA)으로 처리 하였다. <ol><li> 부화 배지를 수집하고 lipolysis 분석을 위해 -80 ° C에서 동결. 참고 : 잘라 조각은 지질 추출 후 단백질 농도의 결정에 사용됩니다. </li><li> 추출 용액 (클로로포름 : 메탄올 (2 : 1, v / v) 및 1 % 빙초산) 1 mL에 핀셋을 사용하여 잘라 낸 지방 조각을 옮기고 37 ℃에서 60 분 동안 항온 배양 한 후 100 ℃에서 격렬한 동요 rpm. 지방 추출 용액을 버린다. 참고 :이 단계는 절단 조각에서 지방을 추출합니다. 지방 추출 용액은 단백질 결정을 방해하므로 폐기하십시오. </li><li> 500 μL의 용해 용액 (0.1 % 나트륨 도데 실 설페이트가 포함 된 0.3 N NaOH; SDS)이 들어있는 살균 된 미세 튜브에 핀셋을 사용하여 (4.2.2 단계에서) 조직을 옮기고 55 ° C에서 밤새도록 배양합니다 (12 시간). 100 rpm에서. </li></ol></li><li> 조직 (단계 4.2.3) 표준으로서 18 bicinchoninic 산 (BCA) 시약 및 BSA를 사용하여 단백질 농도를 결정한다. </li><li> 얼음 냉동 매질 (단계 4.2)에 녹여 프로토콜 부 (6, 7) (6)에 기재된 바와 같이 자유 글리세롤 시약을 사용하여 매체의 글리세롤 함량을 결정한다. <ol><li> 글리세롤 표준 19을 사용하여 플로팅 된 표준 곡선에서 샘플의 글리세롤 농도를 외삽하고 20 분당 단백질 당 나노 몰 글리세롤로 지방 분해를 나타냅니다. </li></ol></li></ol> 5. FSK- 자극 된 지방 분해 <ol><li> 2 % 지방산이없는 BSA, 10 μM FSK 및 5 μM Triacsin C가 함유 된 200 μL DMEM에 NCD 또는 HFD (± CAP)가 투여 된 야생형 마우스에서 얻은 사타구니 지방 패드 (5 ~ 8 조각) 약 20 mg을 사전 인큐베이션 37 ℃ 5 % CO 2 및 95 % 습도에서 60 분. </strong&gt; <ol><li> 37 ° C, 5 % CO 2 및 95 % 습도에서 추가 60 분 동안 동일한 배지 및 부화로 핀셋을 사용하여 조직 조각을 전송합니다. lipolysis 분석 때까지 incubation 매체와 상점을 -80 ° C에서 수집하십시오. 참고 : 지방 분해의 자극은 지방산과 글리세롤의 빠른 방출을 15 분 이내에 일으키며, 처음 1 시간 동안 선형이며 이후 평지가됩니다. 자극 지질 분해 속도는 FSK 자극의 제 1 및 제 2 시간 사이에서 더 안정하기 때문에 이전에 한 바와 같이, 자극 된 상태에서이 프로토콜 측정 지질 분해 제 잠복기 다음. 따라서 실험 단계 (5.1 및 5.1.1)가 모두 필요합니다. </li></ol></li><li> 사타구니 지방 패드에서 지방을 추출하려면 추출 용액 (클로로포름 : 메탄올 (2) 1 mL)에 핀셋을 사용하여 단계 5.1의 사타구니 지방 패드 (NCD 또는 HFD (± CAP) : 1. v /v)와 1 % glacial acetic acid)에 넣고 100 rpm으로 격렬하게 흔들어 주면서 37 ℃에서 60 분간 배양한다. 추출 된 지방을 버립니다. </li><li> 100 μl에서 격렬하게 흔들어 55 ° C에서 하룻밤 (12 H) 품어과 용해 솔루션 (0.1 N SDS 함유) 용해 액 500 μL를 포함하는 멸균 microfuge 튜브에 핀셋을 사용하여 (단계 5.2에서) 조직을 전송합니다. </li><li> 단계 4.3 및 4.4에 각각 설명 된대로 조직의 단백질 농도와 글리세롤 함량을 결정합니다. </li></ol> 6. 유리 글리세롤 시약의 제조 <ol><li> 앰버 색 유리 병에 40mL의 탈 이온수에 글리세롤 시약 19 를 넣고 바이알에 마개를 놓고 10 번 뒤집어서 잘 섞는다. 흔들어서 섞지 마십시오. </li><li> 유리 병을 알루미늄 호일로 완전히 덮어서 빛으로부터 보호되는 냉장고 안에 4 ℃에서 보관하십시오. </li><li> 글리세롤 표준 준비 (섹션 7). </li&gt; </ol> 7. 글리세롤 표준의 제조 및 글리세롤 함량의 결정 <ol><li> 공급 된 물질 35 μL를 탈 이온수 65 μL로 희석하여 1 mM의 원료를 만드십시오. 참고 : 제조사가 공급 한 글리세롤 표준 원액은 2.8 mM 글리세롤입니다. </li><li> 1cm 길이의 일회용 메타 크릴 레이트 큐벳 5 개를 가져갑니다. 0, 1.25, 2.5, 5 및 10 nmol 표준으로 마커를 사용하여 큐벳에 라벨을 붙이십시오. </li><li> 각각의 표시된 cuvettes에 1mM 글리세롤 표준의 0, 1.25, 2.5, 5 및 10μL를 추가합니다. 탈 이온수로 각 큐벳의 부피를 10 μL로 만듭니다. </li><li> 신선한 500 - μL prelabel 원심 튜브에 탈 이온수 90 μL에 샘플 10 μL를 추가하여 모든 시료 (단계 4.4 또는 5.1.1에서)를 1에서 10 희석합니다. 묽게 한 견본의 10μL를 각각 견본 ID 수로 레테르를 붙인 cuvettes로 추가하십시오. </li><li> UV-VIS 분광 광도계를 켜고 물결을 설정합니다.길이는 540nm입니다. </li><li> 바이알 (단계 6.2)을 실온에서 15 분간 유지하여 유리 글리세롤 시약을 실온으로 가온시킨다. </li><li> 일련의 표지 된 큐벳을 빈 &quot;0&quot;nmol 표준 (7.3 단계), 표준 (7.3 단계) 및 시료 (7.4 단계)로 설정하십시오. </li><li> 표준 및 시료 각각 10 μL를 해당 레이블이 표시된 큐벳에 넣으십시오. &quot;0&quot;nmol 표준을 공란으로 사용하십시오. </li><li> 1 ML 피펫을 사용하여 글리세롤 표준을 포함하는 각 큐벳에 무료 글리세롤 시약 0.8 ML을 추가합니다. </li><li> 큐벳을 1.5 cm 정사각형 플라스틱 파라핀 필름으로 덮고 큐벳을 3 회 뒤집어 내용물을 혼합하고 실온에서 10 분간 정치합니다. </li><li> UV-VIS 분광 광도계에 큐벳을 놓고 흡광도 (540 nm 파장)를 기록합니다. </li><li> X 축의 기준 농도 (nmol)와 Y 축의 기록 흡광도를 사용하여 표준 곡선을 플롯합니다. </li><li> gl 농도를 계산하십시오.(7.12)에서 플롯 한 표준 곡선을 사용하여 외삽 법에 의해 샘플 (nmol)에서 결정 하였다. </li><li> 희석 배수 10 (단계 7.4 참조) 및 20 (총량)으로 시료 농도 (nmol / cuvette)를 곱합니다. </li><li> BCA 방법으로 계산 된 단백질 mg에 의해 각 시료 (단계 7.13)의 글리세롤 농도를 나눕니다. 참고 : 사타구니 지방 패드 샘플은 60 분 incubated 때문에, 글리세롤 / mg 단백질 / h의 nmol로 결과를 나타냅니다. </li></ol>

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	<li>Schweiger, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measurement+of+lipolysis.">Measurement of lipolysis.</a> Methods Enzymol. 538, 171-193 (2014).</li><li>Coelho, M., Oliveira, T., Fernandes, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biochemistry+of+adipose+tissue:+an+endocrine+organ.">Biochemistry of adipose tissue: an endocrine organ.</a> Arch Med Sci. 9 (2), 191-200 (2013).</li><li>Richard, D., Picard, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brown+fat+biology+and+thermogenesis.">Brown fat biology and thermogenesis.</a> Front Biosci (Landmark Ed). 16, 1233-1260 (2011).</li><li>Barquissau, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=White-to-brite+conversion+in+human+adipocytes+promotes+metabolic+reprogramming+towards+fatty+acid+anabolic+and+catabolic+pathways.">White-to-brite conversion in human adipocytes promotes metabolic reprogramming towards fatty acid anabolic and catabolic pathways.</a> Mol Metab. 5 (5), 352-365 (2016).</li><li>Rodriguez, A., Ezquerro, S., Mendez-Gimenez, L., Becerril, S., Fruhbeck, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revisiting+the+adipocyte:+a+model+for+integration+of+cytokine+signaling+in+the+regulation+of+energy+metabolism.">Revisiting the adipocyte: a model for integration of cytokine signaling in the regulation of energy metabolism.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 309 (8), E691-E714 (2015).</li><li>Giordano, A., Smorlesi, A., Frontini, A., Barbatelli, G., Cinti, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=White,+brown+and+pink+adipocytes:+the+extraordinary+plasticity+of+the+adipose+organ.">White, brown and pink adipocytes: the extraordinary plasticity of the adipose organ.</a> Eur J Endocrinol. 170 (5), R159-R171 (2014).</li><li>Langin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adipose+tissue+lipolysis+as+a+metabolic+pathway+to+define+pharmacological+strategies+against+obesity+and+the+metabolic+syndrome.">Adipose tissue lipolysis as a metabolic pathway to define pharmacological strategies against obesity and the metabolic syndrome.</a> Pharmacol Res. 53 (6), 482-491 (2006).</li><li>Zimmermann, R., Lass, A., Haemmerle, G., Zechner, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fate+of+fat:+the+role+of+adipose+triglyceride+lipase+in+lipolysis.">Fate of fat: the role of adipose triglyceride lipase in lipolysis.</a> Biochim Biophys Acta. 1791 (6), 494-500 (2009).</li><li>Miyoshi, H., Perfield, J. W., Obin, M. S., Greenberg, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adipose+triglyceride+lipase+regulates+basal+lipolysis+and+lipid+droplet+size+in+adipocytes.">Adipose triglyceride lipase regulates basal lipolysis and lipid droplet size in adipocytes.</a> J Cell Biochem. 105 (6), 1430-1436 (2008).</li><li>Kolditz, C. I., Langin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adipose+tissue+lipolysis.">Adipose tissue lipolysis.</a> Curr Opin Clin Nutr Metab Care. 13 (4), 377-381 (2010).</li><li>Baskaran, P., Krishnan, V., Ren, J., Thyagarajan, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capsaicin+induces+browning+of+white+adipose+tissue+and+counters+obesity+by+activating+TRPV1+channel-dependent+mechanisms.">Capsaicin induces browning of white adipose tissue and counters obesity by activating TRPV1 channel-dependent mechanisms.</a> Br J Pharmacol. 173 (15), 2369-2389 (2016).</li><li>Yang, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+TRPV1+by+dietary+capsaicin+improves+endothelium-dependent+vasorelaxation+and+prevents+hypertension.">Activation of TRPV1 by dietary capsaicin improves endothelium-dependent vasorelaxation and prevents hypertension.</a> Cell Metab. 12 (2), 130-141 (2010).</li><li>Ding, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reduced+lipolysis+response+to+adipose+afferent+reflex+involved+in+impaired+activation+of+adrenoceptor-cAMP-PKA-hormone+sensitive+lipase+pathway+in+obesity.">Reduced lipolysis response to adipose afferent reflex involved in impaired activation of adrenoceptor-cAMP-PKA-hormone sensitive lipase pathway in obesity.</a> Sci Rep. 6, 34374 (2016).</li><li>Ohyama, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+combination+of+exercise+and+capsinoid+supplementation+additively+suppresses+diet-induced+obesity+by+increasing+energy+expenditure+in+mice.">A combination of exercise and capsinoid supplementation additively suppresses diet-induced obesity by increasing energy expenditure in mice.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 308 (4), E315-E323 (2015).</li><li>Beylot, M., Martin, C., Beaufrere, B., Riou, J. P., Mornex, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determination+of+steady+state+and+nonsteady-state+glycerol+kinetics+in+humans+using+deuterium-labeled+tracer.">Determination of steady state and nonsteady-state glycerol kinetics in humans using deuterium-labeled tracer.</a> J Lipid Res. 28 (4), 414-422 (1987).</li><li>Gilker, C. D., Pesola, G. R., Matthews, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mass+spectrometric+method+for+measuring+glycerol+levels+and+enrichments+in+plasma+using+13C+and+2H+stable+isotopic+tracers.">A mass spectrometric method for measuring glycerol levels and enrichments in plasma using 13C and 2H stable isotopic tracers.</a> Anal Biochem. 205 (1), 172-178 (1992).</li><li>Baskaran, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TRPV1+activation+counters+diet-induced+obesity+through+sirtuin-1+activation+and+PRDM-16+deacetylation+in+brown+adipose+tissue.">TRPV1 activation counters diet-induced obesity through sirtuin-1 activation and PRDM-16 deacetylation in brown adipose tissue.</a> Int J Obes (Lond). , (2017).</li><li>Smith, N. C., Fairbridge, N. A., Pallegar, N. K., Christian, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+upregulation+of+CD24+in+pre-adipocytes+promotes+adipogenesis.">Dynamic upregulation of CD24 in pre-adipocytes promotes adipogenesis.</a> Adipocyte. 4 (2), 89-100 (2015).</li><li>Schweiger, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measurement+of+lipolysis.">Measurement of lipolysis.</a> Methods Enzymol. 538, 171-193 (2014).</li><li>Duncan, R. E., Ahmadian, M., Jaworski, K., Sarkadi-Nagy, E., Sul, H. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+lipolysis+in+adipocytes.">Regulation of lipolysis in adipocytes.</a> Annu Rev Nutr. 27, 79-101 (2007).</li><li>Ahmadian, M., Duncan, R. E., Sul, H. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+skinny+on+fat:+lipolysis+and+fatty+acid+utilization+in+adipocytes.">The skinny on fat: lipolysis and fatty acid utilization in adipocytes.</a> Trends Endocrinol Metab. 20 (9), 424-428 (2009).</li><li>Jaworski, K., Sarkadi-Nagy, E., Duncan, R. E., Ahmadian, M., Sul, H. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+triglyceride+metabolism.+IV.+Hormonal+regulation+of+lipolysis+in+adipose+tissue.">Regulation of triglyceride metabolism. IV. Hormonal regulation of lipolysis in adipose tissue.</a> Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 293 (1), G1-G4 (2007).</li><li>Jeppesen, J., Kiens, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+and+limitations+to+fatty+acid+oxidation+during+exercise.">Regulation and limitations to fatty acid oxidation during exercise.</a> J Physiol. 590 (5), 1059-1068 (2012).</li><li>Nakamura, M. T., Yudell, B. E., Loor, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+energy+metabolism+by+long-chain+fatty+acids.">Regulation of energy metabolism by long-chain fatty acids.</a> Prog Lipid Res. 53, 124-144 (2014).</li><li>Murray, A. J., Panagia, M., Hauton, D., Gibbons, G. F., Clarke, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasma+free+fatty+acids+and+peroxisome+proliferator-activated+receptor+alpha+in+the+control+of+myocardial+uncoupling+protein+levels.">Plasma free fatty acids and peroxisome proliferator-activated receptor alpha in the control of myocardial uncoupling protein levels.</a> Diabetes. 54 (12), 3496-3502 (2005).</li><li>Barbera, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peroxisome+proliferator-activated+receptor+alpha+activates+transcription+of+the+brown+fat+uncoupling+protein-1+gene.+A+link+between+regulation+of+the+thermogenic+and+lipid+oxidation+pathways+in+the+brown+fat+cell.">Peroxisome proliferator-activated receptor alpha activates transcription of the brown fat uncoupling protein-1 gene. A link between regulation of the thermogenic and lipid oxidation pathways in the brown fat cell.</a> J Biol Chem. 276 (2), 1486-1493 (2001).</li><li>Leung, F. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capsaicin+as+an+anti-obesity+drug.">Capsaicin as an anti-obesity drug.</a> Prog Drug Res. 68, 171-179 (2014).</li><li>Hursel, R., Westerterp-Plantenga, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thermogenic+ingredients+and+body+weight+regulation.">Thermogenic ingredients and body weight regulation.</a> Int J Obes (Lond). 34 (4), 659-669 (2010).</li><li>Kang, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dietary+capsaicin+reduces+obesity-induced+insulin+resistance+and+hepatic+steatosis+in+obese+mice+fed+a+high-fat+diet.">Dietary capsaicin reduces obesity-induced insulin resistance and hepatic steatosis in obese mice fed a high-fat diet.</a> Obesity (Silver Spring). 18 (4), 780-787 (2010).</li><li>Winkler, B., Steele, R., Altszuler, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Relationship+of+glycerol+uptake+to+plasma+glycerol+concentration+in+the+normal+dog.">Relationship of glycerol uptake to plasma glycerol concentration in the normal dog.</a> Am J Physiol. 216 (1), 191-196 (1969).</li><li>Dugan, C. E., Cawthorn, W. P., MacDougald, O. A., Kennedy, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiplexed+microfluidic+enzyme+assays+for+simultaneous+detection+of+lipolysis+products+from+adipocytes.">Multiplexed microfluidic enzyme assays for simultaneous detection of lipolysis products from adipocytes.</a> Anal Bioanal Chem. 406 (20), 4851-4859 (2014).</li></ol>

저자는 공개 할 것이 없습니다.

글리세롤과 지방산으로의 TGL 분해 과정은 기저 지방 분해 동안 ATGL 9에 의해 촉매되고 자극 된 지방 분해 동안 아데 닐릴 사이 클라 제 / PKA 의존 경로의 활성화를 포함하는 단백질 어레이에 의해 조율된다 21 , 22 , 23 . 지방 분해의 향상은 교통 및 에너지 사용량 24 지방산의 혈장 수준을 증가?...

지방 조직은 에너지를 지방 2 로 저장하고 지방산 산화는 열 생성 3 , 4에 필요합니다. 다이어트를 통해 섭취 된 지방산은 아포 단백질과 함께 키로 마이크론으로 포장되어 혈액 순환을 통해 신체의 다른 조직으로 전달됩니다. 신체의 대부분의 세포가 에너지를 저장하지만, 지방 조직은 과도한 에너지를 지방으로 저장합니다 5 , 6 . 지방 조직에서 지방 분해는 복잡한 프로세스에 의해 규제되고 지방 분해의 분자 세부 사항은 아직 7 모호한 남아있다. 지방 분해는 지방 조직에 저장된 트리글리 세라이드 (TGL)를 가수 분해하여 효소 지방 트리글리세리드 리파아제 (ATGL) 8에 의해 글리세롤 및 지방산 (FA)을 생산하는 과정입니다. 기저 및 자극 된 지방 분해의 변형은 비만의 특징입니다. The basal lipolysis는 TGL을 diacylglycerol (DAG)로 전환시키는 ATGL 활성화 9에 의해 조절되며,이어서 DAG가 monoacyl glycerol (MAG)로 가수 분해됩니다. adenylyl cyclase 를 통한 호르몬 민감성 lipase (HSL)의 활성화는 cyclic adenosine monophosphate (cAMP) 의존성 protein kinase A (PKA) 자극을 활성화시키고 지방 분해를 일으킨다. 따라서, 지방 분해, 기초 및 자극의 측정은이 과정에 관여하는 단백질의 활성을 분석하는 데 중요합니다. 또한, lipolysis의 분자 조절을 풀어 비만 10 새로운 치료 전략을 개발하는 것이 유리할 수 있습니다. 지방 분해와 지방산 산화를 자극하는 분자는 저장소에 저장된 지방을 감소시키는 잠재적 인 후보이므로, 재현성에 대한 견고한 분석을 이용하는 것이 중요합니다. 이전에 발표 된 데이터는 CAP에 의해 백색 지방 조직에서 발현 된 TRPV1 단백질의 활성화가 기저부 강화및 사타구니 지방 패드에 FSK (adenylyl cyclase 활성제) 자극 lipolysis 11 . 이전의 연구는 또한 CAP에 의한 TRPV1의 장기간 활성화가 PKA 12를 활성화 시킨다는 것을 제안한다. PKA의 활성화가 lipolysis 13 , 14를 자극하기 때문에 NBC 또는 HFD (± CAP)가 투여 된 사료에서 32 주 후에 각 사료를 먹인 사타구니 지방 패드에서 기초 및 PKA 의존성 지방 분해를 측정 한 결과 TRPV1 지방 분해의 활성화. 이 기사는 기저 및 자극 지방 분해를 결정하는 효율적인 방법을 설명합니다. 글리세롤 지루한 고성능 액체 크로마토 그래피 측정 또는 (15, 16)를 사용할 수있는 용 기체 크로마토 그래피 / 질량 분석기의 방사성 동위 원소를 이용하는 다른 방법이 있지만,이 방법은 더 직접적 간단하고 비용 효율적인 제공지방 조직에서의 지방 분해를 측정하는 기술.

<table><tbody><tr><td>Capsaicin</td><td>Sigma, USA</td><td>M2028</td><td>TRPV1 agonist</td></tr><tr><td>Forskolin</td><td>Sigma, USA</td><td>F6886</td><td>Adenylyl cyclase activator</td></tr><tr><td>DMEM</td><td>GE healthcare and life sciences, UT, USA</td><td>SH30081.01</td><td></td></tr><tr><td>High fat diet</td><td>Research diets, New Brunswick, USA</td><td>D12492</td><td>Abbreviated as HFD</td></tr><tr><td>Tris</td><td>Amresco, USA</td><td>O497</td><td></td></tr><tr><td>Sodium chloride</td><td>Thermofisher Scientific</td><td>BP358-212</td><td></td></tr><tr><td>Sodium deoxycholate</td><td>Sigma, USA</td><td>D6750</td><td></td></tr><tr><td>Dithiothreitol</td><td>Sigma, USA</td><td>D9163</td><td></td></tr><tr><td>Sodium orthovanadate</td><td>Sigma, USA</td><td>S6508</td><td></td></tr><tr><td>Protease inhibitor cocktail</td><td>Sigma, USA</td><td>P8340</td><td></td></tr><tr><td>Free Glycerol reagent</td><td>Sigma USA</td><td>F6428</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma, USA</td><td>D8779</td><td></td></tr><tr><td>Triacsin C</td><td>Sigma, USA</td><td>T4540</td><td>Acyl CoA transferase inhibitor</td></tr><tr><td>Bovine serum albumin</td><td>Sigma, USA</td><td>A7030</td><td></td></tr><tr><td>Chloroform</td><td>Sigma Aldrich</td><td>31998-8</td><td></td></tr><tr><td>Methanol</td><td>Thermofisher Scientific, USA</td><td>A412-1</td><td></td></tr><tr><td>Sodium hydroxide</td><td>Amresco, USA</td><td>O583</td><td></td></tr><tr><td>Sodium dodecyl sulfate</td><td>Sigma, USA</td><td>L3371</td><td></td></tr><tr><td>Bicinchoninic acid reagent</td><td>Sigma, USA</td><td>BCA1-1KT</td><td></td></tr><tr><td>UV-VIS Spectrophotometer</td><td>Pharmacia Biotech, NJ, USA</td><td>Ultrospec 2000</td><td></td></tr><tr><td>Normal chow diet</td><td>Labdiet.com</td><td>500I</td><td>abreviated as NCD</td></tr><tr><td>C57BL/6 mice</td><td>Jackson Laboratory, CT, USA</td><td>Stock number000664</td><td>wild type mice</td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Heathrow Scientific, USA</td><td>HS 234526A</td><td></td></tr><tr><td>Glycerol standard</td><td>Sigma, USA</td><td>G7793</td><td></td></tr></tbody></table>

measurement of basal and forskolin-stimulated lipolysis in inguinal adipose fat pads

지방 분해는 지방 조직에 트리글리 세라이드로 저장된 지질을 글리세롤과 지방산으로 가수 분해하는 과정입니다. 이 기사에서는 정상적인식이 요법 (NCD), 고지방식이 요법 (HFD) 또는 0.01을 포함하는 고지식식이 요법을받은 야생형 마우스에서 격리 된 사타구니 지방 패드에서 basal and forskolin (FSK) - 자극 된 지방 분해 측정 방법을 설명합니다 capsaicin (CAP; 일시적인 수용체 잠재 성 vanilloid subfamily 1 (TRPV1) agonist)을 32 주간 투여 하였다. 체외 지방 분해를 수행하기 위해 여기에 기술 된 방법은 Schweiger et al. 1 UV-Visible (UV / Vis) 분광 광도계로 글리세롤 농도를 측정하기위한 상세한 프로토콜을 제시합니다. 여기에 설명 된 방법은 일관된 결과를 얻기 위해 지질 분해 측정을 위해 사타구니 지방 패드를 성공적으로 분리하는 데 사용할 수 있습니다. 사타구니 지방 패드에 설명 된 프로토콜을 다른 조직에서 지방 분해를 측정하기 위해 쉽게 확장 할 수 있습니다.

기초 및 자극 lipolysis에 대한 CAP의 효과를 평가하기 위해,이 연구는 NCD 또는 HFD (± CAP)가 투여 된 야생형 마우스로부터 격리 된 사타구니 지방 지방 패드에서 지방 분해를 측정했습니다. 사타구니 지방 패드에 대한 기초 및 FSK 자극 lipolysis에 대한 대표 결과는 표 1 에 나와 있습니다. 아실 CoA 신테 타제를 억제하고 TGL의 재생을 방지하는 Triacsin C의 ?...

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Measurement of Basal and Forskolin-stimulated Lipolysis in Inguinal Adipose Fat Pads

이 프로토콜은 일반식이 다이어트 (NCD) 또는 고지 방식 (HFD) ± 캡사이신 야생 동물 먹이에서 얻은 사타구니 지방 패드에서 기초 및 forskolin - 자극 lipolysis를 결정하는 방법을 설명합니다. 지방 분해 지수는 사타구니 지방 지방 패드에서 글리세롤 방출을 측정했습니다.

사타구니 지방 지방 패드에서 기저 및 포스 콜린 자극 된 지방 분해의 측정

Lipolysis is a process by which the lipid stored as triglycerides in adipose tissues are hydrolyzed into glycerol and fatty acids. This article describes ...

measurement-basal-forskolin-stimulated-lipolysis-inguinal-adipose-fat

Research

JoVE Journal

Biochemistry

9.6K 조회수.  University of Wyoming.  이 프로토콜은 일반식이 다이어트 (NCD) 또는 고지 방식 (HFD) ± 캡사이신 야생 동물 먹이에서 얻은 사타구니 지방 패드에서 기초 및 forskolin - 자극 lipolysis를 결정하는 방법을 설명합니다. 지방 분해 지수는 사타구니 지방 지방 패드에서 글리세롤 방출을 측정했습니다. 

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Mechanism of Regulation of Adipocyte Numbers in Adult Organisms Through Differentiation and Apoptosis Homeostasis

Considering that adipose tissue (AT) is an endocrine organ, it can influence whole body metabolism. Excessive energy storage leads to the dysregulation of adipocytes, which in turn induces abnormal secretion of adipokines, triggering metabolic syndromes such as obesity, dyslipidemia, hyperglycemia, hyperinsulinemia, insulin resistance and type 2 diabetes. Therefore, investigating the molecular mechanisms behind adipocyte dysregulation could help to develop novel therapeutic strategies. Our protocol describes methods for evaluating the molecular mechanism affected by hypoxic conditions of the AT, which correlates with adipocyte apoptosis in adult mice. This protocol describes how to analyze AT in vivo through gene expression profiling as well as histological analysis of adipocyte differentiation, proliferation and apoptosis during hypoxia exposure, ascertained through staining of hypoxic cells or HIF-1&#945; protein. Furthermore, in vitro analysis of adipocyte differentiation and its responses to various stimuli completes the characterization of the molecular pathways behind possible adipocyte dysfunction leading to metabolic syndromes.

Adipose tissue (AT) can influence whole body homeostasis, therefore understanding the molecular mechanisms of adipocyte differentiation and function is of importance. We provide a protocol for gaining new insights into these processes by analyzing adipocyte homeostasis, differentiation and hypoxia exposure as a model for induced adipocyte apoptosis.

분화 및 세포 사멸 항상성을 통해 성인 유기체에있는 지방 세포의 숫자의 규제의 메커니즘

Considering that adipose tissue (AT) is an endocrine organ, it can influence whole body metabolism. Excessive energy storage leads to the dysregulation of ...

연구

발생학

A Microphysiologic Platform for Human Fat: Sandwiched White Adipose Tissue

White adipose tissue (WAT) plays a crucial role in regulating weight and everyday health. Still, there are significant limitations to available primary culture models, all of which have failed to faithfully recapitulate the adipose microenvironment or extend WAT viability beyond two weeks. The lack of a reliable primary culture model severely impedes research in WAT metabolism and drug development. To this end we have utilized NIH's standards of a microphysiologic system to develop a novel platform for WAT primary culture called 'SWAT' (sandwiched white adipose tissue). We overcome the natural buoyancy of adipocytes by sandwiching minced WAT clusters between sheets of adipose-derived stromal cells. In this construct, WAT samples are viable over eight weeks in culture. SWAT maintains the intact ECM, cell-to-cell contacts, and physical pressures of in vivo WAT conditions; additionally, SWAT maintains a robust transcriptional profile, sensitivity to exogenous chemical signaling, and whole tissue function. SWAT represents a simple, reproducible, and effective method of primary adipose culture. Potentially, it is a broadly applicable platform for research in WAT physiology, pathophysiology, metabolism, and pharmaceutical development.

White adipose tissue (WAT) has critical deficiencies in its current primary culture models, hindering pharmacological development and metabolic studies. Here, we present a protocol to produce an adipose microphysiological system by sandwiching WAT between sheets of stromal cells. This construct provides a stable and adaptable platform for primary WAT culture.

인간 지방 Microphysiologic 플랫폼: 백색 지방 조직에 끼여

White adipose tissue (WAT) plays a crucial role in regulating weight and everyday health.  Still, there are significant limitations to available primary ...

행동분석학

Localization, Identification, and Excision of Murine Adipose Depots

Obesity has increased dramatically in the last few decades and affects over one third of the adult US population. The economic effect of obesity in 2005 reached a staggering sum of $190.2 billion in direct medical costs alone. Obesity is a major risk factor for a wide host of diseases. Historically, little was known regarding adipose and its major and essential functions in the body. Brown and white adipose are the two main types of adipose but current literature has identified a new type of fat called brite or beige adipose. Research has shown that adipose depots have specific metabolic profiles and certain depots allow for a propensity for obesity and other related disorders. The goal of this protocol is to provide researchers the capacity to identify and excise adipose depots that will allow for the analysis of different factorial effects on adipose; as well as the beneficial or detrimental role adipose plays in disease and overall health. Isolation and excision of adipose depots allows investigators to look at gross morphological changes as well as histological changes. The adipose isolated can also be used for molecular studies to evaluate transcriptional and translational change or for in vitro experimentation to discover targets of interest and mechanisms of action. This technique is superior to other published techniques due to the design allowing for isolation of multiple depots with simplicity and minimal contamination.

Due to the drastic and negative connection between obesity and other comorbidities, research on the role adipose plays in disease and overall health is warranted. We present a protocol for the isolation and excision of adipose depots allowing for the study of adipose using in situ and in vitro methods.

현지화, 식별 및 절제 쥣과 지방이 종점의

Obesity has increased dramatically in the last few decades and affects over one third of the adult US population. The economic effect of obesity in 2005 ...

의학

Isolation, Expansion, and Adipogenic Induction of CD34+CD31+ Endothelial Cells from Human Omental and Subcutaneous Adipose Tissue

Obesity is accompanied by an extensive remodeling of adipose tissue primarily via adipocyte hypertrophy. Extreme adipocyte growth results in a poor response to insulin, local hypoxia, and inflammation. By stimulating the differentiation of functional white adipocytes from progenitors, radical hypertrophy of the adipocyte population can be prevented and, consequently, the metabolic health of adipose tissue can be improved along with a reduction of inflammation. Also, by stimulating a differentiation of beige/brown adipocytes, the total body energy expenditure can be increased, resulting in weight loss. This approach could prevent the development of obesity co-morbidities such as type 2 diabetes and cardiovascular disease.
This paper describes the isolation, expansion, and differentiation of white and beige adipocytes from a subset of human adipose tissue endothelial cells that co-express the CD31 and CD34 markers. The method is relatively cheap and is not labor-intensive. It requires access to human adipose tissue and the subcutaneous depot is suitable for sampling. For this protocol, fresh adipose tissue samples from morbidly obese subjects [body mass index (BMI) &#62;35] are collected during bariatric surgery procedures. Using a sequential immunoseparation from the stromal vascular fraction, enough cells are produced from as little as 2&#8211;3 g of fat. These cells can be expanded in culture over 10&#8211;14 days, can be cryopreserved, and retain their adipogenic properties with passaging up to passage 5&#8211;6. The cells are treated for 14 days with an adipogenic cocktail using a combination of human insulin and the PPAR&#947; agonist-rosiglitazone.
This methodology can be used for obtaining proof of concept experiments on molecular mechanisms that drive adipogenic responses in adipose endothelial cells, or for screening new drugs that can enhance the adipogenic response directed either towards white or beige/brown adipocyte differentiation. Using small subcutaneous biopsies, this methodology can be used to screen out non-responder subjects for clinical trials aimed to stimulate beige/brown and white adipocytes for the treatment of obesity and co-morbidities.

The differentiation of white and beige adipocytes from adipose tissue vascular progenitors bears potential for metabolic improvement in obesity. We describe protocols for a CD34+CD31+ endothelial cell isolation from human fat and for a subsequent in vitro expansion and differentiation into white and beige adipocytes. Several downstream applications are discussed.

절연, 확장, 및 Adipogenic CD34 + CD31 + 인간의 Omental 및 피하 지방 조직에서 내 피 세포의 유도

Obesity is accompanied by an extensive remodeling of adipose tissue primarily via adipocyte hypertrophy. Extreme adipocyte growth results in a poor ...

면역학 및 감염병학

Three-Dimensional Culture of Vascularized Thermogenic Adipose Tissue from Microvascular Fragments

Engineering thermogenic adipose tissue (e.g., beige or brown adipose tissues) has been investigated as a potential therapy for metabolic diseases or for the design of personalized microtissues for health screening and drug testing. Current strategies are often quite complex and fail to accurately fully depict the multicellular and functional properties of thermogenic adipose tissue. Microvascular fragments, small intact microvessels comprised of arteriole, venules, and capillaries isolated from adipose tissue, serve as a single autologous source of cells that enable vascularization and adipose tissue formation. This article describes methods for optimizing culture conditions to enable the generation of three-dimensional, vascularized, and functional thermogenic adipose tissues from microvascular fragments, including protocols for isolating microvascular fragments from adipose tissue and culture conditions. Additionally, best practices are discussed, as are techniques for characterizing the engineered tissues, and sample results from both rodent and human microvascular fragments are provided. This approach has the potential to be utilized for the understanding and development of treatments for obesity and metabolic disease.

Here, we present a detailed protocol outlining the use of microvascular fragments isolated from rodent or human fat tissue as a straightforward approach to engineer functional, vascularized beige adipose tissue.

Microvascular Fragments에서 Vascularized Thermogenic Adipose Tissue의 3차원 배양

Engineering thermogenic adipose tissue (e.g., beige or brown adipose tissues) has been investigated as a potential therapy for metabolic diseases or for ...

생체공학

Assessing Whole-Body Lipid-Handling Capacity in Mice

Assessing lipid metabolism is a cornerstone of evaluating metabolic function, and it is considered essential for in vivo metabolism studies. Lipids are a class of many different molecules with many pathways involved in their synthesis and metabolism. A starting point for evaluating lipid hemostasis for nutrition and obesity research is needed. This paper describes three easy and accessible methods that require little expertise or practice to master, and that can be adapted by most labs to screen for lipid-metabolism abnormalities in mice. These methods are (1) measuring several fasting serum lipid molecules using commercial kits (2) assaying for dietary lipid-handling capability through an oral intralipid tolerance test, and (3) evaluating the response to a pharmaceutical compound, CL 316,243, in mice. Together, these methods will provide a high-level overview of lipid handling capability in mice.

This paper provides three easy and accessible assays for assessing lipid metabolism in mice.

마우스에서 전신 지질 처리 용량 평가

Assessing lipid metabolism is a cornerstone of evaluating metabolic function, and it is considered essential for in vivo metabolism studies. Lipids are a ...

Differentiation and Imaging of Brown Adipocytes from the Stromal Vascular Fraction of Interscapular Adipose Tissue from Newborn Mice

Brown adipose tissue (BAT) is only present in mammals and has a thermogenic function. Brown adipocytes are characterized by a multilocular cytoplasm with multiple lipid droplets, a central nucleus, a high mitochondrial content, and the expression of uncoupling protein 1 (UCP1). BAT has been proposed as a potential therapeutic target for obesity and its associated metabolic disorders due to its ability to dissipate metabolic energy as heat. To investigate BAT function and regulation, brown adipocyte culturing is indispensable. The present protocol optimizes tissue processing and cell differentiation for culturing brown adipocytes from newborn mice. Additionally, procedures for the imaging of differentiated adipocytes with both confocal immunofluorescence and transmission electron microscopy are shown. In the brown adipocytes differentiated with the techniques described herein, the major defining features of classical BAT are preserved, including high UCP1 levels, increased mitochondrial mass, and very close physical contact between the lipid droplets and mitochondria, making this method a valuable tool for BAT studies.

Preadipocytes are isolated from the stromal vascular fraction of interscapular brown adipose tissue from newborn mice and differentiated into cells that accumulate lipid droplets, express molecular markers, and show the mitochondrial morphology of mature brown adipocytes. These cells are further analyzed by immunofluorescence and transmission electron microscopy.

Differentiation and Imaging of brown adipocytes from the Stromal Vascular Fraction of Interscapular Adipose Tissue from Newborn Mice(신생아 마우스의 견갑간 지방 조직의 기질 혈관 분획에서 갈색 지방세포의 분화 및 이미징)

Brown adipose tissue (BAT) is only present in mammals and has a thermogenic function. Brown adipocytes are characterized by a multilocular cytoplasm with ...

생물학

Measuring the Rate of Lipolysis in Ex Vivo Murine Adipose Tissue and Primary Preadipocytes Differentiated In Vitro

Adipocytes store energy in the form of triglycerides in lipid droplets. This energy can be mobilized via lipolysis, where the fatty acid side chains are sequentially cleaved from the glycerol backbone, resulting in the release of free fatty acids and glycerol. Due to the low expression of glycerol kinase in white adipocytes, glycerol re-uptake rates are negligible, while fatty acid re-uptake is dictated by the fatty acid binding capacity of media components such as albumin. Both glycerol and fatty acid release into media can be quantified by colorimetric assays to determine the lipolytic rate. By measuring these factors at multiple time points, one can determine the linear rate of lipolysis with high confidence. Here, we provide a detailed protocol for the measurement of lipolysis in in vitro differentiated adipocytes and ex vivo adipose tissue from mice. This protocol may also be optimized for other preadipocyte cell lines or adipose tissue from other organisms; considerations and optimization parameters are discussed. This protocol is designed to be useful in determining and comparing the rate of adipocyte lipolysis between mouse models and treatments.

Measuring the Rate of Lipolysis in Ex Vivo Murine Adipose Tissue and Primary Preadipocytes Differentiated In Vitro

Triglyceride lipolysis in adipocytes is an important metabolic process resulting in the liberation of free fatty acids and glycerol. Here, we provide a detailed protocol to measure basal and stimulated lipolysis in adipocytes and ex vivo adipose tissue from mice.

생체 외 쥐 지방 조직 및 in vitro에서 분화된 1차 지방전구세포에서 지방분해 속도 측정

Adipocytes store energy in the form of triglycerides in lipid droplets. This energy can be mobilized via lipolysis, where the fatty acid side chains are ...

murine white 지방 조직의 반자동 분리

Semi-Automated Isolation of the Stromal Vascular Fraction from Murine White Adipose Tissue Using a Tissue Dissociator

The in vitro study of white, brown, and beige adipocyte differentiation enables the investigation of cell-autonomous functions of adipocytes and their mechanisms. Immortalized white preadipocyte cell lines are publicly available and widely used. However, the emergence of beige adipocytes in white adipose tissue in response to external cues is difficult to recapitulate to the full extent using publicly available white adipocyte cell lines. Isolation of the stromal vascular fraction (SVF) from murine adipose tissue is commonly executed to obtain primary preadipocytes and perform adipocyte differentiation. However, mincing and collagenase digestion of adipose tissue by hand can result in experimental variation and is prone to contamination. Here, we present a modified semi-automated protocol that utilizes a tissue dissociator for collagenase digestion to achieve easier isolation of the SVF, with the aim of reducing experimental variation, reducing contamination, and increasing reproducibility. The obtained preadipocytes and differentiated adipocytes can be used for functional and mechanistic analyses.

저자 스포트라이트: 조직 해리제를 사용하여 Murine White 지방 조직에서 기질 혈관 분획의 반자동 분리  

This protocol describes the semi-automated isolation of the stromal vascular fraction (SVF) from murine adipose tissue to obtain preadipocytes and achieve adipocyte differentiation in vitro. Using a tissue dissociator for collagenase digestion reduces experimental variation and increases reproducibility.

조직 해리기를 사용하여 쥐 백색 지방 조직에서 기질 혈관 분획의 반자동 분리

The in vitro study of white, brown, and beige adipocyte differentiation enables the investigation of cell-autonomous functions of adipocytes and their ...

사타구니 지방 지방 패드에서 기저 및 포스 콜린 자극 된 지방 분해의 측정

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분화 및 세포 사멸 항상성을 통해 성인 유기체에있는 지방 세포의 숫자의 규제의 메커니즘

인간 지방 Microphysiologic 플랫폼: 백색 지방 조직에 끼여

현지화, 식별 및 절제 쥣과 지방이 종점의

절연, 확장, 및 Adipogenic CD34 + CD31 + 인간의 Omental 및 피하 지방 조직에서 내 피 세포의 유도

Microvascular Fragments에서 Vascularized Thermogenic Adipose Tissue의 3차원 배양

마우스에서 전신 지질 처리 용량 평가

Differentiation and Imaging of brown adipocytes from the Stromal Vascular Fraction of Interscapular Adipose Tissue from Newborn Mice(신생아 마우스의 견갑간 지방 조직의 기질 혈관 분획에서 갈색 지방세포의 분화 및 이미징)

생체 외 쥐 지방 조직 및 in vitro에서 분화된 1차 지방전구세포에서 지방분해 속도 측정

조직 해리기를 사용하여 쥐 백색 지방 조직에서 기질 혈관 분획의 반자동 분리

조직 해리기를 사용하여 쥐 백색 지방 조직에서 기질 혈관 분획의 반자동 분리