Chirurgische lumbale Sympathektomie bei Mäusen

Zusammenfassung

Dieses Manuskript stellt ein Protokoll für die chirurgische Entfernung der postganglionären lumbalen sympathischen Neuronen bei einer Maus vor. Dieses Verfahren wird eine Vielzahl von Studien ermöglichen, die darauf abzielen, die Rolle der sympathischen Innervation in distalen Gewebezielen zu untersuchen.

Zusammenfassung

Periphere Nervenverletzungen sind häufig, und nur bei 10 % der Patienten wird eine vollständige funktionelle Wiederherstellung nach einer Verletzung erreicht. Das sympathische Nervensystem spielt viele entscheidende Rollen bei der Aufrechterhaltung der körperlichen Homöostase, aber es wurde selten im Zusammenhang mit peripheren Nervenverletzungen untersucht. Das Ausmaß der postganglionären sympathischen neuronalen Funktionen in distalen Zielen in der Peripherie ist derzeit unklar. Um die Rolle der sympathischen Innervation peripherer Ziele besser untersuchen zu können, bietet ein chirurgisches "Knock-out"-Modell einen alternativen Ansatz. Obwohl dies chemisch erreicht werden kann, kann die chemische Zerstörung von postganglionären sympathischen Neuronen unspezifisch und dosisabhängig sein. Die Anwendung einer chirurgischen lumbalen Sympathektomie bei Mäusen, die einst als "praktisch nicht praktikabel" bei Kleintieren galt, ermöglicht ein spezifisches Targeting von postganglionären sympathischen Neuronen, die die Hintergliedmaßen innervieren. Dieses Manuskript beschreibt, wie die L2-L5 lumbalen Sympathikusganglien einer Maus als Überlebensoperation chirurgisch entfernt werden können, wodurch die Schweißreaktion der Hinterpfote und die Anzahl der sympathischen Axone im Ischiasnerv zuverlässig verringert werden.

Einleitung

Periphere Nervenverletzungen (PNIs) können zu motorischen, sensorischen und sympathischen Defiziten bei distalen Gewebezielen führen, die sich selten voll funktionsfähig erholen¹. Die PNI-Forschung hat sich oft auf die motorische und sensorische Regeneration konzentriert; Fast ein Viertel des Ischiasnervs der Ratte besteht jedoch aus unmyelinisierten sympathischen Axonen². Die Rolle der sympathischen Innervation in den peripheren Geweben ist jedoch nicht vollständig geklärt³. Das sympathische Nervensystem spielt eine wichtige Rolle bei der Aufrechterhaltung der körperlichen Homöostase und ist an der Immunregulation, der Thermoregulation, dem Gefäßtonus, der mitochondrialen Biogenese und mehr beteiligt 4,5,6,7,8,9,10,11 . Wenn die sympathische Innervation an der neuromuskulären Verbindung verloren geht, werden trotz Aufrechterhaltung der Motoneuron-Innervation eine anhaltende Muskelschwäche und synaptische Instabilität beobachtet¹². Es wurde gezeigt, dass diese sympathische Regulation der synaptischen Übertragung an der neuromuskulären Verbindung mit zunehmendem Alter abnimmt^13,14, was zur Sarkopenie beiträgt, die als altersabhängige Verringerung von Muskelmasse, Kraft und Kraft definiert^{ist 15}. Ein besseres Verständnis der Rolle der sympathischen Innervation peripherer Gewebe ist notwendig für die Entwicklung von Therapien, die die funktionellen Ergebnisse für Patienten mit PNIs und anderen Formen der sympathischen Dysfunktion optimieren.

Die Sympathektomie ist ein leistungsfähiges experimentelles Instrument, mit dem die Rolle der sympathischen Innervation im distalen Zielgewebe untersucht werden kann. Insbesondere entfernt die Entfernung der sympathischen Ganglien auf L2-L5-Ebene einen Großteil der sympathischen Innervation zu den unteren Gliedmaßen, was besonders nützlich für Forscher ist, die sich für den Ischiasnerv interessieren.

Dieses Protokoll beschreibt die Entnahme von postganglionären sympathischen Neuronen im L2-L5-Spiegel aus einer Maus als Überlebensoperation. Dieses Verfahren erfordert mikrochirurgische Fähigkeiten von Nagetieren und Vertrautheit mit der Anatomie von Mäusen und verursacht bei effektiver Durchführung keine sichtbaren phänotypischen Unterschiede. Eine chirurgische lumbale Sympathektomie wurde in der Nagetierforschung eingesetzt, mehr bei Ratten als bei Mäusen 16,17,18,19,20,21; Ein detailliertes Protokoll, das das Protokoll beschreibt, existiert derzeit jedoch nicht. Frühere Studien, in denen die lumbale Sympathektomie angewendet wurde, konzentrierten sich hauptsächlich auf die Rolle der sympathischen Innervation bei der Schmerzreaktion, die im Allgemeinen durch Sympathektomie bei verschiedenen Nervenverletzungsmodellen abgeschwächt wird. In weniger Studien wurde diese Technik bei Mäusen^{angewendet 22}, wahrscheinlich aufgrund der geringeren Größe der anatomischen Orientierungspunkte, da man davon ausging, dass die Anwendung einer chirurgischen Sympathektomie bei Kleintieren "praktisch nicht praktikabel" sei^23,24. Lokalisierte Sympathektomien in Form von Mikrosympathektomien wurden auch in Nagetiermodellen eingesetzt, ebenfalls meist im Zusammenhang mit dem Schmerzverhalten 25,26,27. Die Mikrosympathektomie verwendet im Gegensatz zur totalen lumbalen Sympathektomie einen dorsalen Zugang, bei dem ein Segment des grauen Ramus zu einem bestimmten Spinalnerv getrennt und entfernt wird, was eine sehr gezielte Sympathektomie ermöglicht, die weitreichende Nebenwirkungen vermeidet.

Da Mausmodelle für viele Studien, die eine genetische Manipulation erfordern, von entscheidender Bedeutung sind, wird dieses Verfahren auch über die Bandbreite peripherer Nervenverletzungen hinaus vielseitige Anwendungen haben. Mit einem transabdominalen Zugang können die lumbalen sympathischen Ganglien zuverlässig sichtbar gemacht und von der Maus reseziert werden, ohne dass sichtbare Nebenwirkungen erkennbar sind. Obwohl Protokolle für die chemische Zerstörung postganglionärer sympathischer Neuronen verfügbar sind, wie z.B. die Verwendung von 6-Hydroxydopamin (6-OHDA)^23,24, ermöglicht dieses chirurgische Verfahren ein anatomisch spezifisches Targeting der postganglionären lumbalen sympathischen Ganglien. Durch den Einsatz einer chirurgischen Sympathektomie werden auch die unspezifischen und dosisabhängigen Bedenken im Zusammenhang mit pharmakologischen Methoden vermieden^28,29.

Die Anwendung chemischer Sympathektomien durch Verabreichung von 6-OHDA wurde 1967 als einfacher Weg zur selektiven Destruktion adrenerger Nervenenden beschrieben, da chirurgische Sympathektomien bei Kleintieren nicht bevorzugt wurden^23,24. 6-OHDA ist ein katecholaminerges Neurotoxin, das endogen bei Patienten mit Parkinson-Krankheit gebildet wird, und seine Toxizität beruht auf seiner Fähigkeit, freie Radikale zu bilden und die Elektronentransportkette in den Mitochondrien zu hemmen^30,31. Durch Noradrenalinaufnahme-1-Transportmechanismen ist 6-OHDA in der Lage, sich in noradrenergen Neuronen, wie z. B. postganglionären sympathischen Neuronen, anzureichern²⁸. Schließlich wird das Neuron durch 6-OHDA zerstört; Die Endstationen im peripheren Nervensystem regenerieren sich jedoch, wobei die funktionelle Aktivität auch dann wiederhergestellt wird, wenn der Aminspiegel noch reduziert ist. Als Reaktion auf 6-OHDA gibt es auch unterschiedliche Dosisschwellen für verschiedene Organe, und es hat sich gezeigt, dass höhere Dosen von 6-OHDA unspezifischere Wirkungen zeigen, was seine neurotoxischen Folgen auf nicht-Katecholamin-haltige Neuronen und sogar nicht-neuronale Zellen ausweitet. Neben noradrenergen Neuronen sind auch dopaminerge Neuronen von 6-OHDA betroffen²⁹, so dass die chemische Sympathektomie letztlich weniger spezifisch für postganglionäre sympathische Neuronen ist als die chirurgische Sympathektomie.

Daher ermöglicht eine chirurgische lumbale Sympathektomie die gezielte Ablation der sympathischen Innervation zu den unteren Extremitäten, die mit einer Vielzahl von experimentellen Techniken und genetischen Manipulationen bei der Maus kombiniert werden kann, um zu untersuchen, wie das sympathische Nervensystem zu verschiedenen Verletzungs- und Krankheitszuständen beiträgt.

Protokoll

Alle Versuche wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der Emory University (unter der IACUC-Protokollnummer PROTO201700371) genehmigt. In dieser Studie wurden vier adulte weibliche Wildtyp-Mäuse vom Typ C57BL/6J im Alter von 14 Wochen und einem Gewicht zwischen 16 und 21 g verwendet. Die Details zu den hier verwendeten Reagenzien und Geräten sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Präoperative Vorbereitung

1. Autoklavieren Sie die chirurgischen Instrumente: 1 scharfe Schere, 2 Pinzetten mit feiner Spitze, 1 Nadelschrauber.
2. Erwärmen Sie ein Heizkissen auf 37 °C und legen Sie es unter die OP-Tischplatte.
3. Sprühen Sie den Operationsbereich einschließlich der Anästhesie-Induktionskammer mit Desinfektionsmittel ein und wischen Sie es gründlich mit Küchenpapier ab.
4. Stellen Sie sicher, dass Sie sich richtig kleiden und die Hände waschen, bevor Sie die Maus anfassen.
5. Füttern Sie die Maus mit Meloxicam in einer Dosis von 5 mg/kg Körpergewicht und lassen Sie der Maus genügend Zeit, das Arzneimittel vollständig zu schlucken, um eine Aspiration während der Induktion zu vermeiden.
6. Induzieren Sie die Maus unter Narkose mit 3 % Isofluran in 1 l/min Sauerstoff (gemäß den institutionell anerkannten Protokollen).
7. Sobald die Maus betäubt ist (keine Reaktion auf das Einklemmen der Zehen), legen Sie die Maus in Rückenlage auf den Operationstisch, mit der Nase in einem angepassten Nasenkonus.
8. Sobald die Maus richtig in den Nasenkegel eingesetzt ist, stellen Sie den Isofluran auf 2 % ein, um die Anästhesie aufrechtzuerhalten.
9. Tragen Sie Augengel auf die Augen der Maus auf, um Keratokonjunktivitis sicca (trockenes Auge) zu verhindern.
10. Stellen Sie sicher, dass die Maus ordnungsgemäß mit chirurgischem Klebeband an der Operationstischplatte befestigt ist.
11. Überwachen Sie kontinuierlich die Atmung und die richtige Atemfrequenz.
12. Rasieren Sie das Fell vom Bauch der Maus von der Höhe der Genitalien bis unter die Rippen.
13. Sobald das Fell entfernt ist, wischen Sie zunächst den Operationsbereich in kreisenden Bewegungen, von der Mitte zur Peripherie, mit 70% Ethanol ab. Wischen Sie dann den Operationsbereich in den gleichen kreisenden Bewegungen mit Betadin ab. Wiederholen Sie sowohl den Ethanol- als auch den Betadin-Schritt insgesamt 3 Mal.
14. Drapieren Sie die Maus mit einem sterilen OP-Tuch mit einem entsprechend großen Loch, das aus der Mitte ausgeschnitten ist, um das Operationsfeld sichtbar zu machen. Die Rautenform kann hergestellt werden, indem der Vorhang in zwei Hälften gefaltet und ein gleichschenkliges Dreieck mit einer Höhe von ~10 mm und einer Basis von ~15 mm geschnitten wird.

2. Schnitte

1. Erstellen Sie mit einer scharfen Schere und einer Pinzette mit feiner Spitze einen Mittellinienschnitt von ~1 mm über dem Niveau der Schamsymphyse bis ~2 mm unterhalb der Rippen.
2. Identifizieren Sie die Faszie der Mittellinie (Linea alba) zwischen den beidseitigen Musculus rectus abdominis. Heben Sie mit der Pinzette die Bauchmuskeln von den darunter liegenden Organen weg und schneiden Sie entlang der Linea alba, um in die Bauchhöhle zu gelangen.
   HINWEIS: Die Linea alba kann identifiziert werden, indem man die beidseitigen Rektus-Abdominus-Muskeln vorsichtig seitlich zieht, um eine dünnere Faszienlinie freizulegen, die in Längsrichtung entlang der Mittellinie³² liegt. Durch den Schnitt durch die Linea alba kann der Muskel leichter geschlossen werden.
3. Ziehen Sie die Bauchmuskulatur und die Haut mit 5-0 Nähten seitlich zurück, um die nächsten Schritte richtig zu visualisieren.

3. Identifizierung der L2-L5 lumbalen Sympathikusganglien

1. Die sympathischen Ganglien der Lendenwirbelsäule liegen hinter der Bauchschlagader und der Vena cava inferior. Um die Aorta sichtbar zu machen, entfernen Sie den Darm teilweise aus der Bauchhöhle.
   HINWEIS: Die sympathischen Ganglien auf L2-L5-Ebene verlaufen von der Höhe der Aortenbifurkation in die Beckengefäße bis zur Höhe der linken Nierenarterie^21,33.
   1. Legen Sie ein steriles, mit steriler Kochsalzlösung getränktes Baumwollquadrat auf das Tuch, das oberhalb und links vom Schnitt liegt. Schieben Sie vorsichtig mit 2 sterilen Applikatoren mit Wattespitze den Dickdarm und den Dünndarm teilweise auf das mit Kochsalzlösung getränkte Wattequadrat.
      HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass der Blinddarm und der Blinddarm aus der Bauchhöhle herausragen und dass der absteigende Dickdarm sichtbar ist.
   2. Decken Sie den freiliegenden Darm mit einem weiteren mit Kochsalzlösung getränkten Wattequadrat ab.
   3. Überwachen Sie regelmäßig die Peristaltik während der gesamten Operation, die durch rhythmische Bewegung des Darms identifiziert werden kann.
2. Identifizieren Sie den absteigenden Dickdarm, d. h. den Teil des Darms, der sich in Richtung Rektum und Anus bewegt und sichtbare Fäkalien enthalten kann, und lenken Sie diese Struktur mit einer geschlossenen Pinzette nach links ab, um die Bauchschlagader und die untere Hohlvene freizulegen. Diese beiden Gefäße sind durch Bindegewebe verbunden und sollten sich als eine Einheit bewegen.
   1. Heben Sie mit einer Pinzette die Bauchgefäße am umgebenden Bindegewebe an. Während dieser angehoben wird, legen Sie vorsichtig eine 5-0 Nylonnaht durch das Bindegewebe.
      ACHTUNG: Punktieren Sie die Bauchgefäße NICHT mit der Nadel: Dies führt zu einer schnellen Dekompensation der Maus und wahrscheinlich zum Tod.
   2. Nachdem die Naht durch das Bindegewebe eingeführt wurde, lenken Sie die Bauchgefäße nach links ab. Dadurch entsteht ein dreieckiges Fenster, das eine direkte Visualisierung der beidseitigen Psoas-Muskeln ermöglicht.
      HINWEIS: Aufgrund der intimen Verbindungen, die die Ganglien mit den Bauchgefäßen haben, werden die sympathischen Ganglien, obwohl sie sich typischerweise in der Mittellinie befinden, zusammen mit den Gefäßen leicht nach links (rechte Maus) abgelenkt. Sobald die Bauchgefäße abgelenkt sind, sollte man sich ein Dreieck vorstellen, wobei die beiden Seiten auf der linken Seite aus den abgelenkten Bauchgefäßen bestehen und die rechte Seite durch die Mittellinie der Maus (zwischen den bilateralen Psoas-Muskeln) definiert wird. Die sympathischen Ganglien liegen in der Mitte dieses Dreiecks (Abbildung 1A). Sie bewegen sich vertikal nebeneinander und erscheinen durchscheinend. Sie können ein kleines Gefäß überlappen, das in die Mittellinie der Maus eintaucht und flach auf dem rechten Psoasmuskel liegt. Verwenden Sie eine Pinzette, um alle darüber liegenden Faszien stumpf zu präparieren, um die Ganglien freizulegen (Abbildung 1B).
3. Identifizieren Sie die linke Nierenarterie und die linke Hoden- oder Eierstockarterie.
   HINWEIS: Hierbei handelt es sich um große Gefäße, die ein Viereck bilden, dessen Seiten aus der linken Nierenarterie nach oben, der Mittellinie und der Bauchaorta/der unteren Hohlvene des Tieres seitlich und der linken Hoden- oder Eierstockarterie nach unten bestehen. Die Ganglien auf L2-Ebene sind groß und liegen innerhalb dieses Vierecks (Abbildung 1A). Präparieren Sie vorsichtig stumpf, um mit einer Pinzette in dieses Viereck einzudringen, und identifizieren Sie die beidseitigen L2-Ganglien (Abbildung 1B).
4. Sobald der untere und obere Teil der Ganglien identifiziert sind, greifen Sie mit einer Pinzette nach dem unteren Aspekt der sichtbaren beidseitigen Ganglien und ziehen Sie ihn nach oben. Die Visualisierung von weiter unten gelegenen Ganglien, wie L4 und L5, kann verbessert werden, indem alle Organe, die die Sicht behindern, mit der zweiten Pinzette sanft nach unten gedrückt werden.
   HINWEIS: Die Visualisierung des in Schritt 3.2.2 erwähnten perforierenden Mittelliniengefäßes gewährleistet eine vollständigere lumbale Sympathektomie. Mit einer zweiten Pinzette in der anderen Hand ziehen Sie die Faszien und neuronalen Verbindungen, die die Ganglien im Bauch halten, weg und ziehen gleichzeitig mit der ersten Pinzette die Ganglien selbst nach oben. Nur eine Pinzette sollte die Ganglien festhalten, während die andere die Faszien und neuronalen Verbindungen klärt. Auf Höhe der linken Hoden- oder Ovarialarterie kann es für die L2-Identifizierung hilfreich sein, wenn die unteren Kettenganglien noch intakt sind, da sich die L2-Ganglien bewegen, wenn sie von der unteren Kette gezogen werden. Die Ganglien L3-5 können an der Hoden- oder Eierstockarterie gebrochen werden, bevor die Ganglien L2 mit einer Pinzette aus dem Viereck entnommen werden. Die einzigen Ganglien, die innerhalb des Vierecks vorhanden sind, sind die L2-Ganglien.
5. Dieses Verfahren sollte einen minimalen Blutverlust aufweisen. Wenn Blutungen auftreten, stellen Sie vor dem Verschluss eine ausreichende Blutstillung sicher.

4. Verschluss der Haut

1. Nachdem eine ausreichende Blutstillung erreicht ist, entfernen Sie die Naht, die die Bauchgefäße an Ort und Stelle hält.
2. Setzen Sie mit 2 sterilen Applikatoren mit Wattespitze den umgeleiteten Darm vorsichtig in die Bauchhöhle ein.
3. Führen Sie mit einer resorbierbaren Naht 5-0 einen Laufstich aus, um sich den Bauchmuskeln anzunähern.
4. Bei 5-0 Nylon-Naht verwenden Sie einfache unterbrochene Stiche, um die Haut zu schließen.
5. Tragen Sie eine großzügige Schicht antibiotischer Salbe, wie z. B. Neosporin, auf die Inzisionsstelle auf.
6. Stellen Sie die Maus in einen sauberen Käfig auf einem Heizkissen.
7. Beobachten Sie die Maus alle 15 Minuten, bis sie wach und gehfähig ist. Dies dauert in der Regel weniger als 30 Minuten.

5. Pilocarpin-Schweiß-Assay

HINWEIS: Zur Beurteilung der Erschöpfung der sympathischen funktionellen Aktivität nach einer lumbalen Sympathektomie wurde 7 Tage nach der lumbalen Sympathektomie ein Pilocarpin-Schweißtest durchgeführt.

1. Bereiten Sie eine 1%ige Pilocarpinhydrochloridlösung in 0,9 % NaCl zusammen mit einer Mischung aus 10 % Kartoffelstärke in Rizinusöl vor.
2. Bedecken Sie mit einem Pinsel die Plantaroberfläche des Fußes mit Betadin. Lassen Sie diese Schicht vollständig trocknen.
3. Sobald die Betadinschicht trocken ist, tragen Sie mit einem separaten Pinsel eine Schicht 10 % Stärke in Rizinusöl auf.
4. 0,25 μl/g Körpergewicht von 1 % Pilocarpin subkutan mit einer Spritze in die lose Haut über dem Hals verabreichen. Starten Sie unmittelbar nach der Verabreichung von Pilocarpin einen Timer.
5. Machen Sie 8 Minuten nach der Injektion Fotos von der Plantaroberfläche des Fußes.
6. Zählen Sie bei Fiji die Anzahl der dunklen Flecken auf allen sechs (6) Fußballen (Abbildung 2A).

6. Immunhistochemie

HINWEIS: Um die Degeneration sympathischer Axone in den peripheren Nerven nach lumbaler Sympathektomie zu beurteilen, wurden die bilateralen Ischiasnerven am postoperativen Tag 21 entnommen.

1. Betäuben Sie die Mäuse (gemäß Schritt 1 des Protokolls), entnehmen Sie die beidseitigen Ischiasnerven und schläfern Sie das Tier dann umgehend ein (gemäß den institutionell anerkannten Protokollen).
2. Platzieren Sie die Ischiasnerven 20 Minuten lang direkt in 4 % Paraformaldehyd in 0,01 M phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) und übertragen Sie sie dann in 20 % Saccharose in 0,1 M PBS für eine Kryoprotektion über Nacht bei 4 °C.
3. Die Ischiasnerven werden mit einem Kryostaten in Längsrichtung bei 20 μm durchtrennt und auf geladenen Objektträgern platziert.
4. Blockieren Sie die Nervenabschnitte mit 10% normalem Ziegenserum (NGS) in Tris-gepufferter Kochsalzlösung mit 1% Tween 20 (TBST) für 1 h bei Raumtemperatur.
5. Entfernen Sie den Blockierungspuffer und ersetzen Sie ihn durch die Primärantikörper Kaninchen-Anti-Tyrosin-Hydroxylase und Hühnchen-Anti-Neurofilament-schwer, verdünnt im Blocking-Puffer (10% NGS in TBST) bei 1:750 bzw. 1:1000. Lassen Sie die Primärantikörper über Nacht in einer Feuchtigkeitskammer bei Raumtemperatur inkubieren.
6. Waschen Sie den Objektträger 3 Mal mit TBST, jeweils 10 Minuten, bevor Sie die Sekundärantikörper Ziegen-Anti-Kaninchen 647 und Ziegen-Anti-Huhn 488 auftragen, die beide bei 1:200 im Blockierungspuffer verdünnt sind. Lassen Sie die Sekundärantikörper 2 h lang bei Raumtemperatur in einer Feuchtigkeitskammer inkubieren.
7. Waschen Sie die Rutsche 4 Mal à 10 Minuten mit TBST und lassen Sie die Rutsche vor der Montage an einem lichtgeschützten Ort trocknen.
8. Stellen Sie Nervenschnitte im Abstand von mindestens 40 μm am Fluoreszenzmikroskop auf dem 10x-Objektiv dar.
9. Auf Fidschi begradigen Sie die Nervenabschnitte und zeichnen Sie drei zufällig platzierte vertikale Linien, die sich über die Breite des Abschnitts erstrecken. Zählen Sie die Anzahl der Axone, die jede vertikale Linie kreuzen, und dividieren Sie diese durch die Breite des Abschnitts an der vertikalen Linie. Wiederholen Sie den Vorgang für jede der drei vertikalen Linien pro Abschnitt. Mittelwerten Sie die drei erhaltenen Werte pro Schnitt und mitteln Sie die Werte der drei Abschnitte pro Nerv weiter.

Ergebnisse

Dieses Protokoll beschreibt die chirurgische Entfernung von postganglionären lumbalen sympathischen Neuronen aus einer Maus. Zwei Mäuse erhielten lumbale Sympathektomien und zwei Mäuse dienten als Kontrollen. Um eine erfolgreiche chirurgische lumbale Sympathektomie zu erreichen, muss eine adäquate Visualisierung zumindest der beidseitigen lumbalen Sympathikusganglien L2 und L3 erreicht werden, wie in Abbildung 1 zu sehen ist. Die Entfernung der Ganglien L4 und L5 würde eine vollständig...

Diskussion

Die lumbalen sympathischen Ganglien sind sehr kleine Strukturen, die sich hinter vielen kritischen Bauchorganen und großen Gefäßen befinden. Daher erfordert dieses Verfahren eine hohe Präzision und Genauigkeit. Ein Großteil der Schwierigkeit liegt in der intraoperativen Identifizierung der sympathischen Ganglien. Es wird vorgeschlagen, dass der Lernende zunächst in der Lage ist, die Ganglien in einem Mauskadaver zu identifizieren, bevor er dieses Verfahren an einer lebenden Maus versucht. Eine Fehlerbehebung muss h...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
5-0 absorable suture	CP Medical	421A
5-0 nylon suture	Med-Vet International	MV-661
70% ethanol	Sigma-Aldrich	E7023-4L
Anesthesia Induction Chamber	Kent Scientific VetFlo	VetFlo-0530XS
Anesthesia Vaporizer	Kent Scientific VetFlo	13-005-202
Betadine	HealthyPets	BET16OZ
C57BL/6J mice	Jackson Laboratory	#000664
Chicken anti-neurofilament-heavy	Abcam	ab72996
Cryostat	Leica	CM1850
Data Analysis Software	Prism
Fine-tipped tweezers	World Precision Instruments	500233
Fluorescent microscope	Nikon	Ti-E
Goat anti-chicken 488	Invitrogen	A32931
Goat anti-rabbit 647	Invitrogen	A21245
Heating pad	Braintree Scientific	39DP
Image Analysis Software	Fiji
Imaging Software	Nikon	NIS-Elements
Isoflurane	Med-Vet International	RXISO-250
Meloxicam	Med-Vet International	RXMELOXIDYL32
Needle driver	Roboz Surgical Store	RS-7894
Normal Goat Serum	Abcam	ab7481
Ophthalmic ointment	Refresh	Refresh P.M.
Phox2bCre:tdTomato mutant mice	Jackson Laboratory	#016223, #007914
Pilocarpine hydrochloride	Sigma-Aldrich	P6503
Rabbit anti-tyrosine hydroxylase	Abcam	ab112
Small straight scissors	Fine Science Tools	14084-09
Sterile cotton swabs 2x2	Dynarex	3252
Sterile cotton tipped applicators	Dynarex	4301
Sterile drape	Med-Vet International	DR4042
Sterile saline solution	Med-Vet International	1070988-BX
ThCre:mTmG mutant mice	Mutant Mouse Resource and Research Centers	strain #017262-UCD	Jackson Laboratory, strain #007576
ThCre:tdTomato mutant mice	European Mouse Mutant Archive	strain #00254	Jackson Laboratory, strain #007914