Os autores agradecem Angela Busta para a assistência com criação de peixes-zebra. Este trabalho foi financiado pelo National Institutes of Health (AG-020591 a SVB e 1K08AR054835 a JJD).

Nota: todos os procedimentos envolvendo zebrafish deve ser realizado em conformidade com as diretrizes, regulamentos, e as agências reguladoras. Todos os procedimentos de uso de animais mostrados neste artigo foram aprovados pela Universidade de Michigan Comitê sobre o Uso e tratamento de animais (UCUCA). 1. Faça Loops Sutura <ol><li> Use uma pinça para separar sutura não estéril (USP 10/0 monofilamento de nylon, 3 ply) em três vertentes. </li><li> Comece a dar um nó duplo overhand em uma das vertentes. Pare antes de apertar o nó completamente para fazer um pequeno laço (~ 1 mm de diâmetro) em vez de um nó. </li><li> Use a tesoura para cortar o excesso de sutura da cauda do laço. Um exemplo de um ciclo final é mostrado na Figura 1. </li><li> Coloque o laço no lado pegajoso de um post-it para uso posterior. Os laços de sutura será utilizado para conter as larvas no lugar durante o teste de força. </li><li> Repita os passos de 1,1-1,4, se necessário. Makdois circuitos electrónicos de sutura para cada larva que irá ser testada. </li></ol> 2. Faça testes Solution <ol><li> Adicione solução de Tyrodes, adicionando 7,977 g de cloreto de sódio, 0,373 g de cloreto de potássio, 0,265 g de cloreto de cálcio di-hidratado, 0,102 g de cloreto de magnésio hexa-hidratado, 0,048 g de fosfato de sódio monobásico, 1,000 g de bicarbonato de sódio e 0,037 g de ácido etilenodiaminotetracético dissódico dihidratado sal a 1.000 ml de água purificada. </li><li> Agita-se a solução até que os sais sejam completamente dissolvidos. Esta solução pode ser armazenada durante um mês a 4 ° C. </li><li> Adicionar 2,1 ml de 4 mg / ml tricaina, preparadas de acordo com O Livro Zebrafish 24, para 47,9 ml de solução Tyrodes e misture. Proteger a solução da luz, armazenando-o em uma garrafa de vidro escuro ou em uma garrafa de vidro coberto com papel alumínio. Esta solução deve ser conservada à temperatura ambiente e feita a cada dia. </li></ol> 3. Amarre Zergling Aanesthetized na Câmara Experimental <ol> &lt;li&gt; Local do dispositivo de ensaio (Figura 2) sobre a plataforma de um microscópio estéreo. </li><li> Conecte o transdutor de força e cabos controlador do comprimento do aparelho de teste. Ligue o transdutor de força. Ligue o controlador de comprimento para que ele permaneça rígida. (Nota:.. Controlador de comprimento proporciona a capacidade para alongar ou encurtar uma preparação de músculo durante uma contracção No entanto, esta característica do controlador de comprimento não é usado no método descrito aqui, portanto, o controlador de comprimento pode ser pensado como um acessório rígido ponto montado um sistema de posicionamento XYZ). </li><li> Com uma pipeta descartável, encher a câmara com a solução de teste experimental. </li><li> Use uma pinça para pegar uma alça de sutura por uma das caudas e pendurá-lo no tubo do transdutor de força. Desligar uma segunda alça de fio de sutura sobre o tubo ligado ao controlador de comprimento. (Nota: segurando um laço de sutura na parte curva pode dobrar a sutura e cauSé de quebrar durante as etapas subseqüentes). </li><li> Com uma pipeta descartável, transferir uma larva de peixe-zebra de uma pequena placa de Petri com solução de teste. Aguarde até que o anestésico na solução de teste (tricaina) para entrar em vigor (~ 1 min). Com uma pinça, empurrar delicadamente a cauda e verificar se a larva é anestesiado pela falta de touch-evocado natação. </li><li> Usar uma pipeta de vidro para transferir a larva para a câmara experimental. </li><li> Por empurrando suavemente a larva com uma pinça fechadas, guiar a porção anterior da larva através do laço de sutura sobre o tubo de transdutor de força. Orientar a porção anterior da larva através do laço de sutura sobre o tubo. Compreender tanto caudas laço de sutura com uma pinça e puxá-los simultaneamente para apertar o anel de sutura para posterior do saco vitelino ou swimbladder (Figura 3A). </li><li> Com uma pinça, mantenha uma cauda laço de sutura e puxar, fazendo com que a larva para rodar 90 ° em torno do tubo até que a face lateral da face larvas para cima (Figura 3B). Se o laço foi apertado o suficiente, haverá alguma resistência à tração, a larva não deve girar facilmente. Se o circuito foi muito apertado, a larva não vai rodar em torno do tubo. </li><li> Utilizando o dispositivo de posicionamento XYZ ligada ao controlador de comprimento, mova o tubo controlador de comprimento ao longo do eixo X (definições dos eixos na figura 2A) e do tronco e cauda da larva. Deixe espaço entre as extremidades do tubo controlador comprimento eo tubo transdutor de força. </li><li> Guiar o laço de sutura sobre a cauda da larva e apertar o anel de sutura conforme anteriormente descrito (Figura 3C). Pode ser necessário girar a parte posterior da larva para que o lateral voltado para cima. Apare as pontas do laço de sutura (Figura 3D). </li></ol> 4. Posição Zergling na Câmara Experimental <ol><li> Mover a larva a uma distância adequada da câmara de fundo para assegurar a w larvamal estar dentro da &quot;distância de trabalho&quot; de uma objetiva de microscópio invertido durante as etapas subseqüentes. Para fazer isso, use os dispositivos de posicionamento XYZ para reduzir lentamente os tubos (com larva em anexo) ao longo do eixo Z até que os tubos apenas tocar no fundo da câmara. Em seguida, aumentar os tubos até que a larva é uma distância adequada da parte inferior da câmara (~ 100 mm). </li><li> Utilizando o dispositivo de posicionamento XYZ ligada ao controlador de comprimento, ajustar o tubo controlador de comprimento ao longo do eixo Y para alinhar o eixo longo da larva com o eixo longitudinal do tubo de transdutor de força. </li></ol> 5. Grave Força durante uma contração Twitch Maximal <ol><li> Mover o aparelho de teste para a fase de um microscópio invertido. </li><li> Ajustar a temperatura da câmara para um valor desejado. Para começar, ligar o circulador de água do banho, termómetro, e controlador de temperatura para o dispositivo de ensaio. Ligue os componentes necessários e ajustar a configuração no contr temperaturaOller até o termômetro informa o valor desejado. Os dados incluídos neste artigo foram coletados a 25 ° C, mas as medições também podem ser feitas à temperatura ambiente ou a 28,5 ° C. </li><li> Ligar cabos do estimulador para o aparelho de teste. Ligue a alimentação do estimulador, mas não estimular a larva até o passo 5.6. </li><li> Certifique-se a larva é paralela ao fundo da câmara. Por meio de uma objectiva de 40x, ver a porção da larva entre as extremidades dos tubos. Se paralelo à parte inferior, ambas as extremidades da larva estará em foco. Se for necessário, ajustar o tubo transdutor de força ao longo do eixo Z até que ambas as extremidades estão no foco. </li><li> Verificar se o comprimento da larva é mais curto do que óptima. Ligue o sistema de comprimento sarcómero vídeo e rodar a câmara de vídeo de modo que as estrias são paralelas aos lados do quadro de vídeo. Este sistema monitoriza o espaçamento de estrias para analisar as alterações em intensidade de pixel ao longo de cada linha horizontal de pixels dentro de uma região definida pelo utilizador de interesse(ROI). Os resultados de todas as linhas dentro do ROI são calculados e relatados com uma freqüência equivalente ao frame-rate (≥ 80 seg -1) vídeo. O espaçamento de estrias é utilizado como um indicador de comprimento sarcómero. </li><li> Ajuste o microscópio para se concentrar em fibras periféricas e anote o comprimento de sarcômero indicado. Se necessário, utilizar o dispositivo de posicionamento XYZ ligada ao controlador de comprimento para ajustar o comprimento da larva (eixo X), até que o comprimento do sarcómero é inferior a óptimo (por exemplo, 1,90 mm). </li><li> Ajustar a corrente para otimizar força contração estimulação. Para começar, defina a atual sobre o estimulador para uma magnitude baixa (por exemplo, 100 mA) de saída. O estimulador pode ser acionado manualmente ou através de um computador que executa um programa LabVIEW personalizado. Extrair uma contração dos músculos larvais com um pulso de corrente de 0,2 ms de duração. </li><li> Use um osciloscópio para gravar a produção de força e medir a força de contração de pico usando cursores do osciloscópio. Aumentar a correntepor incrementos de 50 mA e medir a força de contração de pico em cada nível atual. Espere 30 segundos entre as contrações musculares para evitar a fadiga. Como estímulo corrente aumenta, a força contração de pico normalmente aumenta até um máximo e depois diminui gradualmente. A corrente para o qual a larva gera a maior força é a corrente de estimulação óptima. Definir a amplitude da corrente à corrente de estimulação óptima. </li><li> Utilizando o dispositivo de posicionamento XYZ, ajustar o comprimento da larva (e, portanto, o comprimento sarcómero) a fim de obter máxima força de contração. Larvas do peixe do tipo selvagem (3-7 dpf) gerar força máxima contração de comprimentos de sarcômero de 2,10 m ou 2,15 mM. No entanto, o comprimento do sarcómero pode ser ajustado para 2,08 mM para evitar o excesso de pressão sobre a larva. </li><li> Provocar uma contração dos músculos das larvas. Utilize o osciloscópio para gravar a resposta força e salvar o registro para posterior análise. </li></ol> 6. Mensurar as dimensões Musculatura com Larva em Optimal Comprimento <ol&gt; <li> Mova o aparelho de teste de volta ao microscópio estéreo. </li><li> Usando a escala ocular, medir a altura da musculatura como visto a partir do lado. Em seguida, tomando cuidado para não alterar o comprimento da larva, rodar a larva de 90 ° utilizando as caudas de alça de sutura de modo a visualizar a larva do fundo. Medir a largura da musculatura como visto a partir do fundo. Tome as medições em um marco anatômico (por exemplo, abertura urogenital) (Figura 4). </li><li> Cortar as laçadas da sutura com uma micro-lâmina para libertar a larva do equipamento de teste. </li></ol>

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Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Este método mede a geração de força durante uma contração muscular para avaliar a função muscular em músculos do tronco de larvas de peixe-zebra. Embora as contracções tetânica pode ser atingida em larvas do peixe (por exemplo, através de estimulação de 200 pulsos / seg para uma duração de 0,2 segundos), a força máxima tetânica é só 10-15% maior do que a força máxima de contração. Portanto, a força gerada durante um tique é uma medida razoável da capacidade de geração de força. Twitches têm preferência sobre contrações tetânicas porque contracções são menos propensos a causar rasgar ou escorregar na sutura laços. A fim de gerar dados significativos com esta técnica, a força máxima de contração deve ser conseguida para cada larva e a variabilidade entre os grupos experimentais, deve ser minimizado. Com esses objetivos em mente, oferecemos as seguintes sugestões. Primeiro, tome cuidado ao amarrar a larva do transdutor de força e os tubos de controlador de comprimento. Se os lacetes de suturas são apertadas demaisem muito, a sutura vai cortar através do tecido muscular. Se os lacetes de sutura não são suficientemente apertada, a força gerada pela larva não será totalmente transmitida ao transdutor de força. Ambas as situações, mas especialmente o último, subestimar a força máxima contração muscular. Em segundo lugar, uma vez testando vários grupos experimentais, pode levar várias horas (20-30 min / larva), alternam entre os dois grupos, pois as larvas continuarão a desenvolver-se durante o período de testes. Enquanto alguns dos equipamentos mencionados é essencial para a medição da força máxima contração muscular (por exemplo, transdutor de força, estimulador de corrente), outros itens não são absolutamente necessárias. O sistema de comprimento de sarcômero vídeo é desejável, mas não é obrigatório. Como uma alternativa, uma série de contracções podem ser usados ​​para encontrar a duração óptima, durante o qual o comprimento da larva é ajustado até a força de contração máxima é alcançada. Um sistema de controlo de temperatura também não é absolutamente necessário. O controle de temperatura é crítico quando measuring cinética contração, que são altamente sensíveis à temperatura, ainda que a força máxima de contração não é particularmente sensível a pequenas mudanças na temperatura e pode ser medida à temperatura ambiente. Note-se que, independentemente da temperatura na câmara de força durante os testes, as larvas devem ser mantidas à temperatura óptima de crescimento de 28,5 ° C, 24, antes de forçar o teste para teste preciso. As larvas são testados numa solução de Tyrodes contendo tricaina. Usamos 0,02% (w / v) tricaina, a concentração recomendada para a anestesia 24, para eliminar as contracções espontâneas evocadas pelo sistema nervoso e, assim, prevenir a fadiga durante o teste de força. Tricaina também facilita o tie-on passo e reduz tempo de teste em geral. No entanto, observa-se que a inclusão tricaina na solução de teste consistente reduz a força de contração máxima de aproximadamente 30%. Um efeito similar foi também observado em músculo da cauda de girino, onde tricaine reduziu a geração de força após a transmissão neuromuscular foi bloqueado, o que sugere que tricaina tem um efeito direto no músculo 25. Tricaina pode reduzir a excitabilidade das células do músculo, reduzindo a condutância de sódio através da membrana celular, tal como faz em células nervosas 26. Outras opções para bloquear a ativação de neurônios motores são d-tubocurarina e α-bungarotoxina mas, ao contrário tricaina, estes compostos não são pele permeável e deve ser injetado diretamente na cabeça, medula espinhal, ou o coração 27. Pesquisadores individuais terão de avaliar se deve ou não tricaina é desejável para a sua aplicação específica. Se tricaina está incluído na solução de teste, a concentração deve ser consistente entre as experiências e os investigadores devem verificar se o efeito do tricaina não variar entre os grupos experimentais. Descrevemos este método para as larvas jovens como 3 dpf e tão antiga quanto 7 dpf. Apesar das fibras musculares parece ser functional tão cedo quanto 17 horas após a fecundação, quando os movimentos da cauda espontâneas começam 27, o curto comprimento da cauda antes de 3 de dpf dificulta amarrar a larva para o equipamento de teste. Nós normalmente não testam larva após 7 dpf uma vez que muitos modelos de doenças não sobrevivem muito mais do que este tempo. Se o teste de larvas para além de 5 dpf, as larvas devem ser alimentados. Temos observado que as larvas não alimentadas têm músculos menores e gerar menos força máxima contração de larvas alimentadas, provavelmente devido à diminuição saco vitelino. Assim, pode ser desejável testar larvas entre 3-5 dpf, para evitar a variável adicional de alimentação externa. Em resumo, nós descrevemos um método quantitativo e confiável para medir a geração de força durante uma contração contração máxima dos músculos do tronco zebrafish larval. Este método pode ser utilizado para avaliar a saúde geral do músculo larvas do peixe-zebra e, especificamente, proporciona informação sobre a função muscular. Além de fornecer informações sobre omagnitude da geração de força, esta técnica pode ser utilizada para estudar a cinética de geração de força ou ser adaptado para estudar a fadiga muscular 22. Embora nós descrevemos esta técnica para uso com larvas de tipo selvagem, este método pode ser utilizado para as larvas geneticamente modificados ou para as larvas tratadas com drogas ou de substâncias tóxicas, para caracterizar modelos de doenças musculares e avaliação de tratamentos, ou para estudar o desenvolvimento muscular, a lesão muscular, ou toxicidade química muscular relacionada.

Larvas de peixe-zebra mulher (Danio rerio), 3-7 dias pós-fertilização (dpf), estão cada vez mais reconhecido como um organismo útil para a pesquisa do músculo esquelético. Larvas jovens são usados ​​para modelar doenças músculo humano 1-9, avaliação de medicamentos e estratégias terapêuticas 10-11, estudo de lesão muscular 12, compreender desenvolvimento muscular 13-16, e investigar a toxicidade química muscular relacionada com 17-19. Estudos típicos nessas áreas examinar o grau a que o músculo saudável é processado por manipulação genética anormal ou a exposição a produtos tóxicos, e alguns estudos examinar o grau a que muscular anormal responde ao tratamento. Fundamental para o sucesso destes estudos é a capacidade de avaliar com precisão a saúde muscular. Embora haja uma variedade de métodos disponíveis para avaliar a saúde muscular em larvas de peixe-zebra, poucos fornecem informação directa sobre a função muscular. Saúde muscular é geralmente avaliada por apariçõE, tal como avaliado por coloração histológica 6,8,11, imunocoloração 9,15,16,18, 3,13 microscopia de luz, microscopia electrónica 3,4,14,16, ou birrefringência 7,9,11, mas estas técnicas proporcionam informação morfológica só. Tronco e deslocamentos cauda e natação Velocidade 4,17 avaliar a função motora, mas estas não são medidas diretas da função muscular, uma vez que também refletem input neural, no metabolismo energético, e outros processos. Em contraste, medindo a geração de força durante a contração fornece uma avaliação direta da função muscular e representa uma medida de saúde geral muscular. Adicionado benefícios dessa abordagem incluem a análise de dados simples e resultados quantitativos. Neste artigo de vídeo, nós fornecemos um procedimento detalhado para medir a geração de força pelos músculos das larvas, na esperança de que mais pesquisadores vão usar esse método para complementar as medidas existentes de saúde muscular em suas pesquisas. <pclass = &quot;jove_content&quot;&gt; O objetivo geral deste método é medir a geração de força durante a contração dos músculos do tronco zebrafish larval. Para alcançar este objetivo, uma larva do peixe-zebra é anestesiado e colocado dentro de uma câmara cheia com uma solução salina. A extremidade anterior da larva é ligada a um transdutor de força e a extremidade posterior da larva está ligada a um controlador de comprimento. Activação do músculo é conseguido por estimulação do campo eléctrico, e a corrente de estimulação e a duração da larva são ajustadas para produzir a força máxima de contração. Uma contração contração isométrica é provocada ea resposta vigor é gravado para análise. Para ser claro, esta técnica não mede forças geradas pelos músculos das larvas durante a natação. Como ambas as extremidades da larva estão ligados ao equipamento e devido à permanência da larva anestesiado, não pode iniciar o movimento durante o ensaio. Além disso, a estimulação do campo activa todas as fibras musculares ao mesmo tempo, para induzir uma bilateral contracção, o que não é o que ocorre naturalmente 20. Portanto, em vez de medir forças reais gerados durante a natação, esta técnica determina a capacidade de geração de força dos músculos das larvas. Usámos esta técnica para demonstrar a fraqueza muscular em um modelo de peixe-zebra de nemalínica miopatia 21, assim como para avaliar o efeito do tratamento antioxidante em função muscular em peixes-zebra de um modelo de doença multi-minifocos 22. Outros usaram uma técnica semelhante 23 para examinar os efeitos de um poluente ambiental em função do músculo 19.

<table border="1">
		<tbody>
		 <tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>REAGENTS</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Tricaine powder</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A5040</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sodium chloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S7653</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Potassium chloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P9541</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Calcium chloride dihydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>223506</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Magnesium chloride hexahydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M2670</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sodium phosphate monobasic</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S0751</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sodium bicarbonate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S6297</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>E5134</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>EQUIPMENT</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Nonsterile-suture</td>
			<td>Ashaway Line &amp; Twine</td>
			<td>S30002</td>
			<td>USP 10/0 monofilament nylon (3 ply)</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11251-20</td>
			<td>Dumont #5</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Spring scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15000-08</td>
			<td>Vannas</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Stereo microscope</td>
			<td>Leica Microsystems</td>
			<td>MZ8</td>
			<td>Illuminated with Fostec EKE ACE I light source</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Force transducer</td>
			<td>Aurora Scientific</td>
			<td>400A</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Length controller</td>
			<td>Aurora Scientific</td>
			<td>318B</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>XYZ positioning devices</td>
			<td>Parker Hannifin</td>
			<td>3936M</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Thermometer</td>
			<td>Physitemp</td>
			<td>BAT-12</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Disposable transfer pipette</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>13-711-9AM</td>
			<td>Cut end to widen opening and facilitate larva transfer</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Petri dish</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>08-757-11YZ </td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Glass pipette</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>13-678-8B</td>
			<td>Cut end (and fire-polish) to widen opening and facilitate larva transfer</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Inverted microscope</td>
			<td>Carl Zeiss Microscopy</td>
			<td>Axiovert 100</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Water bath circulator</td>
			<td>Neslab Instruments</td>
			<td>RTE-111</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Temperature controller</td>
			<td>Alpha Omega Instruments</td>
			<td>Series 800</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Stimulator</td>
			<td>Aurora Scientific</td>
			<td>701C</td>
			<td>High-power, follow stimulator</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Video sarcomere length system</td>
			<td>Aurora Scientific</td>
			<td>900B-5A</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>LabVIEW software</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Oscilloscope</td>
			<td>Nicolet Technologies</td>
			<td>ACCURA 100</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Microblade</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10050-00</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Microblade holder</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10053-13</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Data analysis software (Signo)</td>
			<td>Alameda Applied Sciences</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>

force measurement during contraction to assess muscle function in zebrafish larvae

Larvas do peixe fornecer modelos de desenvolvimento muscular, doença muscular e toxicidade química músculo-relacionados, mas os estudos relacionados muitas vezes a falta de medidas funcionais de saúde muscular. Neste artigo, vídeo, demonstramos um método para medir a geração de força durante a contração dos músculos do tronco de zebrafish larval. Força medições são realizadas por uma larva de anestesiados colocando dentro de uma câmara cheia com uma solução salina. A extremidade anterior da larva é ligada a um transdutor de força e a extremidade posterior da larva está ligada a um controlador de comprimento. Uma contração contração isométrica é provocada por estimulação do campo elétrico ea resposta vigor é gravado para análise. A geração de força durante a contracção proporciona uma medida da saúde em geral e, especificamente, do músculo, dá uma medida da função do músculo. Embora nós descrevemos esta técnica para uso com larvas de tipo selvagem, este método pode ser usado com larvas geneticamente modificado ou com larvas tratadas com drogas ou substâncias tóxicas,para caracterizar modelos de doenças musculares e avaliar tratamentos, ou para estudar o desenvolvimento muscular, lesão ou toxicidade química.

Em larvas de peixe-zebra de tipo selvagem saudável, as fibras musculares devem ser paralelos um ao outro, sem grandes intervalos entre eles e têm estrias evidente (Figura 5A). Larvas de peixe-zebra de tipo selvagem que não apresentam estas características, ou com danos evidentes, tais como fibras isoladas (Figura 5B), deve ser descartada. Um gráfico representativo da força de contração pico versus corrente de uma única larva de peixe-zebra de estimulação é mostrado na Figura 6. Para larvas do peixe do tipo selvagem entre 3-7 dpf, a corrente de estimulação ideal é normalmente entre 400-600 mA, com três larvas dpf requerendo atual de larvas dpf 6-7 maior estimulação. Os dados de força em bruto (recolhido durante o passo 5.8) tem de ser processados ​​e analisados ​​com o software de análise de dados. Em primeiro lugar, a linha de base do registro de força é definido como zero. Em segundo lugar, a voltagem de saída do transdutor de força é convertido para forçar (mN) (ver as instruções do fabricante para gerar uma curva de calibração para o transdutor de força). Uma resposta força representativa recolhidas durante uma contracção contração máxima de uma única larva é mostrado na Figura 7. Software de análise de dados pode ser usada para medir a força máxima e outras características da resposta força. Um conjunto representativo de dados de força pico de contração contracções máximas é mostrada na Figura 8A. Valores de força de contração de pico típicos para o tipo selvagem 3-7 dpf gama larvas 0,9-1,7 milhões, com larvas mais velhas, gerando mais força do que as larvas jovens. As diferenças na força de contração de pico pode ser devido a processos usuais, tais como crescimento e desenvolvimento (Figura 8) ou processos anormais, tais como a mutação de genes relacionados com a patologia 21,22. A normalização de área de secção transversal do músculo (CSA), pode ser usado para determinar o grau em que as diferenças na força de contração pico são simplesmente devido difere<html> ECN no tamanho da musculatura 21,22. CSA músculo pode ser estimada utilizando a seguinte fórmula: CSA = π (A / 2) (B / 2), em que A é a altura da musculatura como visto de lado, B é a largura da musculatura como visto a partir do fundo, e uma secção transversal elíptica é assumido. CSA valores típicos para o tipo selvagem 3-7 dpf gama larvas 0,027-,034 mm 2, com larvas dpf 3-4, geralmente com valores menores do que o CSA larvas dpf 5-7. Um conjunto representativo de dados de força de pico normalizada de contrações contração máxima é mostrada na Figura 8B. Os valores típicos normalizados pico de contração da força para o tipo selvagem 3-7 dpf gama larvas 34-51 mN / mm 2, com 4-7 larvas dpf geralmente apresentando valores superiores a 3 larvas dpf. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/50539/50539fig1.jpg" /> Figura 1. Laço de sutura. Setas apontam para as caudas laço de sutura. ve_content &quot;fo: manter-together.within-page =&quot; always &quot;&gt; <img alt="Figura 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50539/50539fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50539/50539fig2.jpg" /> Figura 2. (A) aparelho de teste com componentes identificados. (B) vistas close-up da câmara experimental. (A) câmara experimental com fundo transparente. (B) transdutor de força. (C) controlador do comprimento. (D) Os dispositivos de posicionamento XYZ. O X, Y e Z são definidos no canto superior direito. (E) o sistema de controle de temperatura, utilizando os módulos termoeléctricos. Tubos acomoda o fluxo de água para o arrefecimento dos módulos termoeléctricos. (F), o tubo de aço inoxidável ligado ao transdutor de força. (G) do tubo de aço inoxidável ligado ao controlador de comprimento. Eléctrodos de platina de placas paralelas (h) Termómetro microssonda. (I), que mede o comprimento do ocâmara. Placas de platina são de 2,5 mm de altura e 0,255 milímetros de espessura. <img alt="Figura 3" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50539/50539fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50539/50539fig3.jpg" /> Figura 3. Amarrar larva na câmara experimental. (A) Larva amarrado em no final anterior, mas ainda não virou 90 °. (B) Larva depois virou 90 °. (C) Larva amarrado em no final posterior, mas ainda não virou. (D) Larva depois caudas laço giratórias e sutura são cortados. <img alt="Figura 4" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50539/50539fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50539/50539fig4.jpg" /> Figura 4. Medições para a estimativa da área em corte transversal. Musculatura como visto a partir do lado (A) e (B), </strong&gt; fundo. Colocação das barras vermelhas indicam a localização da abertura urogenital. O comprimento das barras vermelhas indicam a altura ea largura da musculatura como visto de lado e da parte inferior, respectivamente. <img alt="Figura 5" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50539/50539fig5highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50539/50539fig5.jpg" /> Figura 5. Vista lateral do tronco do peixe-zebra larvas musculatura. (A) do tecido saudável. (B) do tecido com dano evidente. As contraturas resultantes de separações de fibras estão marcados com asteriscos. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/50539/50539fig6.jpg" /> Figura 6. Parcela representativa da força contração de pico contra a estimulação atual. A corrente de estimulação ideal é de 500 mA. Figura 7. Registro força representativa para uma única contração contração. Essa contração foi provocada com um pulso de estímulo em 0 ms. A força máxima é de 1,56 mN. <img alt="Figura 8" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50539/50539fig8highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50539/50539fig8.jpg" /> Figura 8. Dados de força representativas 3-7 larvas dpf. (A) dados pico de força de contração de contração máxima. (B) dados pico de força de contração contrações máximas normalizadas para CSA. Larvas mais velhas (6-7 dpf) foram alimentados Hatchfry Encapsulon Grade 0 com Spirulina (Argent Laboratories), a partir de 5 dpf. Meios + desvios padrão são relatadas com n = 5 em cada grupo. Grupos significativamente diferentes das larvas de 3 dpf (*) e larvas de 4 dpf (#) são indicados (ANOVA, P &lt;0,05). O aumento significativo na força normalizada entre 3 e 4 dpf (B) indica um aumento da capacidade de geração de força intrínseca durante este período de tempo, enquanto que o aumento da força, entre 4 e 6-7 dpf (A) é atribuída ao crescimento baseado em nenhuma alterar 4-7 dpf na força normalizada.

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Force Measurement During Contraction to Assess Muscle Function in Zebrafish Larvae

Medições da força pode ser usada para demonstrar as alterações na função muscular, devido ao desenvolvimento, lesões, doença, o tratamento ou a toxicidade química. Neste vídeo, demonstramos um método para medir a força durante uma contração máxima de zebrafish músculos do tronco larval.

Medição de força durante a contração para avaliar a função muscular em larvas do peixe

Zebrafish larvae provide models of muscle development, muscle disease and muscle-related chemical toxicity, but related studies often lack functional ...

force-measurement-during-contraction-to-assess-muscle-function

Research

JoVE Journal

Biology

15.5K visualizações.  University of Michigan. Medições da força pode ser usada para demonstrar as alterações na função muscular, devido ao desenvolvimento, lesões, doença, o tratamento ou a toxicidade química. Neste vídeo, demonstramos um método para medir a força durante uma contração máxima de zebrafish músculos do tronco larval.

Vídeo: Force Measurement During Contraction to Assess Muscle Function in Zebrafish Larvae

High-resolution Measurement of Odor-Driven Behavior in Drosophila Larvae

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral paradigm, the experimenter usually assumes that the rapid diffusion of odorant molecules from the source leads to the creation of a stable gradient in the dish. To establish a quantitative correlation between sensory inputs and behavioral responses, it is necessary to achieve a more thorough characterization of the odorant stimulus conditions. In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

De alta resolução de Medição do Comportamento Odor-Driven em larvas de Drosophila

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral ...

Biologia

Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic oligonucleotides with antisense complementarity to target RNAs, can be added to the embryo to reduce the expression of a particular gene product.  Conversely, processed mRNA can be added to the embryo to increase levels of a gene product.  The vehicle for adding either mRNA or morpholino to an embryo is microinjection.  Microinjection is efficient and rapid, allowing for the injection of hundreds of embryos per hour.  This video shows all the steps involved in microinjection.  Briefly, eggs are collected immediately after being laid and lined up against a microscope slide in a Petri dish.  Next, a fine-tipped needle loaded with injection material is connected to a microinjector and an air source, and the microinjector controls are adjusted to produce a desirable injection volume.  Finally, the needle is plunged into the embryo's yolk and the morpholino or mRNA is expelled.

This video shows how morpholino or mRNA can be injected into zebrafish embryos at the one-cell stage to decrease or increase the level of specific gene products during subsequent development.

Microinjeção de embriões Zebrafish para analisar a função do gene

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic ...

Using the optokinetic response to study visual function of zebrafish

Optokinetic response (OKR) is a behavior that an animal vibrates its eyes to follow a rotating grating around it. It has been widely used to assess the visual functions of larval zebrafish1-5. Nevertheless, the standard protocol for larval fish is not yet readily applicable in adult zabrafish. Here, we introduce how to measure the OKR of adult zebrafish with our simple custom-built apparatus using a new protocol which is established in our lab. Both our apparatus and step-by-step procedure of OKR in adult zebrafish are illustrated in this video. In addition, the measurements of the larval OKR, as well as the optomotor response (OMR) test of adult zebrafish, are also demonstrated in this video. This OKR assay of adult zebrafish in our experiment may last for up to 4 hours. Such OKR test applied in adult fish will benefit to visual function investigation more efficiently when the adult fish vision system is manipulated.
Su-Qi Zou and Wu Yin contributed equally to this paper.

Optokinetic response has been widely used to assess the visual functions of larval zebrafish. Nevertheless, the standard protocol for larval fish is not yet readily applicable in adults1-5. Here, we introduce how to measure the OKR of adult zebrafish using a new protocol which is established in our lab.

Usando a resposta optocinético para estudar a função visual de zebrafish

Optokinetic response (OKR) is a behavior that an animal vibrates its eyes to follow a rotating grating around it. It has been widely used to assess the ...

Intravenous Microinjections of Zebrafish Larvae to Study Acute Kidney Injury

In this video article we describe a zebrafish model of AKI using gentamicin as the nephrotoxicant.  The technique consists of intravenous microinjections on 2 dpf zebrafish. This technique represents an efficient and rapid method to deliver soluble substances into the bloodstream of zebrafish larvae, allowing for the injection of 15-20 fish per hour. In addition to AKI studies, this microinjection technique can also be used for other types of experimental studies such as angiography.  We provide a detailed protocol of the technique from equipment required to visual measures of decreased kidney function. In addition, we also demonstrate the process of fixation, whole mount immunohistochemistry with a kidney tubule marker, plastic embedding and sectioning of the larval zebrafish. We demonstrate that zebrafish larvae injected with gentamicin show morphological features consistent with AKI: edema, loss of cell polarity in proximal tubular epithelial cells, and morphological disruption of the tubule.

We describe a technique of microinjecting the aminoglycoside, gentamicin, into 2 days post-fetilization (dpf) zebrafish larvae to induce acute kidney injury (AKI). We also describe a method for whole mount immunohistochemistry, plastic embedding and sectioning of zebrafish larvae to visualize the AKI mediated damage.

Microinjeções intravenosa de larvas do peixe para o Estudo de lesão renal aguda

In this video article we describe a zebrafish model of AKI using gentamicin as the nephrotoxicant.  The technique consists of intravenous microinjections ...

Fluorescence-based Measurement of Store-operated Calcium Entry in Live Cells: from Cultured Cancer Cell to Skeletal Muscle Fiber

Store operated Ca2+ entry (SOCE), earlier termed capacitative Ca2+ entry, is a tightly regulated mechanism for influx of extracellular Ca2+ into cells to replenish depleted endoplasmic reticulum (ER) or sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ stores1,2. Since Ca2+ is a ubiquitous second messenger, it is not surprising to see that SOCE plays important roles in a variety of cellular processes, including proliferation, apoptosis, gene transcription and motility. Due to its wide occurrence in nearly all cell types, including epithelial cells and skeletal muscles, this pathway has received great interest3,4. However, the heterogeneity of SOCE characteristics in different cell types and the physiological function are still not clear5-7.
The functional channel properties of SOCE can be revealed by patch-clamp studies, whereas a large body of knowledge about this pathway has been gained by fluorescence-based intracellular Ca2+ measurements because of its convenience and feasibility for high-throughput screening. The objective of this report is to summarize a few fluorescence-based methods to measure the activation of SOCE in monolayer cells, suspended cells and muscle fibers5,8-10. The most commonly used of these fluorescence methods is to directly monitor the dynamics of intracellular Ca2+ using the ratio of F340nm and F380nm (510 nm for emission wavelength) of the ratiometric Ca2+ indicator Fura-2. To isolate the activity of unidirectional SOCE from intracellular Ca2+ release and Ca2+ extrusion, a Mn2+ quenching assay is frequently used. Mn2+ is known to be able to permeate into cells via SOCE while it is impervious to the surface membrane extrusion processes or to ER uptake by Ca2+ pumps due to its very high affinity with Fura-2. As a result, the quenching of Fura-2 fluorescence induced by the entry of extracellular Mn2+ into the cells represents a measurement of activity of SOCE9. Ratiometric measurement and the Mn+2 quenching assays can be performed on a cuvette-based spectrofluorometer in a cell population mode or in a microscope-based system to visualize single cells. The advantage of single cell measurements is that individual cells subjected to gene manipulations can be selected using GFP or RFP reporters, allowing studies in genetically modified or mutated cells. The spatiotemporal characteristics of SOCE in structurally specialized skeletal muscle can be achieved in skinned muscle fibers by simultaneously monitoring the fluorescence of two low affinity Ca2+ indicators targeted to specific compartments of the muscle fiber, such as Fluo-5N in the SR and Rhod-5N in the transverse tubules9,11,12.

The extent of store-operated Ca2+ entry (SOCE) can be monitored using fluorescent Ca2+ indicators. Mn2+ quenching of such indicators assays SOCE in cultured cells and skeletal muscle fibers. A technique allowing spatial and temporal resolution of SOCE by confocal imaging of mechanically skinned muscle fibers is also described.

Fluorescência baseada em Medição da loja operada entrada de cálcio em células vivas: a partir de células cancerosas cultivadas em fibra muscular esquelética

Store operated Ca2+ entry (SOCE), earlier termed capacitative Ca2+ entry, is a tightly regulated mechanism for influx of extracellular Ca2+ into cells to ...

Microgavage of Zebrafish Larvae

The zebrafish has emerged as a powerful model organism for studying intestinal development1-5, physiology6-11, disease12-16, and host-microbe interactions17-25. Experimental approaches for studying intestinal biology often require the in vivo introduction of selected materials into the lumen of the intestine. In the larval zebrafish model, this is typically accomplished by immersing fish in a solution of the selected material, or by injection through the abdominal wall. Using the immersion method, it is difficult to accurately monitor or control the route or timing of material delivery to the intestine. For this reason, immersion exposure can cause unintended toxicity and other effects on extraintestinal tissues, limiting the potential range of material amounts that can be delivered into the intestine. Also, the amount of material ingested during immersion exposure can vary significantly between individual larvae26. Although these problems are not encountered during direct injection through the abdominal wall, proper injection is difficult and causes tissue damage which could influence experimental results. We introduce a method for microgavage of zebrafish larvae. The goal of this method is to provide a safe, effective, and consistent way to deliver material directly to the lumen of the anterior intestine in larval zebrafish with controlled timing. Microgavage utilizes standard embryo microinjection and stereomicroscopy equipment common to most laboratories that perform zebrafish research. Once fish are properly positioned in methylcellulose, gavage can be performed quickly at a rate of approximately 7-10 fish/ min, and post-gavage survival approaches 100% depending on the gavaged material. We also show that microgavage can permit loading of the intestinal lumen with high concentrations of materials that are lethal to fish when exposed by immersion. To demonstrate the utility of this method, we present a fluorescent dextran microgavage assay that can be used to quantify transit from the intestinal lumen to extraintestinal spaces. This test can be used to verify proper execution of the microgavage procedure, and also provides a novel zebrafish assay to examine intestinal epithelial barrier integrity under different experimental conditions (e.g. genetic manipulation, drug treatment, or exposure to environmental factors). Furthermore, we show how gavage can be used to evaluate intestinal motility by gavaging fluorescent microspheres and monitoring their subsequent transit. Microgavage can be applied to deliver diverse materials such as live microorganisms, secreted microbial factors/toxins, pharmacological agents, and physiological probes. With these capabilities, the larval zebrafish microgavage method has the potential to enhance a broad range of research fields using the zebrafish model system.

We present a novel method for microgavage of larval zebrafish utilizing standard embryo microinjection and stereomicroscopy equipment. We demonstrate that microgavage is a safe and efficient technique useful for delivering controlled amounts of diverse materials specifically into the larval zebrafish intestinal lumen.

Microgavage de larvas do peixe

The zebrafish has emerged as a powerful model organism for studying intestinal development1-5, physiology6-11, disease12-16, and host-microbe ...

Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice

Body movements are mainly provided by mechanical function of skeletal muscle. Skeletal muscle is composed of numerous bundles of myofibers that are sheathed by intramuscular connective tissues. Each myofiber contains many myofibrils that run longitudinally along the length of the myofiber. Myofibrils are the contractile apparatus of muscle and they are composed of repeated contractile units known as sarcomeres. A sarcomere unit contains actin and myosin filaments that are spaced by the Z discs and titin protein. Mechanical function of skeletal muscle is defined by the contractile and passive properties of muscle. The contractile properties are used to characterize the amount of force generated during muscle contraction, time of force generation and time of muscle relaxation. Any factor that affects muscle contraction (such as interaction between actin and myosin filaments, homeostasis of calcium, ATP/ADP ratio, etc.) influences the contractile properties. The passive properties refer to the elastic and viscous properties (stiffness and viscosity) of the muscle in the absence of contraction. These properties are determined by the extracellular and the intracellular structural components (such as titin) and connective tissues (mainly collagen) 1-2. The contractile and passive properties are two inseparable aspects of muscle function. For example, elbow flexion is accomplished by contraction of muscles in the anterior compartment of the upper arm and passive stretch of muscles in the posterior compartment of the upper arm. To truly understand muscle function, both contractile and passive properties should be studied.
The contractile and/or passive mechanical properties of muscle are often compromised in muscle diseases. A good example is Duchenne muscular dystrophy (DMD), a severe muscle wasting disease caused by dystrophin deficiency 3. Dystrophin is a cytoskeletal protein that stabilizes the muscle cell membrane (sarcolemma) during muscle contraction 4. In the absence of dystrophin, the sarcolemma is damaged by the shearing force generated during force transmission. This membrane tearing initiates a chain reaction which leads to muscle cell death and loss of contractile machinery. As a consequence, muscle force is reduced and dead myofibers are replaced by fibrotic tissues 5. This later change increases muscle stiffness 6. Accurate measurement of these changes provides important guide to evaluate disease progression and to determine therapeutic efficacy of novel gene/cell/pharmacological interventions. Here, we present two methods to evaluate both contractile and passive mechanical properties of the extensor digitorum longus (EDL) muscle and the contractile properties of the tibialis anterior (TA) muscle.

Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice

Changes in limb muscle contractile and passive mechanical properties are important biomarkers for muscle diseases. This manuscript describes physiological assays to measure these properties in the murine extensor digitorum longus and tibialis anterior muscles.

Avaliação da função muscular do músculo extensor longo dos dedos<em&gt; Ex vivo</em&gt; E músculo tibial anterior<em&gt; Em situ</em&gt; Em Ratos

Body  movements are mainly provided by mechanical function of skeletal muscle. Skeletal  muscle is composed of numerous bundles of myofibers that are ...

Methods to Assess Subcellular Compartments of Muscle in C. elegans

Muscle is a dynamic tissue that responds to changes in nutrition, exercise, and disease state. The loss of muscle mass and function with disease and age are significant public health burdens. We currently understand little about the genetic regulation of muscle health with disease or age. The nematode C. elegans is an established model for understanding the genomic regulation of biological processes of interest. This worm&#8217;s body wall muscles display a large degree of homology with the muscles of higher metazoan species. Since C. elegans is a transparent organism, the localization of GFP to mitochondria and sarcomeres allows visualization of these structures in vivo. Similarly, feeding animals cationic dyes, which accumulate based on the existence of a mitochondrial membrane potential, allows the assessment of mitochondrial function in vivo. These methods, as well as assessment of muscle protein homeostasis, are combined with assessment of whole animal muscle function, in the form of movement assays, to allow correlation of sub-cellular defects with functional measures of muscle performance. Thus, C. elegans provides a powerful platform with which to assess the impact of mutations, gene knockdown, and/or chemical compounds upon muscle structure and function. Lastly, as GFP, cationic dyes, and movement assays are assessed non-invasively, prospective studies of muscle structure and function can be conducted across the whole life course and this at present cannot be easily investigated in vivo in any other organism.

Methods to Assess Subcellular Compartments of Muscle in C. elegans

Skeletal muscle is essential for locomotion and is the bodies&#8217; main protein store. Muscle health measurements within C. elegans are described. Prospective changes to muscle structure and function are assessed using localized GFP and cationic dyes.

Métodos para avaliar Subcelulares Compartimentos de músculo em<em&gt; C. elegans</em

Muscle is a dynamic tissue that responds to changes in nutrition, exercise, and disease state. The loss of muscle mass and function with disease and age ...

Measurement of Smooth Muscle Function in the Isolated Tissue Bath-applications to Pharmacology Research

Isolated tissue bath assays are a classical pharmacological tool for evaluating concentration-response relationships in a myriad of contractile tissues. While this technique has been implemented for over 100 years, the versatility, simplicity and reproducibility of this assay helps it to remain an indispensable tool for pharmacologists and physiologists alike. Tissue bath systems are available in a wide array of shapes and sizes, allowing a scientist to evaluate samples as small as murine mesenteric arteries and as large as porcine ileum &#8211; if not larger. Central to the isolated tissue bath assay is the ability to measure concentration-dependent changes to isometric contraction, and how the efficacy and potency of contractile agonists can be manipulated by increasing concentrations of antagonists or inhibitors. Even though the general principles remain relatively similar, recent technological advances allow even more versatility to the tissue bath assay by incorporating computer-based data recording and analysis software. This video will demonstrate the function of the isolated tissue bath to measure the isometric contraction of an isolated smooth muscle (in this case rat thoracic aorta rings), and share the types of knowledge that can be created with this technique. Included are detailed descriptions of aortic tissue dissection and preparation, placement of aortic rings in the tissue bath and proper tissue equilibration prior to experimentation, tests of tissue viability, experimental design and implementation, and data quantitation. Aorta will be connected to isometric force transducers, the data from which will be captured using a commercially available analog-to-digital converter and bridge amplifier specifically designed for use in these experiments. The accompanying software to this system will be used to visualize the experiment and analyze captured data.

This protocol describes the measurement of isometric contraction in an isolated smooth muscle preparation, using an isolated tissue bath system and computer-based data acquisition.

A medição da função do músculo liso nas Isolado tecido de banho-aplicativos para Farmacologia Research

Isolated tissue bath assays are a classical pharmacological tool for evaluating concentration-response relationships in a myriad of contractile tissues.  ...

Nephrotoxin Microinjection in Zebrafish to Model Acute Kidney Injury

The kidneys are susceptible to harm from exposure to chemicals they filter from the bloodstream. This can lead to organ injury associated with a rapid decline in renal function and development of the clinical syndrome known as acute kidney injury (AKI). Pharmacological agents used to treat medical circumstances ranging from bacterial infection to cancer, when administered individually or in combination with other drugs, can initiate AKI. Zebrafish are a useful animal model to study the chemical effects on renal function in vivo, as they form an embryonic kidney comprised of nephron functional units that are conserved with higher vertebrates, including humans. Further, zebrafish can be utilized to perform genetic and chemical screens, which provide opportunities to elucidate the cellular and molecular facets of AKI and develop therapeutic strategies such as the identification of nephroprotective molecules. Here, we demonstrate how microinjection into the zebrafish embryo can be utilized as a paradigm for nephrotoxin studies.

Renal injuries incurred from nephrotoxins, which include drugs ranging from antibiotics to chemotherapeutics, can result in complex disorders whose pathogenesis remains incompletely understood. This protocol demonstrates how zebrafish can be used for disease modeling of these conditions, which can be applied to the identification of renoprotective measures.

Nefrotoxina microinjeção no peixe-zebra ao modelo de lesão renal aguda

The kidneys are susceptible to harm from exposure to chemicals they filter from the bloodstream. This can lead to organ injury associated with a rapid ...