우리 감사 피터 넬슨 박사 소냐 앤더슨 모든 인간의 뇌 조직 샘플을 제공 하기 위한 영국 ADC 뇌 조직 은행에서 인정 하 고 (번호를 부여 하는 NIH: 노후화에 국가 학회에서 P30 AG028383). 우리 감사 매트 기능 및 톰 고 언, 정보 기술 서비스, 교육 기술 및 교직원 참여, 켄터키의 대학 그래픽 지원. 이 프로젝트는 (A.M.S.H.)에 노화 국립 연구소에서 보조금 번호 1R01AG039621와 부여 번호 1R01NS079507 신경 성 질환의 국가 학회 및 치기 (B.B.)에 의해 지원 되었다. 내용은 전적으로 저자의 책임 이며 반드시 노화에 대 한 신경 성 질환의 국가 학회 및 치기 또는 국립 연구소의 공식 견해를 대표 하지 않는다. 저자 아무 경쟁 금융 관심사를 선언합니다.

아래 내용은 현재 안전 및 규제 표준 켄터키의 대학, 렉 싱 턴, 켄터키, 미국에서 기반으로 합니다. 안전 예방책으로 서 인간의 조직으로 작업 하기 전에 기관의 생물 안전 프로그램 최신 규정 및 권장 사항을 참조 하십시오.
주의: 인간의 조직 인간 면역 결핍 바이러스 (HIV), B 형 간염 바이러스 (HBV), C 형 간염 바이러스 (HCV), 및 다른 사람을 포함 하 여, 혈액을 매개로 병원 균의 원천이 될 수 있습니다. 인간의 조직 사용 혈액을 매개로 병원 체 감염의 위험을 포즈. 따라서, 특정 규제 및 안전 고려 사항은 실험실 직원을 보호 하기 위해 인간의 조직 작업할 때 필수적입니다. 미국에서 인간의 조직 작업 biosafety 수준 2 실험실 안전 조치 및 NIH 섹션 IV-B-7, 1970 절 5(a)(1) 및 사용자의 기관 생물 안전 프로그램의 OSHA Act에 따라 훈련을 요구 한다. 일반적으로, 인간의 물질 (조직, 체액)와 관련 된 어떤 연구를 수행 하기 전에 기관 Biosafety 위원회 및 기관 검토 위원회의 승인을 얻어야 합니다. 훈련과 인간의 재료를 사용 하는 모든 직원에 대 한 필요 포함 되어 기본적인 실험실 안전 교육, 예를 들어, 화학 위생 및 실험실 안전, 생물 안전, 유해 폐기물, 그리고 인간의 구체적인 훈련 혈액을 매개로 병원 균 인간의 재료를 사용 하는 모든 직원은 인간의 재료로 작업 전에 B 형 간염 예방 접종을 얻으려면 좋습니다. 인원은 인간의 물질, 예를 들어작업 하는 동안 특정 개인 보호 장비를 착용 하는 데 필요한., 수 갑을 차고 실험실 코트와 얼굴 방패, 그리고 항상 장갑을 착용. 모든 작업 biosafety 내각 (클래스 2)에서 수행 됩니다. 모든 장비에 인간의 재료와 접촉 하 고 어떤 폐기물에서 나오는 인간의 물질 오염 및 직원의 감염을 방지 하기 위해 적절 하 게 처리 됩니다. 모든 장비 및 표면 10% 표 백제와 75% 에탄올 인간의 재료를 포함 하는 각 절차에 따라 청소 됩니다. 인간의 자료 유출 즉시 청소 되어야 한다. 유리는 압력가 마로 소독 후 사용. 폐기물, 고정 되지 않은 인간의 조직를 포함 하 여 레이블이 지정 된 생물 학적 쓰레기 봉투에 수집 이며 압력가 마로 소독. Sharps로 유해 표시 펑크 및 누출 방지 용기에 수집 됩니다. 인간의 물질 로부터 모든 폐기물 기관의 생물 안전 규정에 따라 삭제 됩니다.
참고: 우리의 실험실 노후화에 샌 더 스 브라운 센터를 통해 고 인된 개인에서 신선한 담당 샘플을 얻습니다 (IRB #B15-2602-M). 포함 기준은: 영국-ADC 경도 부검 코 호트 연구와 사후 간격 (PMI) ≤4 등록 h64. 표준 프로토콜에 따라 부검 하 고 모든 절차 준수 NIH Biospecimen 최상의 연습 지침65. 4 h 보다는 더 적은의 짧은 PMI 격리 후 모 세관 생존 능력을 보장 하기 위해 가장 중요 한 것입니다. 신선 하 고 냉동 조직을 사용할 수 있습니다. 어 필요한 경우, 갓 얻은 인간의 뇌 조직 충격-액체 질소에서 냉동 고-80 ° c.에 저장 신선한 또는 해 동 조직 절연 버퍼 (아래 참조)에 저장 하 고 신속 하 게 처리 해야 합니다. 우리는 신선한 인간의 조직 수익률 뇌 모세 혈관 (젖은 중량)의 약 100 밀리 그램의 10 g을 찾으십시오.
1입니다. 설치
<ol><li>
버퍼 준비 참고: 필요한 버퍼의 양 조직의 크기에 따라 달라 집니다. 다음 프로토콜에서 모든 버퍼 볼륨 인간의 뇌 피 질 조직의 10 g를 기반으로 합니다.<ol>
<li>L 절연 버퍼: 사용 Dulbecco의 인산 염 버퍼 염 분 (DPBS; 2.7 m KCl, 1.47 m m KH2포4, 136.9 m NaCl, 8.1 m 나2HPO4m, 0.9 m m CaCl2, 0.49 m m MgCl2m m)의 1.5 L와 5 m D-포도 당 (1.35 g 보충 )와 1 m m 나트륨 pyruvate (0.165 g). 포도 당 및 pyruvate를 추가한 후 수산화 나트륨으로 pH 7.4에 조정 합니다. 쿨 하 고 버퍼 사용 하기 전에 4 ° C에 저장 합니다.</li>
		<li>소 혈 청 알 부 민 (BSA): 1%의 최종 BSA 농도에 절연 버퍼의 1 l BSA 가루 10 g를 추가 합니다. 거품을 피하기 위해, pH 7.4, 조정 및 4 ° C에서 밤새 껏 저장를 천천히 저 어. 바로 이전에 사용 하 고, 부드럽게 저 어; 알 부 민 변성을 피하기 위해 거품을 형성 하지 마십시오.</li>
		<li>밀도 그라데이션 매체: 유리 병에 밀도 그라데이션 매체의 18 g를 무게 그리고 자석 저 어 바 추가. 절연 버퍼의 60 mL을 추가 하 고 모든 분말 일시 중단 될 때까지 5 분 동안 적극적으로 악수. 저장소 밀도 그라데이션 중간 해산 있도록 4 ° C에서 하룻밤. 바로 사용 하기 전에 10 분 동안 저 어.</li>
		<li>4 ° C에서 모든 버퍼 저장 전체 격리 절차 동안 모든 도구와 얼음에 버퍼를 유지. 사용 하기 전에 모든 버퍼를 저 어.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
실험적인 체제
	<ol>
<li>탑재 전자 오버 헤드 교 반기에 포터 Elvehjem 조직 분쇄기의 유 봉. 후드 아래 얼음에 유 봉과 포터 Elvehjem 조직 분쇄기와 Dounce 균질 화기를 배치 합니다. 300 µ m 필터 메쉬 (5 x 5 cm2)를 준비, 콘, 배 고 삽입 하 고 50ml 테이프 (그림 1A)와 팔 콘 튜브를 연결.</li>
		<li>연결 고리를 놓고 긴장 필터 셀 (기 공 크기: 30 µ m) 50 mL 송 골 매 관에. 유해 쓰레기 봉투를 준비 합니다. 필요한 모든 장비는 biosafety 내각 장소 ( 테이블의 자료를 참조).</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. 두뇌 샘플 준비
참고: 그림 1A 아래 설명 하는 전체 격리 절차의 워크플로 차트를 보여 줍니다. 인간의 뇌 조직 피 부분에서 줄기 수 있습니다 그리고 신선 또는 냉동 사용할 수 있습니다. 고정된 뇌 조직 (아무 버퍼; ~ 30 분 10 g) 실 온에서 해 동 될 수 있습니다. 비교 결과 얻기 위해 뇌 조직 각 실험에 대 한 같은 뇌 영역에서 얻을 수 한다. 이 프로토콜은 신선한 최적화 (PMI < 4 h) 동결 되지 인간의 대뇌 피 질.
<ol><li>인간 뇌 조직의 준비: 뇌 조직의 무게를 문서화. 다음 프로토콜에서 모든 숫자는 10 g의 신선한 인간의 뇌 조직에 적합 합니다. 뇌 조직을 100 mm 페 트리 접시에에서 놓습니다. 집게와 모든 meninges를 조심 스럽게 제거. 메스를 사용 하 여 백색 질을 잘라.</li>
	<li>인간의 뇌 조직의 닦지: 신중 하 게 자르고 뇌 조직을 메스로 말하다. 약 5 분 (2-3 m m 조각)을 말하다. 뇌 조직의 포터 Elvehjem 조직 분쇄기를 전송 합니다. 절연 버퍼의 30 mL를 추가 합니다. 참고: 다진된 조직 조각은 뇌 조직의 고기 저 미는 과정 아니 셨 변신 이후 볼 어렵다.</li>
</ol>3입니다. 균질
<ol><li>포터 Elvehjem 조직 분쇄기 (정리: 150-230 µ m): 50 rpm의 균질 화기 속도로 100 선으로 각 샘플을 균질. 모든 25 획과 100 타에 필요한 총 시간 시간을 문서화 합니다. 제안 된 균질 프로토콜; 표 1 을 참조합니다 인간의 전 두 엽 피 10 g을 조직에 대 한 총 시간은 약 22 분입니다. 공기 거품을 방지 하기 위해 저 어 하지 마십시오.</li>
	<li>Dounce 균질 화기 (정리: 80-130 µ m): 얼음 Dounce 균질 화기는 homogenate 전송. 20 획 (~ 6 s/스트로크, ~ 2 분의 총)와 정지 균질 거품을 하지 마십시오.</li>
</ol>4입니다. 원심 분리
<ol><li>4 50 mL 원심 분리 관 및 문서는 homogenate의 전체 볼륨으로 뇌 homogenate를 동등 하 게 배포 합니다. 원심 분리 튜브 (12.5 mL 튜브 당) 50 mL 밀도 그라데이션 버퍼를 배포 합니다. 절연 버퍼의 10 mL를 사용 하 여 유 봉과 균질 화기, 린스와 4 개의 원심 튜브 (튜브 당 ~2.5 mL)로 배포.</li>
	<li>단단히 원심 분리기 튜브 뚜껑을 닫습니다. 적극적으로 튜브를 떨고에 의해 homogenate, 밀도 그라데이션 중간, 그리고 버퍼를 믹스. 4 ° C (고정된 각도 터);에서 15 분 동안 5800 x g 에서 원심 튜브에 연결 된 펠 릿을 계속 중간 감속 속도 선택 합니다. 삭제는 상쾌한 고 1 %BSA 2 mL에 각 펠 릿 resuspend.</li>
</ol>5입니다. 여과
참고: 모세 혈관 붉은 혈액 세포와 다른 세포 파편에서 별도로 여러 필터링 단계가 필요 하다.
<ol><li>300 µ m 메시: 펠 릿을 다시 중단 후 필터링 300 µ m 메시를 통해 서 스 펜 션. 반면 큰 배 및 더 큰 두뇌 파편 메쉬에 남아 모세 혈관 망, 통해 필터링 됩니다. 메시 1 %BSA 최대 50 mL를 조심 스럽게 씻는 다. 메쉬를 삭제 합니다. 참고:이 여과 단계 어떤 큰 혈관 또는 뇌 파편의 덩어리에서 모 세관 정지를 지웁니다.</li>
	<li>
30 µ M 세포 변형 필터 참고:이 여과 단계 적혈구와 뇌 파편 다른에서 모세 혈관을 분리합니다.<ol>
<li>5 30 µ m 세포 변형 필터 (셀 스트레인 필터 당 모 세관 여과 액의 약 10 mL) 이상 단계 6.1에서에서 모 세관 여과 액을 배포 합니다. 반면 붉은 혈액 세포, 다른 단일 세포 및 작은 두뇌 파편 필터를 통과 하 고는 filtrate에 수집 되어 모세 혈관이이 필터에 의해 다시 개최 됩니다.</li>
		<li>각 필터 1 %BSA 25 mL로 씻는 다. 나중에, 수확량을 증가 시키기 위해 6 필터 모든 filtrates 붓는 다. 1 %BSA; 50 mL와 각 필터 세척 셀 변형 필터는 모 세관을 포함 하 고는 여과 액을 버리고.</li>
	</ol>
</li>
</ol>6. 모 세관 컬렉션
<ol><li>거꾸로 필터를 설정 하 고 각 필터에 대 한 1 %BSA 50 mL와 함께 모세 혈관 50 mL 튜브에 씻어. 부드럽게 피펫으로 팁 5 mL pipettor의 압력을 적용 하 고 필터를 씻어 뇌 모세 혈관에서 이동.</li>
	<li>특히 필터의 테두리에서에서 모든 뇌 모세 혈관을 씻어 있는지 확인 하십시오. 이후이 여과 과정을 더 어렵게 만든다 모 세관 손실의 기회를 증가 거품을 하지 마십시오.</li>
</ol>7입니다. 세척
<ol><li>모세를 수집한 후 원심 (양동이 터 스윙) 4 ° C에서 3 분 1500 x g 에서 모든 샘플. 상쾌한을 제거 하 고 다시 절연 버퍼의 약 3 mL에 펠 릿을 중단. 15 mL 원뿔 튜브에 하나의 샘플에서 모든 resuspended 펠 릿을 결합 하 고 절연 버퍼 채우기. 다시 4 ° C에서 3 분 1500 x g 에서 원심과 두 번 더 세척.</li>
	<li>현미경 (100 X 배율)와 카메라 (그림 1B) 모 세관 순도 문서화 합니다. 참고: 인간 뇌 조직의 10 g에서 뇌 모 세관 수확량은 일반적으로 약 100mg 이다. 격리 된 뇌 모세 혈관 실험, 처리에 대 한 지금 사용할 수 있습니다 (예., lysate, 막 분리), 또는 플래시-냉동 고에 최소 6-12 개월 (여러 freeze-thaw 주기 방지)에 대 한 cryotubes-80 ° C에 저장.</li>
</ol>

저자는 공개 없다.

현재 프로토콜 신선한 조직에서 그대로 하 고 가능한 인간의 두뇌 모세 혈관의 격리를 설명합니다. 이 섹션에서 우리에 대해 자세히 다음: 1) 프로토콜, 2) 일반적인 오류 문제 해결, 3) 기술의 한계, 4) 기존 기준 모델 및 대체 혈액-뇌 장벽 모델의 중요성에 대 한 수정 및 5) 고립 된 인간의 뇌 모세 혈관에 대 한 잠재적인 응용 프로그램입니다.
여기에 설명 된 프로토콜은 신선한 ...

혈액-뇌 장벽 혈액과 무슨 들어가는 및 두뇌에서 결정 하는 뇌 간의 긴밀 하 게 제어 인터페이스입니다. 해부학, 내 피 세포 혈액-뇌 장벽을 구성 하 고 복잡 한, 지속적인 모 세관 네트워크를 형성 한다. 순수,이 모 세관 네트워크는 동시에 이산화탄소와 대사 폐기물의 처분 하는 동안 산소와 영양소와 뇌를 제공 합니다. 중요 한 것은, 증거는 배리어에 변화 Alzheimer의 질병, 간 질, 및 뇌졸중1,2,3,,45 를 포함 하 여 수많은 병 리에 기여 지원 , 6 , 7. 뇌 내 피 세포도 예뇌에 약물 흡수를 차단 하 여 치료에 방 벽으로 봉사., 화학 요법 세포종 님 다음 종양 절제술8,9, 의 10. 이와 관련, 고립 된 인간의 뇌 모세 혈관 대표는 독특한 비보 전 혈액-뇌 장벽 모델을 밀접 하 게 유사한 방 벽 속성 vivo에서, 장벽 기능 및 건강 장애의 연구에 대 한 수 있는 그리고 질병입니다. 이 문서에서 우리는 프로토콜 일관 되 게 높은 품질을 모 세관에 인간의 뇌에서 뇌 모세 혈관을 분리 하 고 혈액-뇌 장벽 공부 항복을 제공 합니다.
1969 년에, Siakotos 외. 11 뇌 모세 혈관 밀도 그라데이션 원심 분리와 유리 구슬 열 분리를 사용 하 여 소 하 고 인간의 뇌 조직에서의 격리를 보고 하는 첫번째 이었다. 나중에, 골드 스 테 인 외. 12 조직의 포도 당 수송의 신진 대사 활동을 유지 하면서 쥐에서 고립 뇌 모세 혈관을 공부 하는 데 필요한 금액을 줄이기 위하여 여러 여과 단계를 추가 하 여이 메서드를 향상. 그 이후, 연구자 최적화 모 세관 격리 절차 여러 번, 각 반복13,,1415방법과 뇌 모 세관 모델을 개선. 예를 들어 Pardridge은 외. 16 소 모 세관 기계적 균질, 보다는 오히려 소화 효소를 사용 하 여 격리 하 고 이후에 전달 210 µ m 메쉬 필터와 유리 구슬 열을 통해 모 세관 서 스 펜 션. 이러한 수정 고립된 뇌 모세 혈관의 trypan 블루 제외 얼룩을 개선 하 고 따라서 내 피 세포 생존 능력을 증가. 1990 년대 초에, Dallaire 외. 17 격리 소 및 쥐 모 세관 신경 오염의 명확 했다 고 γ glutamyl transpeptidase (γ-GTase)와 알칼리 성 인산 가수분해 효소의 대사 활동을 유지. 2000 년에, 밀러 외. 18, 모세 혈관의 루멘으로 전송 기판의 축적을 보여 confocal 현미경 검사 법와 함께에서 고립 된 쥐와 돼지의 뇌 모세를 사용. 그 후, 우리의 실험실 뇌 모 세관 격리 절차를 최적화 하기 위해 계속 하 고 우리는 P-당단백질 (P-gp)19,,2021, 유방암을 결정 하기 위해 전송 분석 설립 저항 단백질 (BCRP)22,23, 그리고 다중 약물 저항 단백질 2 (Mrp2)24 전송 활동. 2004 년, 우리는 우리가 다양 한 신호 경로 조사 하기 위해 고립 된 쥐 뇌 모세 혈관을 사용 하는 두 가지 보고서 출판. 츠 외에 21, 우리는 펩 티 드 endothelin 1 신속 하 고 역 감소 뇌 모세 혈관 endothelin 수용 체 B (동부 표준시B) 수용 체, 산화 질소 synthase (NOS), 그리고 단백질 키 니 아 제 C 통해 행동에 의해 (PKC)에서 P의 gp 전송 기능 발견. 바 우 어 외 에 19, 우리 핵 수용 체 pregnane X 수용 체 (PXR)의 표현과 보였다 PXR 변조 뇌 모세 혈관에서 P의 gp 식 및 전송 기능을 시연 했다. 유전자 변형 인간 답게 PXR 마우스 실험에서 우리 연구의이 라인을 확장 하 고 hPXR 활성화25통해 upregulating P-gp에 의해 방 벽의 강화 vivo에서 보여주었다. 2010 년에 츠 외. 26 P gp 단백질 표정 복원 및 수송 행복해 overexpress 유전자 변형 인간 녹말 체 선구자 단백질 (행복해) 생쥐에서 활동이 접근이 방식을 사용. 또한, P의 gp 행복해 복원 마우스 크게 감소 녹말 체 beta (Aβ)40와 Aβ42두뇌 수준.
신호 경로, 공부 뿐만 아니라 모 세관 누설을 지칭 하는 모 세관 침투성에 있는 변화를 결정 하 고립 된 뇌 모세 혈관을 사용할 수 있습니다. 특히, 텍사스 레드 누설 시험 시간 및 이러한 데이터 모 세관 루멘에서 텍사스 레드는 누설 률을 분석 하는 데 사용 하는 형광 염료의 누출을 평가 하기 위해 사용 됩니다. 증가 모 세관 누설 률 제어 모 세관에서 그에 비해 혈액-뇌 장벽2의 물리적 무결성에 변화를 나타냅니다. 이것은 가치가 장벽 장애, 예를 들어와 관련 된 수많은 질병 상태 이기 때문에., 간 질, 다 발성 경화 증, 알 츠 하이 머 병, 그리고 외상 성 뇌 부상27,,2829, 30. 다른 그룹 또한 단백질 표정 및 단백질31,32,,3334의 전송 활동 신호 경로 분별 하 고립 된 모 세관 이용 35,,3637. 마지막으로, 우리는 인간의 뇌 모세 혈관의 격리에 대 한이 메서드를 최적화 하기 위해 지속적으로 그리고, 최근에, 우리가 보여주었다 증가 P gp 식 환자에서 인간의 혈액-뇌 장벽에서 간 질 발작-무료 제어 개인38에 비해 . 함께 찍은, 이러한 발전 고립된 뇌 모세 혈관 장벽 기능을 공부 하는 다재 다능 한 모델으로 사용할 수 있습니다 보여줍니다.
Vivo에서, ex vivo, 및 혈액-뇌 장벽 모델 생체 외에서 다양 한 기초 연구와 산업 약물 검사, 약물 전달 뇌39,40,41에 테스트 목적으로 주로 사용 된 ,42,,4344. 격리 된 비보 전 뇌 모세 혈관, 뿐만 아니라 현재 혈액-뇌 장벽 모델 포함 철에 모델, 체 외에서 세포 배양 고립된 뇌 모 세관 내 피 세포 또는 다양 한에서 불멸 하 게 셀 라인의 종, 뇌 모 세관 내 피 세포, 및 칩에 미세 모델으로 차별화 하는 인간 만능 줄기 세포 (hPSC)의 생체 외에서 문화.
실리콘에서 모델 예측된 흡수, 분포, 대사, 배설 (ADME) 속성에 따라 약 후보자를 선택 하기 위한 약물 개발에 가장 일반적으로 사용 됩니다. 양이 많은 구조 재산 관계 (QSPR) 모델 같은 양이 많은 구조 활동 관계 (굽기) 모델은 라이브러리의 높은 처리량 검열에 사용 하는 약물의 뇌 침투를 예측 하는 인기 있는 방법 45 , 46.이 모델은 화면 분자 배리어 관통 속성에 대 한 유용.
베 츠 외. 47 는 생체 외에서 혈액-뇌 장벽 모델 시스템으로 교양된 뇌 모 세관 내 피 세포의 monolayers를 설립. 인간의 대뇌 microvessel 내 피 세포 (hCMECs) 등 신선한 조직 또는 불멸 하 게 내 피 세포를 사용 하 여 셀 문화 모델 생체 외에서 뇌 침투 또는 기계 론 적인 연구에 대 한 또 다른 높은 처리량 검열 도구 수 있습니다. 그러나, 뇌 모 세관 내 피 세포 문화 모델 모 세관 루멘 내의 혈의 생리 전단 응력 부족, 전반적인 생물 학적 복잡성에 제한 됩니다 및 식 및 중요 한 장벽 부품의 지역화에 변화를 받아야 꽉 접합 단백질 같은 표면 수용 체, 전송기, 효소, 그리고 이온 채널48,,4950. 반대로, 내 피 monolayers hPSCs에서 파생 된, hCMEC/D3 문화에 비해 낮은 자당 침투성이 있고 일부 혈액-뇌 장벽 전송기, 접착 분자, 그리고 단단한 접속점51, 의 편광된 식 포함 그러나 52., 이러한 셀 속성에에서 변경 될 수 있으며 시스템 장벽 속성52 vivo에서 의 재현 부에 대 한 유효성을 검사 해야 합니다.
혈액-뇌 장벽 연구의 최신 동향 등 인공 모세 혈관, 기관-온-칩 기술을 사용 하 여 미세 장치 생성 또는 빈 섬유 기술53, 를 활용 하 여 만드는 3D 조직 문화 시스템을 활용 하 여 54 , 그러나 55. 인공 모세 혈관,, 있다 뇌 모세 혈관 (3-7 µ m) 보다 훨씬 더 큰 직경 (100-200 µ m). 따라서, 전단 세력에는 생체 외에서 할 하지 완전히 닮은 vivo에서 상황. 이것은 "blood-brain-barrier-on-a-chip" 미세 장치, 미세 전단 힘을 생성 하는 이러한 장치를 통해 인공 막 형태 "피"와 "두뇌" 구획 및 유체 펌핑은 해결 되었습니다. 마찬가지로, 다양 한 조합 이다와 내 피 세포와 혈관 평활 근 세포의 공동 문화 또한 사용 되었습니다 빈 섬유 기술을 vivo 조건56 에서 존재 하는 유 변 학적 매개 변수를 다시 , 57 , 그러나 58., 그것은 불분명이 모델 혈액-뇌 장벽 교통, 신진 대사, 신호, 등 등의 다른 속성을 반영 하는 얼마나 잘. 이러한 인공 모 세관 및 칩 모델은 약물의 높은 처리량 검열에 적합 하지만 이러한 모델을 생성 하는 데 사용 되는 세포 문화 중 변경 될 수 있습니다.
고정 및 고정 뇌 조각 또는 모 세관 내 피 세포 배양인간 microvasculature 연구5,59,,6061하는 데 사용할 수 있는 추가 모델은 기본 두뇌. 예를 들어 고정된 뇌 조직의 immunohistochemistry 단백질 지역화가 결정 하는 데 사용은 고 식 건강 한 병에 걸리는 조직에 비해.
조직 조각 및 생체 외에서 모델 위에서 설명한, 갓 고립 뇌 모세 혈관 혈액-뇌 장벽 기능을 공부에 활용할 수 있습니다. 신선한 인간의 뇌 조직, 얻을 하는 데 어려움이 고립 된 모 세관 모델의 포함 이다 신경, 그리고 상대적으로 시간이 많이 걸리는 격리 프로세스의 부재. 격리 된 뇌 모 세관 모델의 한 장점은이 모델 밀접 하 게 비보에 상황을, 따라서, 장벽 기능 및 역 기능 특성을 사용할 수 있습니다. 중요 한 것은, 그것은 또한 신호 메커니즘을 사용 하 여 다양 한 분석 및 분자 기법3,19,,6263분별을 사용할 수 있습니다.
우리의 실험실 권한이 모두 신선 하 고 냉동 인간 두뇌 조직에 노화에 샌 더 스 브라운 센터를 통해 (IRB #B15-2602-M)64. 이러한 맥락에서 부검 표준 프로토콜에 따라, 두뇌에서 얻을 수 있습니다 < 4 h, 및 모든 절차 준수 NIH Biospecimen 최상의 연습 지침65. 인간의 뇌 조직에이 독특한 접근을 감안할 때, 우리는 설립 하 고 그대로, 가능한 인간의 두뇌 모세 혈관의 고수익에 결과 뇌 조직에서 뇌 모세 혈관을 분리 하는 프로토콜을 최적화. 관심의 두 가지 일반적인 끝점 단백질 식 및 활동을 결정 하는. 이와 관련, 우리와 다른 단백질 표정 활동 레벨을 공부 하 고 격리 된 뇌 모세 혈관으로 사용할 수 있는 다양 한 분석을 설립 했다. 이 분석 실험 등 서 부 럽, 간단한 서양 분석 결과, 효소 연결 된 immunosorbent 분석 결과 (ELISA), 반전 녹음 방송 연쇄 반응 (RT-PCR), 정량적 중 합 효소 연쇄 반응 (정량), zymography, 전송 활동 분석 실험, 그리고 모 세관 누설 분석 실험입니다. 이 분석 실험 허용 인간 pathologic 상태에서 장벽 기능에 변화를 공부 단백질 식 및 활동, 관리 하는 경로 확인 하 고 혈액-뇌 장벽 관련 치료에 대 한 약리학 적인 목표를 식별 하 연구원 질병입니다.
함께, 갓 찍은 고립된 뇌 모세 혈관 혈액-뇌 장벽의 강력 하 고 재현 가능한 모델로 사용할 수 있습니다. 특히,이 모델 다양 한 장벽 기능을 공부 하는 끝점을 확인 하기 위해 많은 다른 분석 실험 결합 될 수 있다.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Personal Protective Equipment (PPE)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diamond Grip Plus Latex Gloves, Microflex Medium</td>
			<td>VWR, Radnor, PA, USA</td>
			<td>32916-636</td>
			<td>PPE</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable Protective Labcoats</td>
			<td>VWR, Radnor, PA, USA</td>
			<td>470146-214</td>
			<td>PPE; due to the nature of the human source material, the use of a disposable lab coat is recommended</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Face Shield, disposable</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA</td>
			<td>19460102</td>
			<td>PPE; due to the nature of the human source material, the use of a disposable face shield is recommended</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Safety Materials</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clavies High-Temperature Autoclave Bags 8X12</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA</td>
			<td>01-815-6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Versi Dry Bench Paper 18&#34; x 20&#34;</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA</td>
			<td>14-206-32</td>
			<td>to cover working areas</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VWR Sharps Container Systems</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA</td>
			<td>75800-272</td>
			<td>for used scalpels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bleach 8.2% Clorox Germicidal 64 oz</td>
			<td>UK Supply Center, Lexington, KY, USA</td>
			<td>323775</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4&#176;C Refrigerator</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA</td>
			<td>13-986-148</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Accume BASIC AB15 pH Meter</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA</td>
			<td>AB15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heidolph RZR 2102 Control</td>
			<td>Heidolph, Elk Grove Village, IL, USA</td>
			<td>501-21024-01-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sorvall LEGEND XTR Centrifuge</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA</td>
			<td>75004521</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leica L2 Dissecting Microscope</td>
			<td>Leica Microsystems Inc, Buffalo Grove IL, USA</td>
			<td></td>
			<td>used to remove meninges</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>POLYTRON PT2500 Homogenizer</td>
			<td>Kinematica AG, Luzern, Switzerland</td>
			<td>9158168</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scale P-403</td>
			<td>Denver Instrument, Bohemia, NY, USA</td>
			<td>0191392</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standard mini Stir</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA</td>
			<td>1151050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermo-Flasks Liquid Nitrogen Dewar</td>
			<td>Thermal Scientific, Mansfiled, TX, USA</td>
			<td>11-670-4C</td>
			<td>used to freeze the tissue?</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Voyager Pro Analytical Balance</td>
			<td>OHAUS, Parsippany, NJ, USA</td>
			<td>VP214CN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ZEISS Axiovert Microcope</td>
			<td>Carl Zeiss, Inc Thornwood, NY, USA</td>
			<td></td>
			<td>used to check isolated capillaries</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tools and Glassware</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Finnpipette II Pipette 1-5mL</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA</td>
			<td>21377823T1</td>
			<td>wash capillaries off filter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Finnpipette II Pipette 100-1000 &#181;L</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA</td>
			<td>21377821T1</td>
			<td>resuspend pellet in BSA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipet Boy</td>
			<td>Integra, Hudson, NH, USA</td>
			<td>739658</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50mL Falcon tubes 25/rack - 500/cs</td>
			<td>VWR, Radnor, PA, USA</td>
			<td>21008-951</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EISCO Scalpel Blades</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA</td>
			<td>S95938C</td>
			<td>to mince brain tissue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PARAFILM</td>
			<td>VWR, Radnor, PA, USA</td>
			<td>52858-000</td>
			<td>to cover beaker and volumetric flask</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermo Scientific Finntip Pipet Tips 5 ml</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA</td>
			<td>21-377-304</td>
			<td>to wash capillaries off filter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>60 ml syringe with Luer-Lok</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA</td>
			<td>BD309653</td>
			<td>used with connector ring to filter capillaries</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Handle #4</td>
			<td>Fine Science Tools, Foster City, CA, USA</td>
			<td>10060-13</td>
			<td>used for mincing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont Forceps #5</td>
			<td>Fine Science Tools, Foster City, CA, USA</td>
			<td>11251-10</td>
			<td>used to remove meninges</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potter-Elvehjem Tissue Grinder</td>
			<td>Thomas Scientific, Swedesboro, NJ, USA</td>
			<td>3431E25</td>
			<td>50 ml volume, clearance: 150-230 &#956;m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dounce Homogenizer</td>
			<td>VWR, Radnor PA USA</td>
			<td>62400-642</td>
			<td>15 ml volume, clearance: 80-130 &#956;m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spectra/Mesh Woven Filters (300 &#181;m)</td>
			<td>Spectrum Laboratories, Rancho Dominguez, CA, USA</td>
			<td>146424</td>
			<td>Used to filter capillary suspension to remove any meninges that may be left</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pluriStrainers (pore size: 30 &#181;m)</td>
			<td>pluriSelect Life Science, Leipzig, Germany</td>
			<td>43-50030-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Connector Ring</td>
			<td>pluriSelect Life Science, Leipzig, Germany</td>
			<td>41-50000-03</td>
			<td>reuse multiple time</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 l Volumetric Flask</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>for preparation of Isolation Buffer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 l Beaker</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>for preparation of 1% BSA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stir Bar</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>for preparation of 1% BSA and Ficoll&#174;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Schott Bottle (60 ml)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>for preparation of Ficoll&#174;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ice Bucket</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>to keep everything cold</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100 mm Petri Dish</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>for mincing of brain tissue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue Culture Cell Scraper</td>
			<td>VWR, Radnor, PA, USA</td>
			<td>89260-222</td>
			<td>to remove supernatant after centrifugation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chemicals</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BSA Fraction V, A-9647</td>
			<td>Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA</td>
			<td>A9647-500g</td>
			<td>prepare in DPBS with Ca2+ &#38; Mg2+ the day before. Avoid bubbles during preparation. Store in the refrigerator. Slowly stir for 10 min before use.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DPBS with Ca2+ &#38; Mg2+</td>
			<td>Hyclone</td>
			<td>SH30264.FS</td>
			<td>DPBS - part of the Isolation Buffer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ficoll PM400</td>
			<td>Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA</td>
			<td>F4375</td>
			<td>Exact measurement is important here. Weigh out in bottle with stir bar. Shake vigurously after adding DPBS. Keep in the fridge O/N. It will be clear in the morning. Stir gently for 10-15 min before use. Keep on ice until use.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose (D-(+) Dextrose)</td>
			<td>Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA</td>
			<td>G7528</td>
			<td>Glucose (D-(+) Dextrose) Concentration: 5 mM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Hydroxide Standard Solution</td>
			<td>Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA</td>
			<td>71474</td>
			<td>to adjust pH of the DPBS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Pyruvate</td>
			<td>Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA</td>
			<td>P2256</td>
			<td>Concentration: 1 mM</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

isolation of cerebral capillaries from fresh human brain tissue

생리 및 병 태 생리 조건 이해 혈액-뇌 장벽 함수는 두뇌 약물 전달 향상, 두뇌 보호, 개선 및 두뇌 치료 약속을 잡고 새로운 치료 전략의 개발에 대 한 중요 한 장애입니다. 그러나, 인간의 혈액-뇌 장벽 기능을 공부 하 고 도전 이다. 따라서, 적절 한 모델에 대 한 중요 한 필요는. 이와 관련, 뇌 모세 혈관 뇌 조직에서 분리 가능한 상황 인간의 vivo에서 가까운으로 장벽 기능을 공부 하는 독특한 도구를 나타냅니다. 여기, 우리는 일관 된 품질과 순도 높은 수확량에서와 인간의 뇌 조직에서 모세 혈관을 분리 하는 최적화 된 프로토콜을 설명 합니다. 모세 혈관에서 신선한 인간의 뇌 조직의 기계적 균질, 밀도 기울기 원심 분리, 여과 사용 하 여 격리 됩니다. 격리, 후 인간의 뇌 모세 혈관 단백질 표정 그리고 기능, 효소 활동, 또는 세포내 신호를 공부 하 누설 분석 실험, 라이브 셀 이미징 및 면역 기반 분석 등의 다양 한 애플리케이션에 사용할 수 있습니다. 고립 된 인간의 두뇌 모세는 인간의 혈액-뇌 장벽 기능의 규정 명료 하 독특한 모델입니다. 이 모델은 중앙 신경 조직 (CNS) 병 인, CNS 질환 치료를 위한 치료 전략의 개발에 도움이 될 것입니다에 대 한 통찰력을 제공할 수 있습니다.

인간의 뇌 조직에서 격리 큰 혈관, 적혈구, 다른 단 세포와 일부 세포 파편의 작은 양의와 인간의 뇌 모세 혈관 (그림 1B)에 농축 현 탁 액을 산출 한다. 일부 모 세관, 분기 하 고, 일부, 적혈구는 모 세관 루멘에서 속은. 일반적인 모 세관 3-7 µ m 직경을가지고 있으며 약 100-200 µ m 오픈 루멘;와 긴 대부분 모 세관 끝 축소 됩니다. Confocal 현미경 검사 법을...

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Isolation of Cerebral Capillaries from Fresh Human Brain Tissue

신선한 인간의 뇌 조직에서 뇌 모세 혈관의 절연

인간의 뇌 조직에서 분리 된 뇌 모세 혈관 장벽 기능 생리 및 병 태 생리 조건에서 공부 하는 전 임상 모델으로 사용할 수 있습니다. 여기, 우리는 신선한 인간의 뇌 조직에서 뇌 모세 혈관을 분리 하는 최적화 된 프로토콜을 제시.

Understanding blood-brain barrier function under physiological and pathophysiological conditions is critical for the development of new therapeutic ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.5K 조회수.  University of Kentucky. 인간의 뇌 조직에서 분리 된 뇌 모세 혈관 장벽 기능 생리 및 병 태 생리 조건에서 공부 하는 전 임상 모델으로 사용할 수 있습니다. 여기, 우리는 신선한 인간의 뇌 조직에서 뇌 모세 혈관을 분리 하는 최적화 된 프로토콜을 제시.

비디오: Isolation of Cerebral Capillaries from Fresh Human Brain Tissue

Double Fluorescence in situ Hybridization in Fresh Brain Sections

Here we describe a modified version of a double fluorescence in situ hybridization (dFISH) method optimized for detecting two mRNAs of interest in fresh frozen brain sections. Our group has successfully used this approach to study gene co-regulation. More specifically, we have used this dFISH method to explore the anatomical organization, neurochemical properties, and the impact of sensory experience in central sensory circuits, at single cell resolution. This protocol has been validated in brain tissue from mice, rats and songbirds but is expected to be easily adaptable to other vertebrate species, as well as to an array of non-neural tissues. In this film we provide a detailed demonstration of the main steps of this procedure.

Double Fluorescence in situ Hybridization in Fresh Brain Sections

This protocol involves a non-radioactive in-situ hybridization procedure that enables the simultaneous identification of two transcript species, at a single cell resolution, in thin sections of the vertebrate brain.

더블 형광 현장에서</em신선한 두뇌 섹션> 하이브 리다이 제이션

Here we describe a modified version of a double fluorescence in situ hybridization (dFISH) method optimized for detecting two mRNAs of interest in fresh ...

연구

신경과학

Methods for Study of Neuronal Morphogenesis: Ex vivo RNAi Electroporation in Embryonic Murine Cerebral Cortex

The cerebral cortex directs higher cognitive functions. This six layered structure is generated in an inside-first, outside-last manner, in which the first born neurons remain closer to the ventricle while the last born neurons migrate past the first born neurons towards the surface of the brain1. In addition to neuronal migration2, a key process for normal cortical function is the regulation of neuronal morphogenesis3. While neuronal morphogenesis can be studied in vitro in primary cultures, there is much to be learned from how these processes are regulated in tissue environments.
We describe techniques to analyze neuronal migration and/or morphogenesis in organotypic slices of the cerebral cortex4,6. A pSilencer modified vector is used which contains both a U6 promoter that drives the double stranded hairpin RNA and a separate expression cassette that encodes GFP protein driven by a CMV promoter7-9. Our approach allows for the rapid assessment of defects in neurite outgrowth upon specific knockdown of candidate genes and has been successfully used in a screen for regulators of neurite outgrowth8. Because only a subset of cells will express the RNAi constructs, the organotypic slices allow for a mosaic analysis of the potential phenotypes. Moreover, because this analysis is done in a near approximation of the in vivo environment, it provides a low cost and rapid alternative to the generation of transgenic or knockout animals for genes of unknown cortical function. Finally, in comparison with in vivo electroporation technology, the success of ex vivo electroporation experiments is not dependant upon proficient surgery skill development and can be performed with a shorter training time and skill.

Methods for Study of Neuronal Morphogenesis: Ex vivo RNAi Electroporation in Embryonic Murine Cerebral Cortex

To conduct a rapid assessment of the function of genes in the development of cerebral cortex, we describe methods involving the ex vivo electroporation of plasmids co-expressing inhibitory RNA (RNAi) and GFP in murine embryonic cortex. This protocol is amenable to the study of various aspects of neurodevelopment such as neurogenesis, neuronal migration and neuronal morphogenesis including dendrite and axon outgrowth.

의 연결을 Morphogenesis의 연구를위한 방법 :<em&gt; 예 생체내</em배아 Murine 대뇌 피질에서&gt; RNAi의 Electroporation

The cerebral cortex directs higher cognitive functions. This six layered structure is generated in an inside-first, outside-last manner, in which the ...

Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard for analyzing patterns of synaptic connectivity, but paired electrophysiological recordings can be both cumbersome and experimentally limiting. The development of optogenetics has introduced an elegant method to stimulate neurons and circuits, both in vitro1 and in vivo2,3. By exploiting cell-type specific promoter activity to drive opsin expression in discrete neuronal populations, one can precisely stimulate genetically defined neuronal subtypes in distinct circuits4-6. Well described methods to stimulate neurons, including electrical stimulation and/or pharmacological manipulations, are often cell-type indiscriminate, invasive, and can damage surrounding tissues. These limitations could alter normal synaptic function and/or circuit behavior. In addition, due to the nature of the manipulation, the current methods are often acute and terminal. Optogenetics affords the ability to stimulate neurons in a relatively innocuous manner, and in genetically targeted neurons. The majority of studies involving in vivo optogenetics currently use a optical fiber guided through an implanted cannula6,7; however, limitations of this method include damaged brain tissue with repeated insertion of an optical fiber, and potential breakage of the fiber inside the cannula. Given the burgeoning field of optogenetics, a more reliable method of chronic stimulation is necessary to facilitate long-term studies with minimal collateral tissue damage. Here we provide our modified protocol as a video article to complement the method effectively and elegantly described in Sparta et al.8 for the fabrication of a fiber optic implant and its permanent fixation onto the cranium of anesthetized mice, as well as the assembly of the fiber optic coupler connecting the implant to a light source. The implant, connected with optical fibers to a solid-state laser, allows for an efficient method to chronically photostimulate functional neuronal circuitry with less tissue damage9 using small, detachable, tethers. Permanent fixation of the fiber optic implants provides consistent, long-term in vivo optogenetic studies of neuronal circuits in awake, behaving mice10 with minimal tissue damage.

The development of optogenetics now provides the means to precisely stimulate genetically defined neurons and circuits, both in vitro and in vivo. Here we describe the assembly and implantation of a fiber optic for chronic photostimulation of brain tissue.

뇌 조직의 만성 Optogenetic의 자극을위한 광섬유 주입

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard ...

Isolation of Cerebrospinal Fluid from Rodent Embryos for use with Dissected Cerebral Cortical Explants

The CSF is a complex fluid with a dynamically varying proteome throughout development and in adulthood. During embryonic development, the nascent CSF differentiates from the amniotic fluid upon closure of the anterior neural tube. CSF volume then increases over subsequent days as the neuroepithelial progenitor cells lining the ventricles and the choroid plexus generate CSF. The embryonic CSF contacts the apical, ventricular surface of the neural stem cells of the developing brain and spinal cord. CSF provides crucial fluid pressure for the expansion of the developing brain and distributes important growth promoting factors to neural progenitor cells in a temporally-specific manner. To investigate the function of the CSF, it is important to isolate pure samples of embryonic CSF without contamination from blood or the developing telencephalic tissue. Here, we describe a technique to isolate relatively pure samples of ventricular embryonic CSF that can be used for a wide range of experimental assays including mass spectrometry, protein electrophoresis, and cell and primary explant culture. We demonstrate how to dissect and culture cortical explants on porous polycarbonate membranes in order to grow developing cortical tissue with reduced volumes of media or CSF. With this method, experiments can be performed using CSF from varying ages or conditions to investigate the biological activity of the CSF proteome on target cells.

The ventricular cerebrospinal fluid (CSF) bathes the neuroepithelial and cerebral cortical progenitor cells during early brain development in the embryo. Here we describe the method developed to isolate ventricular CSF from rodent embryos of different ages in order to investigate its biological function. In addition, we demonstrate our cerebral cortical explant dissection and culture technique that allows for explant growth with minimal volumes of culture medium or CSF.

해부하는 뇌 두피 Explants와 함께 사용하기위한 쥐 태아의 뇌척수의 절연

The CSF is a complex fluid with a dynamically varying proteome throughout development and in adulthood. During embryonic development, the nascent CSF ...

Isolation and Culture of Endothelial Cells from the Embryonic Forebrain

Embryonic brain endothelial cells can serve as an important tool in the study of angiogenesis and neurovascular development and interactions. The two vascular networks of the embryonic forebrain, pial and periventricular, are spatially distinctive and have different origins and growth patterns. Endothelial cells from the pial and periventricular vascular networks have unique gene expression profiles and functions. Here we present a step-by-step protocol for isolation, culture, and verification of pure populations of endothelial cells from the periventricular vascular network (PVECs) of the embryonic forebrain (telencephalon). In this approach, telencephalon devoid of pial membrane obtained from embryonic day 15 mice is minced, digested with collagenase/dispase, and dispersed mechanically into a single cell suspension. PVECs are purified from cell suspension using positive selection with anti-CD-31/PECAM-1 antibody conjugated to MicroBeads using a strong magnetic separation method. Purified cells are cultured on collagen 1&#160;coated culture dishes in endothelial cell culture medium until they become confluent and further subcultured. PVECs obtained with this protocol exhibit cobblestone and spindle shaped phenotypes, as visualized by phase-contrast light microscopy and fluorescence microscopy. Purity of PVEC cultures was established with endothelial cell markers. In our hands, this method reliably and consistently yields pure populations of PVECs. This protocol will benefit studies aimed at gaining mechanistic insights into forebrain angiogenesis, understanding PVEC interactions, and cross-talks with neuronal cell types and holds tremendous potential for therapeutic angiogenesis.

This video demonstrates an easy and reliable strategy for preparation of pure cultures of endothelial cells from the embryonic forebrain within 10-12 days and will be useful for research focused on many aspects of cerebral angiogenesis.

배아 전뇌에서 내피 세포의 분리 및 문화

Embryonic brain endothelial cells can serve as an important tool in the study of angiogenesis and neurovascular development and interactions. The two ...

Isolation and Cannulation of Cerebral Parenchymal Arterioles

Intracerebral parenchymal arterioles (PAs), which include parenchymal arterioles, penetrating arterioles and pre-capillary arterioles, are high resistance blood vessels branching out from pial arteries and arterioles and diving into the brain parenchyma. Individual PA perfuse a discrete cylindrical territory of the parenchyma and the neurons contained within. These arterioles are a central player in the regulation of cerebral blood flow both globally (cerebrovascular autoregulation) and locally (functional hyperemia). PAs are part of the neurovascular unit, a structure that matches regional blood flow to metabolic activity within the brain and also includes neurons, interneurons, and astrocytes. Perfusion through PAs is directly linked to the activity of neurons in that particular territory and increases in neuronal metabolism lead to an augmentation in local perfusion caused by dilation of the feed PA. Regulation of PAs differs from that of better-characterized pial arteries. Pressure-induced vasoconstriction is greater in PAs and vasodilatory mechanisms vary. In addition, PAs do not receive extrinsic innervation from perivascular nerves &#8212; innervation is intrinsic and indirect in nature through contact with astrocytic endfeet. Thus, data regarding contractile regulation accumulated by studies using pial arteries does not directly translate to understanding PA function. Further, it remains undetermined how pathological states, such as hypertension and diabetes, affect PA structure and reactivity. This knowledge gap is in part a consequence of the technical difficulties pertaining to PA isolation and cannulation. In this manuscript we present a protocol for isolation and cannulation of rodent PAs. Further, we show examples of experiments that can be performed with these arterioles, including agonist-induced constriction and myogenic reactivity. Although the focus of this manuscript is on PA cannulation and pressure myography, isolated PAs can also be used for biochemical, biophysical, molecular, and imaging studies.

This manuscript describes a simple and reproducible protocol for isolation of intracerebral arterioles (a group of blood vessels encompassing parenchymal arterioles, penetrating arterioles and pre-capillary arterioles) from mice, to be used in pressure myography, immunofluorescence, biochemistry, and molecular studies.

분리 및 대뇌 실질 세동맥의 캐 뉼러

Intracerebral parenchymal arterioles (PAs), which include parenchymal arterioles, penetrating arterioles and pre-capillary arterioles, are high resistance ...

Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS) and Gene Expression Analysis of Fos-expressing Neurons from Fresh and Frozen Rat Brain Tissue

The study of neuroplasticity and molecular alterations in learned behaviors is switching from the study of whole brain regions to the study of specific sets of sparsely distributed activated neurons called neuronal ensembles that mediate learned associations. Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS) has recently been optimized for adult rat brain tissue and allowed isolation of activated neurons using antibodies against the neuronal marker NeuN and Fos protein, a marker of strongly activated neurons. Until now, Fos-expressing neurons and other cell types were isolated from fresh tissue, which entailed long processing days and allowed very limited numbers of brain samples to be assessed after lengthy and complex behavioral procedures. Here we found that yields of Fos-expressing neurons and Fos mRNA from dorsal striatum were similar between freshly dissected tissue and tissue frozen at -80 &#186;C for 3 - 21 days. In addition, we confirmed the phenotype of the NeuN-positive and NeuN-negative sorted cells by assessing gene expression of neuronal (NeuN), astrocytic (GFAP), oligodendrocytic (Oligo2) and microgial (Iba1) markers, which indicates that frozen tissue can also be used for FACS isolation of glial cell types. Overall, it is possible to collect, dissect and freeze brain tissue for multiple FACS sessions. This maximizes the amount of data obtained from valuable animal subjects that have often undergone long and complex behavioral procedures.

Fluorescence Activated Cell Sorting FACS and Gene Expression Analysis of Fos-expressing Neurons from Fresh and Frozen Rat Brain Tissue

Here we present a Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS) protocol to study molecular alterations in Fos-expressing neuronal ensembles from both fresh and frozen brain tissue. The use of frozen tissue allows FACS isolation of many brain areas over multiple sessions to maximize the use of valuable animal subjects.

형광 활성화 된 셀 정렬 (FACS)와 신선한 및 냉동 쥐 뇌 조직 FOS를 발현하는 신경 세포의 유전자 발현 분석

The study of neuroplasticity and molecular alterations in learned behaviors is switching from the study of whole brain regions to the study of specific ...

A Rat Model of Mild Intrauterine Hypoperfusion with Microcoil Stenosis

Intrauterine hypoperfusion/ischemia is one of the major causes of intrauterine/fetal growth restriction, preterm birth, and low birth weight. Most studies of this phenomenon have been performed in either models with severe intrauterine ischemia or models with gradient degree of intrauterine hypoperfusion. No study has been performed in a model on uniform mild intrauterine hypoperfusion (MIUH). Two models have been used for studies of MIUH: a model based on suture ligation of either side of the arterial arcade formed with the uterine and ovarian arteries, and a transient model based on clipping the bilateral ovarian arteries and aorta having patency. Those two rodent models of MIUH have some limitations, e.g., not all fetuses are subjected to MIUH, depending on their position in the uterine horn. In our MIUH model, all fetuses are subjected to a comparable level of intrauterine hypoperfusion. MIUH was achieved by mild stenosis of all four arteries feeding the uterus, i.e., the bilateral uterine and ovarian arteries.
Arterial stenosis was induced by metal microcoils wrapped around the feeding arteries. Producing arterial stenosis with microcoils allowed us to control, optimize, and reproduce decreased blood flow with very little inter-animal variability and a low mortality rate, thus enabling accurate evaluation. When microcoils with an inner diameter of 0.24 mm were used, the blood flow in both the placenta and fetus was mildly decreased (approximately 30% from the pre-stenosis level in the placenta). The offspring of our MIUH model clearly demonstrates long-lasting alterations in neurological, neuroanatomical and behavioral test results.

Mild intrauterine hypoperfusion was produced by artery stenosis with metal microcoils wrapped around the uterine and ovarian arteries in rats at embryonic day 17. This procedure produced prenatal hypoperfusion and intrauterine growth restriction.

Microcoil 협와 가벼운 자궁내 Hypoperfusion의 쥐 모델

Intrauterine hypoperfusion/ischemia is one of the major causes of intrauterine/fetal growth restriction, preterm birth, and low birth weight. Most studies ...

Isolation and RNA Extraction of Neurons, Macrophages and Microglia from Larval Zebrafish Brains

To gain a detailed understanding of the role of different CNS cells during development or the establishment and progression of brain pathologies, it is important to isolate these cells without changing their gene expression profile. The zebrafish model provides a large number of transgenic fish lines in which specific cell types are labelled; for example neurons in the NBT:DsRed line or macrophages/microglia in the mpeg1:eGFP line. Furthermore, antibodies have been developed to stain specific cells, such as microglia with the 4C4 antibody.
Here, we describe the isolation of neurons, macrophages and microglia from larval zebrafish brains. Central to this protocol is the avoidance of an enzymatic tissue digestion at 37 &#176;C, which could modify cellular profiles. Instead a mechanical system of tissue homogenization at 4 &#176;C is used. This protocol entails homogenization of brains into cell suspension, their immuno-staining and the isolation of neurons, macrophages and microglia by FACS. Afterwards, we extracted RNA from those cells and evaluated their quality/quantity. We managed to obtain RNA of high quality (RNA Integrity Number (RIN) &#62; 7) to perform qPCR on macrophages/microglia and neurons, and transcriptomic analysis on microglia. This approach enables a better characterization of these cells, as well as a clearer understanding about their role in development and pathologies.

We present a protocol to isolate neurons, macrophages and microglia from larval zebrafish brains under physiological and pathological conditions. Upon isolation, RNA is extracted from these cells to analyze their gene expression profile. This protocol allows for the collection of high-quality RNA for performing downstream analysis like qPCR and transcriptomics.

절연 및 애벌레 Zebrafish 두뇌에서 신경 세포, 대 식 세포 및 Microglia RNA 추출

To gain a detailed understanding of the role of different CNS cells during development or the establishment and progression of brain pathologies, it is ...

Optimization of Laser-Capture Microdissection for the Isolation of Enteric Ganglia from Fresh-Frozen Human Tissue

The purpose of this method is to obtain high-integrity RNA samples from enteric ganglia collected from unfixed, freshly-resected human intestinal tissue using laser capture microdissection (LCM). We have identified five steps in the workflow that are crucial for obtaining RNA isolates from enteric ganglia with sufficiently high quality and quantity for RNA-seq. First, when preparing intestinal tissue, each sample must have all excess liquid removed by blotting prior to flattening the serosa as much as possible across the bottom of large base molds. Samples are then quickly frozen atop a slurry of dry ice and 2-methylbutane. Second, when sectioning the tissue, it is important to position cryomolds so that intestinal sections parallel the full plane of the myenteric plexus, thereby yielding the greatest surface area of enteric ganglia per slide. Third, during LCM, polyethylene napthalate (PEN)-membrane slides offer the greatest speed and flexibility in outlining the non-uniform shapes of enteric ganglia when collecting enteric ganglia. Fourth, for distinct visualization of enteric ganglia within sections, ethanol-compatible dyes, like Cresyl Violet, offer excellent preservation of RNA integrity relative to aqueous dyes. Finally, for the extraction of RNA from captured ganglia, we observed differences between commercial RNA extraction kits that yielded superior RNA quantity and quality, while eliminating DNA contamination. Optimization of these factors in the current protocol greatly accelerates the workflow and yields enteric ganglia samples with exceptional RNA quality and quantity.

The goal of this protocol is to obtain high-integrity RNA samples from enteric ganglia isolated from unfixed, freshly-resected human intestinal tissue using laser capture microdissection (LCM). This protocol involves preparing flash-frozen samples of human intestinal tissue, cryosectioning, ethanolic staining and dehydration, LCM, and RNA extraction.

신선한 냉동 인간 조직에서 장의 중추의 격리에 대 한 레이저 캡처 서의 최적화

The purpose of this method is to obtain high-integrity RNA samples from enteric ganglia collected from unfixed, freshly-resected human intestinal tissue ...