This work was supported by the Committee Technology and Innovation (CTI) Switzerland grant 14796-PFLS-LSCTI. MicroPost arrays were generously provided by MicroDuits GmbH.

1. As células de cultura em micropost matrizes Nota: Todas as etapas devem ser executadas em um gabinete de biossegurança para garantir a esterilidade. Os volumes dadas aqui são para T25 frascos de cultura celular. A cultura de células meio de receita e semeadura de células densidade são otimizados para linhas celulares de cancro do osso HuO9 e M132. <ol><li> Preparar uma cultura de células para a semeadura em uma matriz micropost. <ol><li> Inspeccionar a qualidade de cultura de células, colocando o frasco de cultura sobre um microscópio de luz padrão. Certifique-se de que as células mostram um crescimento e morfologia típicas por estimar quanto do fundo garrafa de cultura é coberto. Uma cobertura de 70% -80% reflecte uma taxa de crescimento saudável. Preste atenção à quantidade de células flutuante uma vez que representam as células mortas e / ou uma cultura mato. </li><li> Tripsinizar as células e por remover o meio de lavagem com 4 ml de solução salina tamponada com fosfato 1x tampão (PBS). Adicionar 0,8 ml de 1x tripsina / ácido etilenodiaminotetracético (EDTA) e incubar a temperatura ambiente até que a células desalojar, que leva cerca de 2-4 min. Verificar o processo com o microscópio e ocasionalmente bater suavemente o frasco para suportar o desalojamento. </li><li> Adicionar 5 ml de meio de cultura celular (meio de Eagle modificado por Dulbecco (DMEM) / F12 com soro a 10% de bovino fetal (FBS), 1% de penicilina / estreptavidina (Pen / Strep)) para parar a reacção e para lavar as células residuais que ainda se sente na parte inferior do frasco. Em seguida, pipetar esta suspensão cima e para baixo várias vezes, para obter uma mistura homogénea. Certifique-se de pipeta todas as soluções em toda a área de crescimento original do frasco para ganhar uma desalojar eficaz. </li><li> Transferir a suspensão de células para um tubo de 15 ml e centrifugar-lo usando uma centrífuga de bancada a 0,5 xg durante 3 min. </li><li> Remover o sobrenadante e ressuspender o sedimento de células em 5 ml de meio por pipetagem para cima e para baixo 5 vezes. Certifique-se evitar a criação de bolhas ao fazê-lo. </li><li> Determinar a densidade celular utilizando uma câmara de contagem de células e um microsco luzpe. Verifique a suspensão de células na câmara de contagem celular para agregados de células e assegurar a ter apenas as células individuais para a experiência subsequente. Pipeta novamente para cima e para baixo várias vezes se as células tendem a formar agregados para separá-los. </li><li> Dilui-se a suspensão de células com meio suficiente para obter uma solução de células de 25.000 células / ml. Misture bem invertendo o tubo fechado várias vezes. </li></ol></li><li> Prepare uma matriz micropost para semeadura de células. Nota Crítica: Não pipete para a matriz micropost diretamente, pois isso poderia prejudicar os microposts, especialmente quando as bolhas indesejados são introduzidos. Além disso, certifique-se que a matriz micropost não resseca como ocorrendo forças capilares levar a colapso dos microposts. <ol><li> Colocar o substrato de vidro com a matriz micropost viradas para cima em um poço de uma placa de 12 poços, utilizando um par de pinças e molhá-lo por adição de 1 ml de etanol (99%). Incubar à temperatura ambiente durante 20-30 seg. </li><li> Dilui-se o etanolpasso a passo através da adição de cerca de 1 ml estéril água desionizada (água Dl) do lado da aspiração e bem cerca de 1 ml, utilizando uma pipeta de transferência ou o dispositivo de aspiração. Repetir esta etapa, pelo menos, 3 vezes. </li><li> Substituir o-água Dl com tampão PBS, do mesmo modo por adição de aspiração e aproximadamente 1 ml. Repita este passo 3 vezes. </li><li> Substituir o-tampão de PBS com meio por aspiração e a adição de aproximadamente 1 ml de meio. Repita este passo 3 vezes. </li></ol></li><li> Pipete 1 mL de solução de células (25.000 células) na parte superior de cada matriz micropost preparado. Fechar placa multi-poços e transferi-lo para uma incubadora (CO2 5%, 37 ° C). Deixe as células aderir e crescer em cima de microposts para 6 -7 horas. </li><li> Inspecione o processo de adesão, ocasionalmente usando uma luz de um microscópio. Verifique se a maioria das células estão distribuídas em vários microposts. </li></ol> 2. Fixação e coloração de células Nota: Todos os passos evolumes dadas aqui são para um único poço de uma placa de 12 poços. Recomenda-se a processar não mais do que quatro dos doze poços de cada vez para evitar a secagem dos poços após a aspiração de qualquer líquido, o que resultará num colapso das microposts. <ol><li> Aspirar o meio do poço e lavar as células 2x com 1 ml de tampão PBS. Certifique-se a aplicar uma força suave durante a lavagem com PBS para remover os restos celulares que se acumulou na matriz micropost durante a incubação e de separar as células mortas. </li><li> Fixar as células com uma solução de formaldeído tamponada a 0,5 ml de 3,7% durante 5 min. </li><li> Substitua a solução de formaldeído por lavagem das 2x matriz micropost com 1 ml de água DI estéril. </li><li> Corar as células com corante (de 0,05% Azul Brilhante de Coomassie em 50% de água, etanol a 40% e ácido acético a 10%) durante cerca de 90 seg. Lavar o excesso de solução de coloração off 2x com 1 ml de água DI estéril. Adicionar 1 ml de água DI para micropost matriz. </li><li> Verifique resultado coloração utilizando um microscópio de luz. Repita tele coloração passo, se o corpo da célula for muito fraca para ser visualizado. </li><li> Matrizes micropost loja com as células marcadas na parte superior em uma geladeira a 4 ° C. Certifique-se de mantê-los sob a água em todos os momentos. </li></ol> Imagem 3. celular Nota: Passo 4 só se aplica aos microscópios sem infinidade corrigido óptica. <ol><li> Adicionar 2 ml DI-água para uma placa de Petri com um fundo de vidro fino em alta resolução de imagem. </li><li> Transferir matriz micropost usando um par de pinças para o prato de imagens com as microposts voltado para cima. </li><li> Coloque a imagiologia de Petri sobre uma fase móvel de um microscópio de luz. </li><li> Rodar o anel de compensação da lente utilizada para geração de imagens até que o número na escala representa a espessura total de todos os materiais ao longo do percurso óptico para compensar o desfasamento em índices de refracção do substrato de vidro, o elastómero de silicone e o líquido em cima. Isso deve levar a uma aparência brilhante dos micropostsnúcleos. </li><li> Fechar o diafragma do lado da iluminação até 50% e remover quaisquer anéis de contraste de fase a partir do caminho óptico de comutação para um modo de campo brilhante comum. </li><li> Alinhe a matriz micropost que os microposts formar uma linha horizontal através do campo de observação. Definir um ponto de partida (por exemplo, superior esquerdo) e mova a placa de Petri gradual em toda a fase de varredura da matriz micropost enquanto tomar várias imagens. </li><li> Tire todas as imagens com a configuração de resolução mais alta para a câmera usando uma objetiva de 20X ou 40X. Destinam-se a ter uma única célula no centro da imagem. </li><li> Varrer ao longo do eixo Z através do substrato até que as pontas micropost estão no foco. Use a roda de foco fino ajuste do microscópio e transformá-lo no sentido de centrando-se na parte inferior micropost para cerca de 2-3 mm. </li><li> Estabelecer um procedimento de imagem padrão, tomando série de imagens de teste de uma seção matriz varrendo os parâmetros de imagem uma de cada vez (por exemplo, tempo de exposição,configuração de íris, as configurações de lâmpadas etc.). Analisar imagens com MechProfiler e determinar um conjunto de parâmetros adequados para uma análise rápida e confiável. </li></ol> 4. Análise de Imagem com Open Source Software &quot;MechProfiler&quot; Nota: Todas as funções do software pode ser ativado com um dispositivo apontador com o botão esquerdo do mouse. No entanto, um operador treinado irá utilizar as teclas de atalho documentados projetado para ser na metade esquerda do teclado para permitir um processamento de imagem de duas mãos eficiente. <ol><li> Comece análise de imagem software MechProfiler e abrir uma série de imagens que precisam ser analisados, clicando em &quot;Abrir&quot;. </li><li> Introduza todos os parâmetros para a seção &quot;Configurações&quot; dada pelo desenvolvedor de software. Determinar os parâmetros que devem ser personalizada configurada (isto é, limite de contorno e à distância mínima) de acordo com os procedimentos descritos em detalhe no manual de software. </li><li> Analisar imagems um-por-um, cortando-os para a área de interesse, usando &quot;Cortar&quot; (clique e arraste com o botão do mouse pressionado). Clique duas vezes dentro do retângulo desenhado para concluir esta ação. </li><li> Marcação cada contorno celular visível um por um, clicando em &quot;desenhar os contornos de células&quot; e use o cursor de cruz para o desenho, incluindo todos os microposts a célula está ligado a. </li><li> Descarte qualquer microposts indesejados, clicando em &quot;desfazer Mensagens&quot; e usar o cursor de cruz para desenhar. Coloque todos os microposts que pertencem a uma célula do lado de fora da secção de imagem ou que são desviados por qualquer outro motivo, mas não pela célula de interesse. </li><li> Comece a sub-rotina software &quot;Encontre Centróides&quot; pelo clique do mouse. Ajuste a definição direita ao lado do botão &quot;Find Centróides&quot; até que todos os microposts são registradas, o que é visível por uma cruz vermelha em seu centro de filtro. Se a definição de filtro é muito baixa microposts irá ser ignorado, se ele for muito elevado de muposições ltiple será marcada para uma única micropost. Mantenha o filtro definição constante durante uma sessão de análise. </li><li> Use a função de edição manual &quot;Editar Manual&quot; para centroids com múltiplas posições perdidas ou micropost. Use o cabelo do mouse cruz para seleccionar a micropost em questão clicando e arrastando-o do outro lado. Clique duas vezes dentro do retângulo e coloque o marcador vermelho ausente na seção imagem ampliada, que fecha automaticamente. Descarte um tal micropost se ele está fora do contorno celular desenhado (ver passo 4.5) antes de prosseguir. </li><li> Encontre a grade micropost ideal ativando a função &quot;Gerar Grid&quot; com um clique do mouse. Garantir a posição corresponde com a cabeça micropost verdade, mostrado por um anel azul, dentro do contorno celular desenhado. </li><li> Corrija qualquer fabricante grade deslocada dentro da área da célula onde for necessário utilizar a função &quot;Manuel Editar&quot; correspondente com um clique do mouse. Use a mira para selecionar o micropost em question clicando e arrastando-o do outro lado. Clique duas vezes dentro do retângulo que aparece e coloque o marcador azul ausente na seção imagem ampliada, que fecha automaticamente. </li><li> Use o botão &quot;Calcular&quot; deflexões pelo clique do mouse para obter um histograma dos valores de deflexão calculados com base na diferença entre a posição de um micropost dentro da seção de imagem e da grelha ideal gerado. </li><li> Salve a análise completa, incluindo as tabelas de valores por um clique do mouse em &quot;Salvar&quot;. </li><li> Continuar a análise de imagem clicando em &quot;Reset View&quot; e analisar outra seção imagem ou clique do mouse em &quot;Next Imagem&quot;, que convenientemente pode ser feito usando a tecla cursor do teclado direito. </li></ol> 5. Análise de Dados - Mechanoprofiling <ol><li> Abra o arquivo &quot;Results.xls&quot; com um programa de escritório planilha da pasta com as imagens analisadas. Ele contém os dados com all valores calculados, incluindo todos os desvios micropost e medidas de derivados convencionais, tais como o trabalho (isto é, a energia de deformação do substrato) pela célula analisado. </li></ol>

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The lead author (NG) is co-founder of MicroDuits GmbH, the commercial supplier of the micropost arrays used in this study. No other authors have any potential conflicts of interest with this work.

Este trabalho visa avançar no campo da microscopia de força de tração, diminuindo substancialmente os obstáculos técnicos e práticos à entrada. Estas barreiras vêm de dois lados. Primeiro e mais importante são os inúmeros desafios técnicos não triviais que devem ser superados para a fabricação reprodutível e comissionar uma matriz micropost experimentalmente. Em segundo lugar, é a necessidade de forma semelhante não trivial para uma análise semi-automatizado de confiança de forças de células única...

Ensaios baseados em células sensíveis de Mecano-permitir que células aderentes para investigar, com uma ampla gama de aplicações, que reflectem o papel central que a mecânica pode desempenhar na biologia celular. Estas aplicações costumam se concentrar sobre os mecanismos subjacentes que impulsionam processos subcelulares ou comportamento de células inteiras. Por um lado, os factores ambientais externos tais como a composição da matriz extracelular ou a rigidez da matriz pode afectar dramaticamente a resposta mecânica e biológica de uma célula. 1 O mesmo pode ser observada após a utilização de diversas classes de compostos farmaceuticamente activos, os efeitos dos quais são muitas vezes caracterizados utilizando modelos de cultura de células. 2 sobre as outras propriedades genotípicas de mão, tais como aquelas causadas por mutações genéticas espontâneas ou induzidas experimentalmente, pode induzir alterações acentuadas no fenótipo da célula que estão associadas a alterações na estrutura e na função do citoesqueleto. 3 Estes exemplos têm apenas algumas das muitas possíveistópicos para os quais fenotipagem mecânica de células é relevante, e todos eles foram útil investigado com matrizes micropost. No momento da redação deste artigo, aproximadamente 200 artigos foram publicados descrevendo a interação célula-micropost. Estas obras discutir aspectos teóricos da micropost princípios de deflexão bem como instruções práticas sobre o seu fabrico. O primeiro artigo descrevendo a interação das células e matrizes micropost flexíveis foi publicada por Tan e seus colegas em 2003. 4 Em contraste com a microscopia de força de tração clássica (TFM), onde os substratos macios contínuas são usadas para estimar a contratilidade de células nanonewton escala, Tan et al. descrito um método utilizando múltiplos feixes verticais espaçados feitas de elastómero de silicone. As principais vantagens desta técnica emergem duas características principais. Em primeiro lugar, a fim de alterar a rigidez célula-substrato resulta uma só precisa de mudar as dimensões, mantendo micropostcaso contrário, a composição do substrato constante e evitando-se assim diferenças de topologia de superfície e química. Segundo microposts atuar como molas individuais que podem ser analisados ​​de forma discreta com força e resolução espacial da ordem de adesões focais individuais e pode reduzir os desafios analíticos que são inerentes à análise análoga por padrão TFM. Hoje, a gama de aplicações para matrizes micropost excede em muito apenas o mapeamento de forças por algumas células individuais. Por exemplo, Akiyama relata o uso de um tecido isolado a partir de um vaso dorsal lagarta da traça como um actuador para uma matriz micropost, a fim de desenvolver uma potência muscular autónoma micro-robô inseto. 5 No entanto, a maioria das aplicações publicadas de microposts concentraram-se em estudos de condições médicas, como infecção ou câncer. Por exemplo, matrizes micropost têm sido utilizados para estudar a geração de forças de empacotado pili de tipo IV de Neisseria gonorrhcolónias OEA que está associado com cascatas de sinalização reforço infecção. 6 Outros usaram microposts para estudar as células de câncer de mama tratados com compostos farmacêuticos visando o citoesqueleto. 7 Deflexão de um micropost é muitas vezes descrita usando a teoria clássica do feixe para um cantilever com uma carga final assumindo que a célula atribui apenas à ponta da micropost. Aqui, a força F aplicada que provoca uma deflexão δ depende do micropost &quot;rigidez de flexão&quot; e K é calculado por: <img alt="Equação 1" src="/files/ftp_upload/53350/53350eq1.jpg" /> (1) com E, I, e L sendo o módulo de Young, a área de momento de inércia e do feixe de comprimento, respectivamente. No entanto, os resultados de esta equação só dar uma aproximação geral das forças no trabalho desde feixe de corte e dobra, bem como a deformação de substrato não são levados em accontagem. Considerando que microposts são normalmente feitos de material macio, como polidimetilsiloxano (PDMS) à base de borracha de silicone esses fatores precisam ser incluídos. . Schoen et ai demonstraram a existência de um tal factor de correcção com base na relação do micropost (L / D) e do polímero correspondente coeficiente de Poisson v aspecto 8 É dada a.: <img alt="Equação 2" src="/files/ftp_upload/53350/53350eq2.jpg" /> (2) Com o t inclinação (v) ser um coeficiente de inclinação que inclui um parâmetro de ajuste = 1,3 como pode ser encontrado no mesmo artigo: <img alt="Equação 3" src="/files/ftp_upload/53350/53350eq3.jpg" /> (3) Isso significa que a rigidez corrigido de um micropost corr k é o produto da rigidez à flexão pura = k k curvatura e o factor de correcção corrdado por: <img alt="Equação 4" src="/files/ftp_upload/53350/53350eq4.jpg" /> (4) Portanto, os cálculos de força da célula deve ser realizada utilizando a variação mais refinada da equação (1) lendo agora: <img alt="Equação 5" src="/files/ftp_upload/53350/53350eq5.jpg" /> (5) O impacto da correcção torna-se mais evidente, logo que os valores típicos para dimensões micropost são utilizados. Por exemplo, a 15 mícron de comprimento micropost com uma secção transversal circular e um diâmetro de 5 mm feito de borracha de silicone à base de PDMS leva a um factor de correcção de 0,77 e, por conseguinte, um cálculo não corrigido superestimariam as forças exercidas pelas células 23%. Isso se torna ainda mais grave para microposts com proporções menores. Tradicionalmente, micropost análise de imagem também tem sido baseada na teoria de flexão feixe idealizada. Em 2005, o grupo que foi pioneira no uso de micrmatrizes OPOST publicou um software de análise de imagem adequada para a análise micropost 9 O software exige uma licença de software eo usuário deve tomar três imagens para cada posição.; cada um dos planos superiores e inferiores do micropost em modo de transmissão e outro em modo de fluorescência com a célula corada. Depois de comparar as posições superior e inferior para cada micropost o software determina um campo de força do vetor e calcula os parâmetros relacionados como força por post. Existem outros pacotes de software e os seus princípios de análise são brevemente mencionadas nos artigos correspondentes que os descrevem, mas estes pacotes de software de análise geralmente não estão disponíveis publicamente. 10,11 As matrizes micropost concebidos para forças de células de mapeamento pode ser classificada como sendo uma disposição em micropost ortogonal ou um sextavado, o último dos quais têm a vantagem de todas as aberturas equidistantes entre microposts vizinho. Microposts típicos have uma secção transversal circular e as suas dimensões variam de 1,0 um a 10 um de diâmetro e 2 a 50 um de comprimento. 4 Contudo, microposts com secção transversal elíptica ou quadrado também têm sido relatados. 12,13 O uso de misturas à base de silicone PDMS como material de micropost permite a adição de nanopartículas na mistura. Por exemplo a adição de cobalto nano-hastes permite uma ativação magnética do micropost e, assim, dá um outro grau de liberdade para potenciais projetos experimentais. 14 A maioria dos grupos produzir suas matrizes micropost em substratos rígidos planas como tampa de vidro ou dentro de uma placa de Petri. No entanto, Mann e colaboradores relataram recentemente uma matriz micropost formada sobre uma membrana elástica. 15 Esta permite a aplicação de células alongamento forças para células aderentes ao estudar ao vivo de células subcelular respostas dinâmicas em termos de contratilidade celular. O estab e mais amplamente empregadocido processo para fazer matrizes micropost é baseado em litografia macia, tal como descrito nos protocolos de perspicaz Sniadecki e colegas. 16-18 em processos de salas brancas curtas normalizados são utilizados para gerar as microstruturas no topo de uma pastilha de silício utilizando fotorresistente SU8. Isto é seguido por um processo de cópia, em que a borracha de silicone é lançada sobre as estruturas transferindo-se em moldes. Num segundo passo, estes moldes são utilizados para replicar a microestrutura inicial utilizando borracha de silicone sobre um substrato escolhido. No entanto, apesar da grande e crescente número de publicações relacionadas com a sua aplicação, estabelecendo um processo de fabricação para microposts leva tempo considerável, mesmo para especialistas micro-engenharia; há muitas etapas do processo que exigem otimização e adaptação ao ambiente de laboratório específico e layout micropost para se obter um nível de qualidade aceitável. Micropost matrizes comerciais estão agora disponíveis em um pronto-to-uso (&quot;off-the-shelf&quot;) formato com uma qualidade consistentemente alta. Como tal, são uma alternativa ao processo de fabrico complexo e moroso necessário para a produção no local. Neste trabalho uma matriz micropost comercialmente disponível foi utilizado para o mapeamento forças celulares usando uma imagem de microscopia de campo brilhante único. Mais importante este artigo descreve e documenta um software open-source totalmente funcional chamado MechProfiler, que está disponível para download como material suplementar a este manuscrito. Uma versão mantida activamente do software podem também ser encontradas em http://www.orthobiomech.ethz.ch. A combinação de um ensaio de &quot;off-the-shelf&quot; e um software de análise de código aberto compatível reduz significativamente a barreira de entrada para alcançar experimentos precisos TFM. Os pesquisadores não têm acesso a qualquer instalações de sala limpa ou experiência em desenvolvimento de software pode analisar forças celulares com sucesso. Ele permite que um usuário para se concentrar nas mechanosensitivity saída ensaio ao invés de a tecnologia em si, e faz medições de força de tração disponíveis a uma comunidade mais ampla. Além disso, este é um passo importante para preparar o caminho para triagem automática de matrizes micropost. O software de análise de MechProfiler processa imagens no formato de arquivo TIFF, PNG, BMP e JPG. As imagens podem ser tomadas através de fluorescência, contraste de fase, luz ou microscopia de campo brilhante. O programa autônomo é executado em conjunto com o livre Matlab Compiler Runtime (disponível em: Figura 12) e algoritmos subjacentes permitir o processamento de imagem simplificada, que permite ao usuário processar imagens com células únicas ou múltiplas em cerca de 1 min. Além disso, estas células podem ou ser vivo ou &quot;Fixo&quot;. O software MechProfiler é capaz de aumentar significativamente a análise dos dados de transferência por depender de reprodutibilidade das matrizes qualidade micropost comercial, mais especificamente, o padrão &amp; #8220; não desvia &quot;posição de cada post na matriz pode ser presumido contra uma grade ideal (desvios de fabrico para a grade nas matrizes utilizadas para este estudo foram inferiores a 100 nm). Num curto abre uma selecção de ficheiros de imagem para análise, as culturas-los para a região de interesse, define as mensagens abrangidos pelas células ou que necessita de ser descartado, determina as posições de pós, calcula as deflexões / forças contra a grade ideal, e finalmente salva todos os dados específicos de celulares com a possibilidade de exportação, incluindo a uma planilha de escritório padrão.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>T25 cell culture flasks</td>
			<td>Nunc</td>
			<td>156367</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x PBS-buffer</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D8537</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.5% Trypsin-EDTA</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>15400054</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medium DMEM/F12</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D8437</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FBS South America</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>10270106</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin 100x</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P4333</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 ml centrifuge vials</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>62.554.502&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropost array&#160;</td>
			<td rowspan="2">MicroDuits</td>
			<td rowspan="2">MPA-col1/FN</td>
			<td>Micropost dimensions:</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pre-coated with Collagen I/Fibronectin</td>
			<td>&#216;= 6.4 &#181;m, l=18.2 &#181;m; grid=&#160;13 &#181;m, kcorr= 2.87 nN/&#181;m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol abs p.A.</td>
			<td>Merck</td>
			<td>100.983</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>12-well plate</td>
			<td>Nunc</td>
			<td>150628</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Formalin solution, neutral buffered 10%</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>HT5011</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brilliant Blue G-250</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>27815</td>
			<td>Coomassie blue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methanol ACS p.A.</td>
			<td>Merck</td>
			<td>1.06009</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetic acid</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>695092</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass bottom dish</td>
			<td>WillCo Wells BV</td>
			<td>GWSb-3522</td>
			<td>35 mm diameter, aperture 22&#160;mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T-100 Eclipse</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Inverted microscope</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D3-L3</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Camera controler</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DS Fi2</td>
			<td>Nikon</td>
			<td></td>
			<td>Camera</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

easy and accurate mechano-profiling on micropost arrays

Cell culture substrates with integrated flexible microposts enable a user to study the mechanical interactions between cells and their immediate surroundings. Particularly, cell-substrate interactions are the main interest. Today micropost arrays are a well-characterized and established method with a broad range of applications that have been published over the last decade. However, there seems to be a reservation among biologists to adapt the technique due to the lengthy and challenging process of micropost manufacture along with the lack of easily approachable software for analyzing images of cells interacting with microposts. 
The force read-out from microposts is surprisingly easy. A micropost acts like a spring with the cell ideally attached at its tip. Depending on size a cell applies force from its cytoskeleton through one or multiple focal adhesion points to the micropost, thus deflecting the micropost. The amount of deflection correlates directly to the applied force in direction and in magnitude. The number of microposts covered by a cell and the post deflection patterns are characteristic and allow determination of values like force per post and many biologically relevant parameters that allow &#8220;mechano-profiling&#8221; of cell phenotypes.
A convenient method for mechano-profiling is described here combining the first generation of ready-to-use commercially available microposts with an in-house developed software package that is now accessible to all researchers. As a demonstration of typical application, single images of bone cancer cells were taken in bright-field microscopy for mechano-profiling of cell line models of metastasis. This combination of commercial traction force sensors and open source software for analysis allows for the first time a rapid implementation of the micropost array technique into routine lab work done by non-expert users. Furthermore, a robust and streamlined analysis process enables a user to analyze a large number of micropost images in a highly time-efficient manner.

A principal vantagem da técnica descrita reside na sua simplicidade e potencial para integração rápida e eficaz para o trabalho de laboratório de rotina. A combinação de alta qualidade conjuntos de sensores comerciais combinados com software de código aberto fornece informações sobre mecano-sensibilidade que seria de outra forma exige o acesso a instalações de salas limpas e conhecimento em profundidade de análise de imagem e desenvolvimento de software. A figura 1 ilustra o fluxo de trabal...

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Easy and Accurate Mechano-profiling on Micropost Arrays

Described are protocols for quantifying mechanical interactions between adherent cells and microstructured substrates. These interactions are closely linked to essential cell behaviors including migration, proliferation, differentiation, and apoptosis. The protocols present an open-source image analysis software called MechProfiler, which enables determination of involved forces for each micropost.

Fácil e precisa Mecano-profiling em micropost Arrays

Cell culture substrates with integrated flexible microposts enable a user to study the mechanical interactions between cells and their immediate ...

easy-and-accurate-mechano-profiling-on-micropost-arrays

Research

JoVE Journal

Bioengineering

11.1K visualizações.  Balgrist University Hospital. Described are protocols for quantifying mechanical interactions between adherent cells and microstructured substrates. These interactions are closely linked to essential cell behaviors including migration, proliferation, differentiation, and apoptosis. The protocols present an open-source image analysis software called MechProfiler, which enables determination of involved forces for each micropost. 

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Studying Cell Rolling Trajectories on Asymmetric Receptor Patterns

Lateral displacement of cells orthogonal to a flow stream by rolling on asymmetric receptor patterns presents an opportunity for development of new devices for label-free separation and analysis of cells1. Such devices may use lateral displacement for continuous-flow separation, or receptor patterns that modulate adhesion to distinguish between different cell phenotypes or levels of receptor expression. Understanding the nature of cell rolling trajectories on receptor-patterned substrates is necessary for engineering of the substrates and design of such devices.
Here, we demonstrate a protocol for studying cell rolling trajectories on asymmetric receptor patterns that support cell rolling adhesion2. Well-defined, &mu;m-scale patterns of P-selectin receptors were fabricated using microcontact printing on gold-coated slides that were incorporated in a flow chamber. HL60 cells expressing the PSGL-1 ligand 3were flowed across a field of patterned lines and visualized on an inverted bright field microscope. The cells rolled and tracked along the inclined edges of the patterns, resulting in lateral deflection1. Each cell typically rolled for a certain distance along the pattern edges (defined as the edge tracking length), detached from the edge, and reattached to a downstream pattern. Although this detachment makes it difficult to track the entire trajectory of a cell from entrance to exit in the flow chamber, particle-tracking software was used to analyze and yield the rolling trajectories of the cells during the time when they were moving on a single receptor-patterned line. The trajectories were then examined to obtain distributions of cell rolling velocities and the edge tracking lengths for each cell for different patterns.
This protocol is useful for quantifying cell rolling trajectories on receptor patterns and relating these to engineering parameters such as pattern angle and shear stress. Such data will be useful for design of microfluidic devices for label-free cell separation and analysis.

We describe a protocol to observe and analyze cell rolling trajectories on asymmetric receptor-patterned substrates. The resulting data are useful for engineering of receptor-patterned substrates for label-free cell separation and analysis.

Estudando Trajetórias celular Rolamento no Patterns Receptor Asymmetric

Lateral displacement of cells orthogonal to a flow stream by rolling on asymmetric receptor patterns presents an opportunity for development of new ...

Bioengenharia

High efficiency, Site-specific Transfection of Adherent Cells with siRNA Using Microelectrode Arrays (MEA)

The discovery of RNAi pathway in eukaryotes and the subsequent development of RNAi agents, such as siRNA and shRNA, have achieved a potent method for silencing specific genes1-8 for functional genomics and therapeutics. A major challenge involved in RNAi based studies is the delivery of RNAi agents to targeted cells. Traditional non-viral delivery techniques, such as bulk electroporation and chemical transfection methods often lack the necessary spatial control over delivery and afford poor transfection efficiencies9-12. Recent advances in chemical transfection methods such as cationic lipids, cationic polymers and nanoparticles have resulted in highly enhanced transfection efficiencies13. However, these techniques still fail to offer precise spatial control over delivery that can immensely benefit miniaturized high-throughput technologies, single cell studies and investigation of cell-cell interactions. 
Recent technological advances in gene delivery have enabled high-throughput transfection of adherent cells14-23, a majority of which use microscale electroporation. Microscale electroporation offers precise spatio-temporal control over delivery (up to single cells) and has been shown to achieve high efficiencies19, 24-26. Additionally, electroporation based approaches do not require a prolonged period of incubation (typically 4 hours) with siRNA and DNA complexes as necessary in chemical based transfection methods and lead to direct entry of naked siRNA and DNA molecules into the cell cytoplasm. As a consequence gene expression can be achieved as early as six hours after transfection27. Our lab has previously demonstrated the use of microelectrode arrays (MEA) for site-specific transfection in adherent mammalian cell cultures17-19. In the MEA based approach, delivery of genetic payload is achieved via localized micro-scale electroporation of cells. An application of electric pulse to selected electrodes generates local electric field that leads to electroporation of cells present in the region of the stimulated electrodes. The independent control of the micro-electrodes provides spatial and temporal control over transfection and also enables multiple transfection based experiments to be performed on the same culture increasing the experimental throughput and reducing culture-to-culture variability. 
Here we describe the experimental setup and the protocol for targeted transfection of adherent HeLa cells with a fluorescently tagged scrambled sequence siRNA using electroporation. The same protocol can also be used for transfection of plasmid vectors. Additionally, the protocol described here can be easily extended to a variety of mammalian cell lines with minor modifications. Commercial availability of MEAs with both pre-defined and custom electrode patterns make this technique accessible to most research labs with basic cell culture equipment.

High efficiency, Site-specific Transfection of Adherent Cells with siRNA Using Microelectrode Arrays MEA

The article details the protocol for site-specific transfection of scrambled sequence of siRNA in an adherent mammalian cell culture using a microelectrode array (MEA).

Alta eficiência, Transfecção site-specific de células aderentes com siRNA Usando matrizes de microeletrodos (MEA)

The discovery of RNAi pathway in eukaryotes and the subsequent development of RNAi agents, such as siRNA and shRNA, have achieved a potent method for ...

Sealable Femtoliter Chamber Arrays for Cell-free Biology

Cell-free systems provide a flexible platform for probing specific networks of biological reactions isolated from the complex resource sharing (e.g., global gene expression, cell division) encountered within living cells. However, such systems, used in conventional macro-scale bulk reactors, often fail to exhibit the dynamic behaviors and efficiencies characteristic of their living micro-scale counterparts. Understanding the impact of internal cell structure and scale on reaction dynamics is crucial to understanding complex gene networks. Here we report a microfabricated device that confines cell-free reactions in cellular scale volumes while allowing flexible characterization of the enclosed molecular system. This multilayered poly(dimethylsiloxane) (PDMS) device contains femtoliter-scale reaction chambers on an elastomeric membrane which can be actuated (open and closed). When actuated, the chambers confine Cell-Free Protein Synthesis (CFPS) reactions expressing a fluorescent protein, allowing for the visualization of the reaction kinetics over time using time-lapse fluorescent microscopy. Here we demonstrate how this device may be used to measure the noise structure of CFPS reactions in a manner that is directly analogous to those used to characterize cellular systems, thereby enabling the use of noise biology techniques used in cellular systems to characterize CFPS gene circuits and their interactions with the cell-free environment.

A microfabricated device with sealable femtoliter-volume reaction chambers is described. This report includes a protocol for sealing cell-free protein synthesis reactants inside these chambers for the purpose of understanding the role of crowding and confinement in gene expression.

Arrays Sealable Femtoliter Câmara de Biologia livre-Cell

Cell-free systems provide a flexible platform for probing specific networks of biological reactions isolated from the complex resource sharing (e.g., ...

Ligand Nano-cluster Arrays in a Supported Lipid Bilayer

Currently there is considerable interest in creating ordered arrays of adhesive protein islands in a sea of passivated surface for cell biological studies. In the past years, it has become increasingly clear that living cells respond, not only to the biochemical nature of the molecules presented to them but also to the way these molecules are presented. Creating protein micro-patterns is therefore now standard in many biology laboratories; nano-patterns are also more accessible. However, in the context of cell-cell interactions, there is a need to pattern not only proteins but also lipid bilayers. Such dual proteo-lipidic patterning has so far not been easily accessible. We offer a facile technique to create protein nano-dots supported on glass and propose a method to backfill the inter-dot space with a supported lipid bilayer (SLB). From photo-bleaching of tracer fluorescent lipids included in the SLB, we demonstrate that the bilayer exhibits considerable in-plane fluidity. Functionalizing the protein dots with fluorescent groups allows us to image them and to show that they are ordered in a regular hexagonal lattice. The typical dot size is about 800 nm and the spacing demonstrated here is 2 microns. These substrates are expected to serve as useful platforms for cell adhesion, migration and mechano-sensing studies.

We present a protocol to functionalize glass with nanometric protein patches surrounded by a fluid lipid bilayer. These substrates are compatible with advanced optical microscopy and are expected to serve as platform for cell adhesion and migration studies.

Matrizes ligando Nano-fragmentação em uma bicamada lipídica Compatível

Currently there is considerable interest in creating ordered arrays of adhesive protein islands in a sea of passivated surface for cell biological ...

Interfacing Microfluidics with Microelectrode Arrays for Studying Neuronal Communication and Axonal Signal Propagation

Microelectrode arrays (MEAs) are widely used to study neuronal function in vitro. These devices allow concurrent non-invasive recording/stimulation of electrophysiological activity for long periods. However, the property of sensing signals from all sources around every microelectrode can become unfavorable when trying to understand communication and signal propagation in neuronal circuits. In a neuronal network, several neurons can be simultaneously activated and can generate overlapping action potentials, making it difficult to discriminate and track signal propagation. Considering this limitation, we have established an in vitro setup focused on assessing electrophysiological communication, which is able to isolate and amplify axonal signals with high spatial and temporal resolution. By interfacing microfluidic devices and MEAs, we are able to compartmentalize neuronal cultures with a well-controlled alignment of the axons and microelectrodes. This setup allows recordings of spike propagation with a high signal-to-noise ratio over the course of several weeks. Combined with specialized data analysis algorithms, it provides detailed quantification of several communication related properties such as propagation velocity, conduction failure, firing rate, anterograde spikes, and coding mechanisms.
This protocol demonstrates how to create a compartmentalized neuronal culture setup over substrate-integrated MEAs, how to culture neurons in this setup, and how to successfully record, analyze and interpret the results from such experiments. Here, we show how the established setup simplifies the understanding of neuronal communication and axonal signal propagation. These platforms pave the way for new in vitro models with engineered and controllable neuronal network topographies. They can be used in the context of homogeneous neuronal cultures, or with co-culture configurations where, for example, communication between sensory neurons and other cell types is monitored and assessed. This setup provides very interesting conditions to study, for example, neurodevelopment, neuronal circuits, information coding, neurodegeneration and neuroregeneration approaches.

This protocol aims to demonstrate how to combine in vitro microelectrode arrays with microfluidic devices for studying action potential transmission in neuronal cultures. Data analysis, namely the detection and characterization of propagating action potentials, is performed using a new advanced, yet user-friendly and freely available, computational tool.

Microfluídica interfaceamento com matrizes de microeletrodos para estudar comunicação Neuronal e propagação de sinal Axonal

Microelectrode arrays (MEAs) are widely used to study neuronal function in vitro. These devices allow concurrent non-invasive recording/stimulation of ...

Human iPSC-Derived Cardiomyocyte Networks on Multiwell Micro-electrode Arrays for Recurrent Action Potential Recordings

Cardiac safety screening is of paramount importance for drug discovery and therapeutics. Therefore, the development of novel high-throughput electrophysiological approaches for hiPSC-derived cardiomyocyte (hiPSC-CM) preparations is much needed for efficient drug testing. Although multielectrode arrays (MEAs) are frequently employed for field potential measurements of excitable cells, a recent publication by Joshi-Mukherjee and colleagues described and validated its application for recurrent action potential (AP) recordings from the same hiPSC-CM preparation over days. The aim here is to provide detailed step-by-step methods for seeding CMs and for measuring AP waveforms via electroporation with high precision and a temporal resolution of 1 &#181;s. This approach addresses the lack of easy-to-use methodology to gain intracellular access for high-throughput AP measurements for reliable electrophysiological investigations. A detailed work flow and methods for plating of hiPSC-CMs on multiwell MEA plates are discussed emphasizing critical steps wherever relevant. In addition, a custom-built MATLAB script for rapid data handling, extraction and analysis is reported for comprehensive investigation of the waveform analysis to quantify subtle differences in morphology for various AP duration parameters implicated in arrhythmia and cardiotoxicity.

This article contains a set of protocols for the development of human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocyte (hiPSC-CM) networks cultured on multiwell MEA plates to reversibly electroporate the cell membrane for action potential measurements. High-throughput recordings are obtained from the same cell sites repeatedly over days.

Redes humanas de cardiomiócitos derivadas de iPSC em matrizes de microeletrodos Multipoços para gravações em potencial de ação recorrente

Cardiac safety screening is of paramount importance for drug discovery and therapeutics. Therefore, the development of novel high-throughput ...

Fabrication of Ti3C2 MXene Microelectrode Arrays for In Vivo Neural Recording

Implantable microelectrode technologies have been widely used to elucidate neural dynamics at the microscale to gain a deeper understanding of the neural underpinnings of brain disease and injury. As electrodes are miniaturized to the scale of individual cells, a corresponding rise in the interface impedance limits the quality of recorded signals. Additionally, conventional electrode materials are stiff, resulting in a significant mechanical mismatch between the electrode and the surrounding brain tissue, which elicits an inflammatory response that eventually leads to a degradation of the device performance. To address these challenges, we have developed a process to fabricate flexible microelectrodes based on Ti3C2 MXene, a recently discovered nanomaterial that possesses remarkably high volumetric capacitance, electrical conductivity, surface functionality, and processability in aqueous dispersions. Flexible arrays of Ti3C2 MXene microelectrodes have remarkably low impedance due to the high conductivity and high specific surface area of the Ti3C2 MXene films, and they have proven to be exquisitely sensitive for recording neuronal activity. In this protocol, we describe a novel method for micropatterning Ti3C2 MXene into microelectrode arrays on flexible polymeric substrates and outline their use for in vivo micro-electrocorticography recording. This method can easily be extended to create MXene electrode arrays of arbitrary size or geometry for a range of other applications in bioelectronics and it can also be adapted for use with other conductive inks besides Ti3C2 MXene. This protocol enables simple and scalable fabrication of microelectrodes from solution-based conductive inks, and specifically allows harnessing the unique properties of hydrophilic Ti3C2 MXene to overcome many of the barriers that have long hindered the widespread adoption of carbon-based nanomaterials for high-fidelity neural microelectrodes.

Fabrication of Ti3C2 MXene Microelectrode Arrays for In Vivo Neural Recording

We describe here a method for fabricating Ti3C2 MXene microelectrode arrays and utilizing them for in vivo neural recording.

Fabricação de Matrizes de microeletrodo Ti3C2 MXene para gravação neural in vivo

Implantable microelectrode technologies have been widely used to elucidate neural dynamics at the microscale to gain a deeper understanding of the neural ...

Substructure Analyzer: A User-Friendly Workflow for Rapid Exploration and Accurate Analysis of Cellular Bodies in Fluorescence Microscopy Images

The last decade has been characterized by breakthroughs in fluorescence microscopy techniques illustrated by spatial resolution improvement but also in live-cell imaging and high-throughput microscopy techniques. This led to a constant increase in the amount and complexity of the microscopy data for a single experiment. Because manual analysis of microscopy data is very time consuming, subjective, and prohibits quantitative analyses, automation of bioimage analysis is becoming almost unavoidable. We built an informatics workflow called Substructure Analyzer to fully automate signal analysis in bioimages from fluorescent microscopy. This workflow is developed on the user-friendly open-source platform Icy and is completed by functionalities from ImageJ. It includes the pre-processing of images to improve the signal to noise ratio, the individual segmentation of cells (detection of cell boundaries) and the detection/quantification of cell bodies enriched in specific cell compartments. The main advantage of this workflow is to propose complex bio-imaging functionalities to users without image analysis expertise through a user-friendly interface. Moreover, it is highly modular and adapted to several issues from the characterization of nuclear/cytoplasmic translocation to the comparative analysis of different cell bodies in different cellular sub-structures. The functionality of this workflow is illustrated through the study of the Cajal (coiled) Bodies under oxidative stress (OS) conditions. Data from fluorescence microscopy show that their integrity in human cells is impacted a few hours after the induction of OS. This effect is characterized by a decrease of coilin nucleation into characteristic Cajal Bodies, associated with a nucleoplasmic redistribution of coilin into an increased number of smaller foci. The central role of coilin in the exchange between CB components and the surrounding nucleoplasm suggests that OS induced redistribution of coilin could affect the composition and the functionality of Cajal Bodies.

We present a freely available workflow built for rapid exploration and accurate analysis of cellular bodies in specific cell compartments in fluorescence microscopy images. This user-friendly workflow is designed on the open-source software Icy and also uses ImageJ functionalities. The pipeline is affordable without knowledge in image analysis.

Analisador de subestrutura: Um fluxo de trabalho fácil de usar para exploração rápida e análise precisa de corpos celulares em imagens de microscopia de fluorescência

The last decade has been characterized by breakthroughs in fluorescence microscopy techniques illustrated by spatial resolution improvement but also in ...

High-Dimensionality Flow Cytometry for Immune Function Analysis of Dissected Implant Tissues

The success of implanting laboratory-grown tissue or a medical device in an individual is subject to the immune response of the recipient host. Considering an implant as a foreign body, a hostile and dysregulated immune response may result in the rejection of the implant, while a regulated response and regaining of homeostasis can lead to its acceptance. Analyzing the microenvironments of implants dissected out under in vivo or ex vivo&#160;settings can help in understanding the pattern of immune response, which can ultimately help in developing new generations of biomaterials. Flow cytometry is a well-known technique for characterizing immune cells and their subsets based on their cell surface markers. This review describes a protocol based on manual dicing, enzymatic digestion, and filtration through a cell strainer for the isolation of uniform cell suspensions from dissected implant tissue. Further, a multicolor flow cytometry staining protocol has been explained, along with steps for initial cytometer settings to characterize and quantify these isolated cells by flow cytometry.

Isolation of cells from dissected implants and their characterization by flow cytometry can significantly contribute to understanding the pattern of immune response against implants. This paper describes a precise method for the isolation of cells from dissected implants and their staining for flow cytometric analysis.

Citometria de fluxo de alta dimensionalidade para análise da função imune de tecidos dissecados de implantes

The success of implanting laboratory-grown tissue or a medical device in an individual is subject to the immune response of the recipient host. ...

Fabrication of 3D Cardiac Microtissue Arrays using Human iPSC-Derived Cardiomyocytes, Cardiac Fibroblasts, and Endothelial Cells

Generation of human cardiomyocytes (CMs), cardiac fibroblasts (CFs), and endothelial cells (ECs) from induced pluripotent stem cells (iPSCs) has provided a unique opportunity to study the complex interplay among different cardiovascular cell types that drives tissue development and disease. In the area of cardiac tissue models, several sophisticated three-dimensional (3D) approaches use induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (iPSC-CMs) to mimic physiological relevance and native tissue environment with a combination of extracellular matrices and crosslinkers. However, these systems are complex to fabricate without microfabrication expertise and require several weeks to self-assemble. Most importantly, many of these systems lack vascular cells and cardiac fibroblasts that make up over 60% of the nonmyocytes in the human heart. Here we describe the derivation of all three cardiac cell types from iPSCs to fabricate cardiac microtissues. This facile replica molding technique allows cardiac microtissue culture in standard multi-well cell culture plates for several weeks. The platform allows user-defined control over microtissue sizes based on initial seeding density and requires less than 3 days for self-assembly to achieve observable cardiac microtissue contractions. Furthermore, the cardiac microtissues can be easily digested while maintaining high cell viability for single-cell interrogation with the use of flow cytometry and single-cell RNA sequencing (scRNA-seq). We envision that this in vitro model of cardiac microtissues will help accelerate validation studies in drug discovery and disease modeling.

Here, we describe an easy-to-use methodology to generate 3D self-assembled cardiac microtissue arrays composed of pre-differentiated human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes, cardiac fibroblasts, and endothelial cells. This user-friendly and low cell requiring technique to generate cardiac microtissues can be implemented for disease modeling and early stages of drug development.

Fabricação de matrizes microtissue cardíacas 3D usando Cardiomiócitos derivados do iPSC humano, fibroblastos cardíacos e células endoteliais

Generation of human cardiomyocytes (CMs), cardiac fibroblasts (CFs), and endothelial cells (ECs) from induced pluripotent stem cells (iPSCs) has provided ...