Diese Arbeit wurde vom DoD Stipendium PT074620 (SLJ) und NIH Grant R01NS245014 (SLJ) unterstützt.

1. Reagenzvorbereitung <ol><li> Eingefrorene Matrigel auf nassem Eis, so dass genügend Zeit vor dem Experiment (nicht den Prozess zu beschleunigen durch aktive Erwärmung). Matrigel verwendet wird, um eine 3D-Umgebung sehr ähnlich einer extrazellulären Matrix förderlich für die Migration von Zellen zu etablieren. Es bietet sowohl Zellen mit einem Substrat und mechanische Ummantelung. Matrigel ist bei -20 ° C. Vor dem Gebrauch sollte es allmählich gebracht werden bis zu einer Temperatur von 0-4 ° C, dh auf nassem Eis oder im Kühlschrank aufgetaut werden. Matrigel irreversibel setzt auf ein Gel in der Temperatur der Inkubation (37 ° C) zu bilden. Daher ist es nicht empfehlenswert, zu beschleunigen Auftauen durch Eintauchen der Behälter in warmes Wasser. </li><li> Protein-Fraktionen werden durch isoelektrische Fokussierung (IEF) der Gesamt-Proteinextrakt aus der Hirnrinde einer postnatalen Tag 0 (P0) Frettchen vorbereitet. Nach der Trennung werden die Fraktionen über Nacht gegen 20 mM Tris-HCl pH 7,2 dialysiert, um die Auszüge aus der Fokussierung Puffer Bestandteilen, die eine toxische Wirkung auf das Gewebe könnte reinigen. </li><li> Protein Delivery-System. Proteine ​​aus der Großhirnrinde extrahiert werden auf fluoreszierenden Latex-Kügelchen, die dann langsam los die Proteine, die environment.We festgestellt, dass die Fluoreszenz-Feature in Visual Umgang mit Mikrosphären hilft und ermöglicht die einfache Erfassung auch minimal-Spillover von der Website des adsorbierten bead Anzahlung, wenn sie unter Fluoreszenzmikroskop beobachtet. <ol class="lalpha"><li> Add 10 &amp;mgr; l des fluoreszierenden Beads bis 100-200 ul der Protein-Lösung </li><li> Inkubieren für 30 Minuten im Dunkeln bei RT auf einem Schüttler </li><li> Drehen Sie die Perlen in einer Tischzentrifuge für 1 h bei Höchstgeschwindigkeit </li><li> Überstand entfernen </li><li> In einen Strudel mit 10 &amp;mgr; l frisches Medium resuspendieren </li><li> Fügen Sie 30μl der Matrigel der Suspension, gut mischen und auf Eis stellen. </li></ol></li><li> Puffer und Medien <ol><li> Vorbereiten und Filtration sterilisieren künstlichen Liquor (aCSF; NaCl 124mm, NaHCO 3 26mm, NaH 2 PO 4 1,2 mm, 3,2 mm KCl, MgSO 4 1,2 mm, 2,4 mm CaCl 2, Glucose 10 mM). Slush-freeze die aCSF vorher, so dass es bereit ist zum Zeitpunkt der Gewebedissektion. Um es zu machen, statt einer Kunststoff-Flasche mit steriler aCSF in einem -80 ° C Tiefkühltruhe gefüllt. Monitor Einfrieren jeder so oft, so, wenn eine Schicht aus Eis aufbaut auf der Innenseite der Wand, brechen sie und mischen sich mit der Flüssigkeit. Wiederholen, bis die Flasche enthält meist ein eisiger Matsch. Buffer vorbereitet auf diese Weise unterstützt nicht nur Gewebe Überleben, sondern halten auch niedrigen Temperaturen länger, und ist mechanisch weniger schädlich für das Gewebe als klobige Eiswürfel. </li><li> Bereiten Neurobasal Medium mit N-2 und B-27 ergänzt hinzugefügt nach Herstellerangaben Anregungen sowie 1mg/100ml Gentamycin, 2 mM L-Glutamin und 0,6% Glucose. Sterilisieren durch Filtration durch ein 0,22 &amp;mgr; m-Membran. Halten bei 37 ° C erwärmen bis zur Verwendung. </li></ol></li><li> Kultur-Platten <ol class="lalpha"><li> Kultur hochwertigem Kunststoff Sechs-Well-Platten sind durch Punktierung jede Vertiefung in der Mitte mit einer kleinen Menge (ca. 2μl) kaltes Matrigel mit 20 &amp;mgr; l Pipettenspitze und Erteilung eines autoklaviert rund 18mm Deckglas auf jeden Tropfen bereit. Weder die Platten noch die Deckgläser müssen ansonsten Kultur behandelt. </li></ol></li></ol> 2. Tissue Vorbereitung <ol><li> Abrufen des Hirngewebes <ol class="lalpha"><li> Nach tief anästhesiert das Tier mit Euthasol, entfernen Sie das Gehirn und legen Sie sie in eiskaltem aCSF </li><li> Trennen Sie die Halbkugeln mit einem Skalpell und schneiden koronal bei 500 um mit einem Gerät der Wahl, das Sammeln Scheiben in eine kleine Schüssel mit eiskaltem aCSF </li></ol></li><li> Machen Explantate (Verwendung Präpariermikroskop) <ol class="a"><li> Identifizieren Scheiben mit den Ganglien-Eminenzen (GE) und trimmen Regionen des Kortex, die über GE curl und stören mit weiteren Schritten können </li><li> Drücken Sie eine Harris Uni-Core Bohrung in der Gegend in der Nähe ventrikuläre Oberfläche des GE-, Fahrwerk-Kern mit überwiegend eine ventrikuläre Zone, und vertreiben sie mit einem Stempel in das Eis-kaltes Medium (Abb.1). Drei bis vier Explantaten von 0,5 mm Durchmesser kann die GE in einzelnen P0 Frettchen Hirnschnitt gemacht werden. Bitte beachten Sie, dass sich sowohl bei Nagetieren und Frettchen, die medialen und lateralen GEs in diesem Alter sind verschmolzen. Wenn ein Kern bleibt in der Scheibe oder auf die Kunststoff-Boden der Schale stecken, mobilisieren sie durch spritzende aCSF mit einer Pipettenspitze und Transfer mit einer Pipette in die Schüssel mit kaltem Neurobasalmedium. Halten Sie die Schale auf nassem Eis. </li><li> Übertragen einer Charge von Explantate aus dem Medium in einem großen Tropfen eiskaltem Matrigel (ca. 0,25-0.5ml) in einer separaten Schale gelegt, wobei darauf zu haben, die Explantate vollständig eingetaucht und die Vermeidung von Blasen. Halten Sie die Schale auf nassem Eis. Die Größe einer Charge hängt von der Geschwindigkeit des Workflows downstream. </li></ol></li></ol> 3. Kultur-Setup (Verwendung Präpariermikroskop) <ol><li> Halten Sie Matrigel und Matrigel-haltigen Mischungen auf Eis, um das Härten zu vermeiden. </li><li> Remix der Beadsuspension und Ort 1-2μl oder weniger der Beadsuspension in eiskaltem Matrigel im Zentrum von einem Deckglas zuvor in einer Kultur Platte gelegt und mit einem 20 &amp;mgr; l Pipettenspitze. Let it Set ein wenig, nicht austrocknet. </li><li> Mit einem 20 &amp;mgr; l Pipettenspitze Pick up 2 Explantate aus dem Matrigel Drop und legen Sie sie in die gewünschte Nähe des Wulstes Anzahlung (mindestens 1 mm von der Kante weg von der Kaution) symmetrisch an den gegenüberliegenden Seiten. Lassen Sie es nicht länger als 5 Minuten bei Raumtemperatur eingestellt. Das richtige Timing der Schritte b und c ist kritisch. Wenn die Zeit zu kurz wird es zu einer unvollständigen Gelier-und Komponenten der Kultur-Setup führt zu bewegen, wenn sie mit der letzten Schicht von Matrigel abgedeckt sind, wenn die Zeit zu lang ist, kann es in über-Trocknung des Gels und Erstellung von Ergebnis physische Barrieren die freie Bewegung von Zellen. </li><li> Decken Sie die Perlen und das Explantat mit einer flachen Schicht von etwa 30μl der Matrigel, Verlängerung über die Explantate (Abb.2). Lassen Sie es in den Inkubator-Set für etwa 15 Minuten. </li><li> Add 2ml Neurobasalmedium mit Ergänzungen. </li><li> Bei 37 ° C in 5% CO 2 / 95% O 2-Überwachung wandernde Aktivität täglich. </li></ol> 4. Live-Bildgebung <ol><li> Nach einer Inkubationszeit von 3-4 Tagen, überprüfen Sie die Kultur-Platten und wählen Deckgläser von Interesse. Die Explantate sollten einen radial gleichmäßige Wolke von Zellen. Ersetzen Sie gewählt Deckgläschen in eine frische Kultur Platte, die in Live-Bildgebung verwendet wird. </li><li> Lassen Sie die Deckgläser sitzen in der neuen Platte über Nacht. Bevor Sie die Platte auf das Mikroskop für die Bildgebung, in einer Zellkultur Kapuze, mit einem sterilen Spatel auf das Deckglas zu bewegen, um jede Mikrobläschen, die zwischen dem Deckglas und der Zellkulturplatte sammeln freizugeben. Interference von Blasen wird Ruine der Bilder. Bewegen Sie den Deckgläschen in die Mitte des Brunnens. </li><li> Um zu verhindern, Verdunstung, füllen den Raum zwischen Brunnen mit Wasser. </li><li> Sorgfältig Übertragung der Platte aus der Zellkultur Haube an das Mikroskop, um nicht zu bewegen die Deckgläser von der Mitte des Brunnens. </li><li> Definieren Sie ein bildgebendes System mit Imaging-Software. Durch die 3D-Charakter der Kultur-Setup die Zellen auch vertikal bewegen, daher ist es wichtig, Z-Ebenen zu sammeln umfasst volle Tiefe der Migration Wolke. Die XY Maße der abgebildeten Bereich sollten auch groß genug, um Bereiche voraussichtlich um wandernden Zellen im Verlauf der Aufzeichnung aufgefüllt werden, zu decken und die Perle Anzahlung enthalten, um eine Winkelausrichtung der Explantation und Migration von Zellen relativ zu erfassen sein die Quelle des Proteins. Sehen Sie sich auch, dass je mehr abgebildet Z-Ebene, oder die mehr Fläche bedeckt, desto mehr Zeit es braucht, um einen Zyklus zu einem bestimmten Zeitpunkt erfassen, zwingt längere Zeitintervalle zwischen den Proben und einem Verlust der zeitlichen Auflösung von Zell-Tracking-Systems. In unserem Fall mit einem 10x-Objektiv wurde die optimale Regelung einer 3x3 Kachel Aufzeichnung für jede der 10 Z-Ebenen im Abstand von 20 um, in Abständen von 30 Minuten. Wir haben 30 Minuten-Intervallen die längste, die eindeutige Identifizierung von Zellen ermöglicht bei aufeinander folgenden Zeitpunkten, die entscheidend für die zuverlässige Verfolgung ihrer Bewegungen ist. </li><li> Initiieren Zeitraffer Bildgebung. </li><li> Nach der gewünschten Zeit, entfernen Sie die Platte und fix Kulturen in 4% Phosphat-gepufferter Paraformaldehyd. Es kann für weitere morphologische und immunzytochemische Analyse verwendet werden. </li></ol> 5. Die Analyse der Bewegung <ol><li> Konvertieren Sie die aufgezeichneten Zeitreihen von Bildern in ein Format am besten für die weitere Verarbeitung, TIFF wird die portabel. </li><li> Verfolgen Sie die Bewegung einzelner Zellen im Laufe der Zeit durch die Aufnahme XY-Koordinaten. Dies kann mit frei verfügbarer Software wie ImageJ (NIH) mit einer manuellen Tracking-Plug-in, oder jede andere kommerzielle Anwendung wie ImagePro, Volicity oder AutoQuant werden. </li><li> Zeichnen Sie die Tracks mit Excel oder in-house entwickelter Software. </li><li> Für jede Zelle verfolgt kinetischen Parameter wie beispielsweise die durchschnittliche Geschwindigkeit, Krümmung des Weges, Richtungs-Variabilität im Laufe der Zeit, Verzweigungen, Abweichung zur Quelle von Proteinen zu berechnen, kann etc. Berechnungen in MS Excel oder einer vergleichbaren Tabellenkalkulation durchgeführt werden. Unsere Erfahrung zeigt jedoch, dass es weitaus produktiver, in-house-Skripte (mit R, Matlab, Python, Perl oder andere, meist Open Source Sprachen) zu entwickeln, wie sie für mehr flexible Anpassung und Integration von mehr anspruchsvolle analytische Methoden als jene erlauben in einer Basis-Installation von Excel. </li></ol> 6. Repräsentative Ergebnisse: <img src="/files/ftp_upload/2583/2583fig1.jpg" alt="Abbildung 1"/> Abbildung 1. Schematische Darstellung der anatomischen ursprüngn der Explantate. Dies ist eine Zeichnung von einem koronalen Scheibe eines hemisected Frettchen Gehirn. Die grauen Kreise zeigen die Region, aus der die Explantate wurden. <img src="/files/ftp_upload/2583/2583fig2.jpg" alt="Abbildung 2"/> Abbildung 2. Diagram einer Kultur-Setup. Die Wulst Anzahlung ist die Quelle von Proteinen, die Explantate auf beiden Seiten platziert und alle Komponenten sind mit Matrigel abgedeckt. <img src="/files/ftp_upload/2583/2583fig3.jpg" alt="Abbildung 3"/> Abbildung 3. Entsprechende Grundstücke Zelle Tracks von Quadranten (Pfeile weisen auf die Perle Kaution) gefärbt. Die Zelle Tracks auf der rechten Seite in Richtung Fraktion D, die Zellen zu gewinnen scheint die Migration, die Zellen auf der linken Seite in Richtung Fraktion A, die wandernden Zellen abzuwehren scheint die Migration. <img src="/files/ftp_upload/2583/2583fig4.jpg" alt="Abbildung 4"/> Abbildung 4. A) Eine Reihe von Bildern aus ausgewählten Zeitpunkten ein wachsendes Wolke von Zellen wandern aus einem Explantat. Ein Beispiel Zelle, durch einen Pfeil gekennzeichnet ist durch die Zeit verfolgt wie unten angegeben (Maßstab 200 um). Das Explantat wurde mit Live-Bildgebung visualisiert für 38 h. Sehen Sie hier Bilder von Zellen verlassen das Explantat aus dem Beginn der Aufzeichnung der Bilder auf das endgültige Bild. B) Die Zelle in Teil A zu den angegebenen Zeiten. Die Zelle zeigt sich wiederholende Verzweigung (Maßstab 50 um).

<ol>
	<li>Caviness, V. S., Rakic, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+cortical+development:+a+view+from+mutations+in+mice.">Mechanisms of cortical development: a view from mutations in mice.</a> Annu. Rev. Neurosci. 1, 297-326 (1978).</li><li>Gelman, D. M., Martini, F. J., N&#243;brega-Pereira, S., Pierani, A., Kessaris, N., Mar&#237;n, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+embryonic+preoptic+area+is+a+novel+source+of+cortical+GABAergic+interneurons.">The embryonic preoptic area is a novel source of cortical GABAergic interneurons.</a> J. Neurosci. 29, 9380-9389 (2009).</li><li>Hasling, T. A., Gierdalski, M., Jablonska, B., Juliano, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+radialization+factor+in+normal+cortical+plate+restores+disorganized+radial+glia+and+disrupted+migration+in+a+model+of+cortical+dysplasia.">A radialization factor in normal cortical plate restores disorganized radial glia and disrupted migration in a model of cortical dysplasia.</a> Eur. J. Neurosci. 17, 467-780 (2003).</li><li>Hirschberg, A., Deng, S., Korostylev, A., Paldy, E., Costa, M. R., Worzfeld, T., Vodrazka, P., Wizenmann, A., G&#246;tz, M., Offermanns, S., Kuner, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+deletion+mutants+reveal+a+role+for+semaphorin+receptors+of+the+plexin-B+family+in+mechanisms+underlying+corticogenesis.">Gene deletion mutants reveal a role for semaphorin receptors of the plexin-B family in mechanisms underlying corticogenesis.</a> Mol. Cell Biol. 30, 764-780 (2010).</li><li>Hatten, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Riding+the+glial+monorail:+a+common+mechanism+for+glial-guided+neuronal+migration+in+different+regions+of+the+developing+mammalian+brain.">Riding the glial monorail: a common mechanism for glial-guided neuronal migration in different regions of the developing mammalian brain.</a> Trends Neurosci. 13, 179-184 (1990).</li><li>Hatten, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+nervous+system+neuronal+migration.">Central nervous system neuronal migration.</a> Annu. Rev. Neurosci. 22, 511-539 (1999).</li><li>Liodis, P., Denaxa, M., Grigoriou, M., Akufo-Addo, C., Yanagawa, Y., Pachnis, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lhx6+activity+is+required+for+the+normal+migration+and+specification+of+cortical+interneuron+subtypes.">Lhx6 activity is required for the normal migration and specification of cortical interneuron subtypes.</a> J. Neurosci. 27, 3078-3089 (2007).</li><li>M&#233;tin, C., Alvarez, C., Moudoux, D., Vitalis, T., Pieau, C., Moln&#225;r, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conserved+pattern+of+tangential+neuronal+migration+during+forebrain+development.">Conserved pattern of tangential neuronal migration during forebrain development.</a> Development. 134, 2815-2827 (2007).</li><li>Martini, F. J., Valiente, M., L&#243;pez Bendito, G., Szab&#243;, G., Moya, F., Valdeolmillos, M., Mar&#237;n, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biased+selection+of+leading+process+branches+mediates+chemotaxis+during+tangential+neuronal+migration.">Biased selection of leading process branches mediates chemotaxis during tangential neuronal migration.</a> Development. , 136-1341 (2009).</li><li>N&#243;brega-Pereira, S., Kessaris, N., Du, T., Kimura, S., Anderson, S. A., Mar&#237;n, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Postmitotic+Nkx2-1+controls+the+migration+of+telencephalic+interneurons+by+direct+repression+of+guidance+receptors.">Postmitotic Nkx2-1 controls the migration of telencephalic interneurons by direct repression of guidance receptors.</a> Neuron. 59, 733-745 (2008).</li><li>Pearlman, A. L., Faust, P. L., Hatten, M. E., Brunstrom, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+directions+for+neuronal+migration.">New directions for neuronal migration.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 8, 45-54 (1998).</li><li>Poluch, S., Jablonska, B., Juliano, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alteration+of+interneuron+migration+in+a+ferret+model+of+cortical+dysplasia.">Alteration of interneuron migration in a ferret model of cortical dysplasia.</a> Cereb Cortex. 18, 78-92 (2008).</li><li>Rakic, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+neural+cell+migration.">Principles of neural cell migration.</a> Experientia. 46, 882-891 (1990).</li><li>Riddle, D. R., Katz, L. C., Lo, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Focal+delivery+of+neurotrophins+into+the+central+nervous+system+using+fluorescent+latex+microspheres.">Focal delivery of neurotrophins into the central nervous system using fluorescent latex microspheres.</a> Biotechniques. 23, 928-937 (1997).</li><li>Wichterle, H., Alvarez-Dolado, M., Erskine, L., Alvarez-Buylla, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Permissive+corridor+and+diffusible+gradients+direct+medial+ganglionic+eminence+cell+migration+to+the+neocortex.">Permissive corridor and diffusible gradients direct medial ganglionic eminence cell migration to the neocortex.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 100, 727-732 (2003).</li><li>Xu, Q., Cobos, I., De La Cruz, E., Rubenstein, J. L., Anderson, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Origins+of+cortical+interneuron+subtypes.">Origins of cortical interneuron subtypes.</a> J. Neurosci. 24, 2612-2622 (2004).</li></ol>

Tierversuche: Alle Verfahren, die Tiere wurden in Übereinstimmung mit den USUHS und NIH institutionellen Richtlinien durchgeführt und von der USUHS IACUC.

Hier präsentieren wir ein einfaches System zu studieren und zu analysieren Zugverhalten von neuronalen Zellen als Reaktion auf chemische Reize. In-vitro-Assays Migration wurden verwendet, um extrazelluläre Moleküle, die die Fortbewegung von Zellen zu identifizieren. Unser Paradigma ist sichergestellt, dass jede einzelne Zelle studiert eine 3-dimensionale (3D)-Umgebung, mit denen zu interagieren hat. Es ist ein erheblicher Vorteil gegenüber Kulturen, in denen Zellen wandern aus der Explantate sind gezwungen, auf der flachen Oberfläche der Poly-D-Lysin-beschichtete Deckglas zu bewegen und damit frei von Interaktionen mit der extrazellulären Matrix (zB Hirschberg et al &#39;10;. 8. Metin et al. &#39;07). Doch im Hinblick auf die größere Skala von Tracking wandernden Zellen, bleibt es 2-dimensional, da die Zellen vertikal in den Raum zwischen dem Deckglas auf dem Boden und der Oberseite des Matrigel, die relativ dünn ist im Vergleich zu den horizontalen Freiheit eingeschränkt der Migration. Eine solche Einrichtung ermöglicht eine einfachere Analyse der Bewegung, die immer noch im wesentlichen 2-dimensional. Ähnliche 3D Paradigmen, bestehend aus GE-Explantate oder re-Aggregate von GE-Zellen in Kollagen oder Matrigel eingebettet wurden bisher eingesetzt, wobei Aggregate von Zellen, die ein bestimmtes Signal-Protein als eine Quelle der chemische Reize (z. B. Liodis et al &#39;07;. Martini et .. al &#39;09;. Nóbrega-Pereira et al &#39;08; Wichterle et al &#39;03).. Die hier vorgestellte Methode verwendet eine langsame Freisetzung in Form von Latex-Beads mit eingehalten Proteine ​​für eine nachhaltige Ebene im lokalen Umfeld, die höher sind als Proteine ​​direkt hinzugefügt, um das Medium zu ermöglichen, wodurch das System besonders geeignet, wenn die Menge des verfügbaren Protein ist begrenzt, oder wenn eine komplexe Mischung von Proteinen getestet wird. Die Auswahl der Perlen ist nicht auf Latex-Basis Produkte beschränkt und schließt auch andere Materialien, zum Beispiel Agaroseperlen, die jeweils mit unterschiedlichen Merkmalen. Zur weiteren Erhöhung der Dichte des Tests verwendeten wir zwei Explantate apposed die Perlen Anzahlung auf gegenüberliegenden Seiten. Um sicherzustellen, einer bestimmten Gegend von Herkunft, haben wir ganglionären Eminenz Explantate als eine Quelle der Zellen verwendet. Wir untersuchten Unterschiede in medialen und lateralen Teile des Ganglion Eminenz, aber sehe keine Unterschiede. Wir weisen darauf hin, dass diese Studie Frettchen verwendet; bei dieser Art der medialen und lateralen Ganglion Eminenzen früheren Sicherung als bei Nagetieren (Poluch et al &#39;08.). Zu der Zeit wurden die Kulturen gemacht (P0) den medialen und lateralen Ganglion Eminenzen verschmolzen wurden, obwohl viele Zellen Auffüllen der Neocortex noch erzeugt und Migration. Allerdings, wenn eine wirklich homogene Quelle von Zellen wird bevorzugt, kann eine Zellsuspension aus der sezierten Gewebe hergestellt werden und direkt mit dem Matrigel gemischt, oder alternativ abzentrifugiert und eine daraus resultierende Pellet gestanzt, um &quot;Explantate&quot; zu machen. Verwendung von enzymatischen Gewebe Verdauung zu der Zellsuspension vorbereitet wird abgeraten, denn selbst Restspuren von proteolytischer Aktivität kann verflüssigen sich im Laufe des Experiments Matrigel. Außerdem wurde eine Due Diligence auf den Zeitpunkt des Kultur-Setup verwendet werden. Obwohl Matrigel erfordert einen Zeitraum von Erwärmung zur Polymerisation, auch eine etwas längere Belichtung von kleinen Tropfen Matrigel (wie in diesem Protokoll), um die Luft verursacht Trocknung und resultiert in einer Schale, die undurchdringlich wandernden Zellen ist und kann nicht gelöscht werden durch nachträgliche Abdecken mit frischen Matrigel.

<table border="1"><tbody><tr><th> Name des Reagenzes </th><th> Firma </th><th> Katalog-Nummer </td><th> Kommentare (optional) </th></tr><tr><td> Neurobasal Medium (1x), flüssig </td><td> Invitrogen </td><td> 21103-049 </td><td></td></tr><tr><td> N-2 Supplement (100x), flüssige </td><td> Invitrogen </td><td> 17502-048 </td><td></td></tr><tr><td> B-27 Supplement (50X) </td><td> Invitrogen </td><td> 0080085-SA </td><td></td></tr><tr><td> BD Matrigel Basalmembran Matrix </td><td> BD Biosciences </td><td> 354234 </td><td></td></tr><tr><td> Harris Uni-Core, 0,5 mm Größe </td><td> Electron Microscopy Sciences </td><td> 69036-05 </td><td> Punch-Bohrung </td></tr><tr><td> Grüne Retrobeads IX </td><td> Lumafluor, Inc. </td><td></td><td> Latex-Mikrosphären </td></tr></tbody></table>

migratory behavior of cells generated in ganglionic eminence cultures

Migration von Zellen ist ein gemeinsamer Prozess, der zur Entwicklung und Reifung der Wirbeltiere des zentralen Nervensystems (Hatten, &#39;99) führt. Die Hirnrinde besteht aus zwei grundlegenden neuronalen Typen: erregende und hemmende. Diese Zellen entstehen in unterschiedlichen Bereichen und wandern in die Rinde entlang verschiedener Routen (Pearlman et al., &#39;98). Inhibitorischen Interneuronen tangential von subkortikalen Quellen migrieren, meist aus verschiedenen Regionen des Ganglion Eminenzen (Gelman et al, &#39;09;. Xu et al, &#39;04.). Ihre Bewegung erfordert eine genaue raumzeitliche Kontrolle durch Umweltreize verhängt, um den Aufbau einer ordnungsgemäßen Zytoarchitektur und Konnektivität in der Großhirnrinde zu ermöglichen (Caviness &amp; Rakic, &#39;78, Hatten, &#39;90, Rakic, &#39;90). Zur Untersuchung der Zugverhalten von Zellen in proliferativen Zonen des Ganglion Eminenzen (GE) bei neugeborenen Frettchen in vitro erzeugten verwendeten wir eine 3-dimensionale Kultur Anordnung in einer BD Matrigel Matrix. Die Kultur-Setup bestand aus zwei GE Explantate und eine Quelle der getesteten Proteine ​​aus der Großhirnrinde extrahiert und adsorbiert an fluoreszierenden Latex Retrobeads IX zwischen den Explantaten (Hasling et al, &#39;03.; Riddle et al, &#39;97.) Positioniert. Nach 2-3 Tagen der Kultur, beginnen die Zellen am Rand der Explantation zeigt eine Neigung zu dem Gewebe in radialer Richtung zu verlassen scheinen. Live-Bildgebung erlaubt Beobachtung von wandernden Muster ohne die Notwendigkeit der Etikettierung oder Kennzeichnung der Zellen. Wenn auf Bruchteile des Proteins aus isochrone Frettchen Kortex erhaltene Extrakt ausgesetzt sind, zeigten die GE-Zellen unterschiedliche Verhaltensweisen als durch quantitative kinetische Analyse der einzelnen beweglichen Zellen beurteilt.

Watch this Scientific Journal Video about Migratory Behavior of Cells Generated in Ganglionic Eminence Cultures at JoVE.com

Migratory Behavior of Cells Generated in Ganglionic Eminence Cultures

Zeitraffer-Aufnahme von 3D-Gewebekultur ermöglicht das Studium Zugverhalten von einzelnen Zellen, die aus ganglionären Eminenz in Reaktion auf fraktionierte Proteinextrakt aus Großhirnrinde.

Zugverhalten von Zellen in ganglionären Eminenz Kulturen Generated

Migration of cells is a common process that leads to the development and maturation of the vertebrate central nervous system (Hatten, '99). The cerebral ...

migratory-behavior-of-cells-generated-in-ganglionic-eminence-cultures

Research

JoVE Journal

Neuroscience

9.9K Aufrufe.  Uniformed Services University. Zeitraffer-Aufnahme von 3D-Gewebekultur ermöglicht das Studium Zugverhalten von einzelnen Zellen, die aus ganglionären Eminenz in Reaktion auf fraktionierte Proteinextrakt aus Großhirnrinde.

Serie: Migratory Behavior of Cells Generated in Ganglionic Eminence Cultures

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Einzel Sensillum Recordings in der Insekten Drosophila melanogaster Und Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Forschung

Neurowissenschaften

Cryopreservation of Cortical Tissue Blocks for the Generation of Highly Enriched Neuronal Cultures

In this study, we outline a standardized protocol for the successful cryopreservation and thawing of cortical brain tissue blocks to generate highly enriched neuronal cultures. For this protocol the freezing medium used is 10% dimethyl sulfoxide (DMSO) diluted in Hank's Buffered Salt Solution (HBSS). Blocks of cortical tissue are transferred to cryovials containing the freezing medium and slowly frozen at -1&deg;C/min in a rate-controlled freezing container. Post-thaw processing and dissociation of frozen tissue blocks consistently produced neuronal-enriched cultures which exhibited rapid neuritic growth during the first 5 days in culture and significant expansion of the neuronal network within 10 days. Immunocytochemical staining with the astrocytic marker glial fibrillary acidic protein (GFAP) and the neuronal marker beta-tubulin class III, revealed high numbers of neurons and astrocytes in the cultures. Generation of neural precursor cell cultures after tissue block dissociation resulted in rapidly expanding neurospheres, which produced large numbers of neurons and astrocytes under differentiating conditions. This simple cryopreservation protocol allows for the rapid, efficient, and inexpensive preservation of cortical brain tissue blocks, which grants increased flexibility for later generation of neuronal, astrocyte, and neuronal precursor cell cultures.

Here, we describe a method for efficient cryopreservation and thawing of cortical brain tissue blocks to generate highly enriched neuronal cultures. This simple protocol provides flexibility for later generation of neuronal, astrocyte, and neuronal precursor cell cultures.

Kryokonservierung von kortikalen Gewebes Bausteine ​​für die Generierung von hoch angereichertem neuronalen Kulturen

In this study, we outline a standardized protocol for the successful cryopreservation and thawing of cortical brain tissue blocks to generate highly ...

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding fundamental biological mechanisms. Striking progress has been particularly evident in Drosophila, whose extensive toolkit of mutants and transgenic lines provides a convenient model to study evolutionarily-conserved developmental and cell biological mechanisms. We are interested in understanding the mechanisms that control cell fate specification in the adult peripheral nervous system (PNS) in Drosophila. Bristles that cover the head, thorax, abdomen, legs and wings of the adult fly are individual mechanosensory organs, and have been studied as a model system for understanding mechanisms of Notch-dependent cell fate decisions. Sensory organ precursor (SOP) cells of the microchaetes (or small bristles), are distributed throughout the epithelium of the pupal thorax, and are specified during the first 12 hours after the onset of pupariation. After specification, the SOP cells begin to divide, segregating the cell fate determinant Numb to one daughter cell during mitosis. Numb functions as a cell-autonomous inhibitor of the Notch signaling pathway.
Here, we show a method to follow protein dynamics in SOP cell and its progeny within the intact pupal thorax using a combination of tissue-specific Gal4 drivers and GFP-tagged fusion proteins 1,2.This technique has the advantage over fixed tissue or cultured explants because it allows us to follow the entire development of an organ from specification of the neural precursor to growth and terminal differentiation of the organ. We can therefore directly correlate changes in cell behavior to changes in terminal differentiation. Moreover, we can combine the live imaging technique with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) system to assess the dynamics of tagged proteins in mitotic SOPs under mutant or wildtype conditions. Using this technique, we and others have revealed novel insights into regulation of asymmetric cell division and the control of Notch signaling activation in SOP cells (examples include references 1-6,7 ,8).

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

In this video, we describe a method for live cell imaging of asymmetrically dividing sensory organ progenitor cells and epidermal cells in intact Drosophila pupae

Live-Cell-Imaging von Sinnesorgan Vorläuferzellen im Intact Drosophila Puppen

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenetische Stimulation von Escape Verhalten in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Selective Tracing of Auditory Fibers in the Avian Embryonic Vestibulocochlear Nerve

The embryonic chick is a widely used model for the study of peripheral and central ganglion cell projections. In the auditory system, selective labeling of auditory axons within the VIIIth cranial nerve would enhance the study of central auditory circuit development. This approach is challenging because multiple sensory organs of the inner ear contribute to the VIIIth nerve 1. Moreover, markers that reliably distinguish auditory versus vestibular groups of axons within the avian VIIIth nerve have yet to be identified. Auditory and vestibular pathways cannot be distinguished functionally in early embryos, as sensory-evoked responses are not present before the circuits are formed. Centrally projecting VIIIth nerve axons have been traced in some studies, but auditory axon labeling was accompanied by labeling from other VIIIth nerve components 2,3. Here, we describe a method for anterograde tracing from the acoustic ganglion to selectively label auditory axons within the developing VIIIth nerve. First, after partial dissection of the anterior cephalic region of an 8-day chick embryo immersed in oxygenated artificial cerebrospinal fluid, the cochlear duct is identified by anatomical landmarks. Next, a fine pulled glass micropipette is positioned to inject a small amount of rhodamine dextran amine into the duct and adjacent deep region where the acoustic ganglion cells are located. Within thirty minutes following the injection, auditory axons are traced centrally into the hindbrain and can later be visualized following histologic preparation. This method provides a useful tool for developmental studies of peripheral to central auditory circuit formation.

Here we describe a microdissection technique followed by fluorescent dye injection into the acoustic ganglion of early chick embryos for selective tracing of auditory axon fibers in the nerve and hindbrain.

Selektive Tracing von Auditory Fibers im Avian Embryonale vestibulocochlearis

The embryonic chick is a widely used model for the study of peripheral and central ganglion cell projections. In the auditory system, selective labeling ...

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In this video, we describe a procedure for implanting a chronic optical imaging chamber over the dorsal spinal cord of a live mouse. The chamber, surgical procedure, and chronic imaging are reviewed and demonstrated.

Ein Verfahren für die Implantation eines Spinal Kammer für Längs<em&gt; In-vivo-</em&gt; Imaging der Maus Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

Assays to Detect UV-reflecting Structures and Determine their Importance in Mate Preference using the Sailfin Molly Poecilia latipinna

Many organisms use cues and signals beyond human sensitivity during social interactions. It is important to take into account how organisms perceive their worlds when trying to understand their behavior and ecology. Sensitivity to the ultraviolet spectrum (UV; 300 - 400 nm) is found across multiple genera of birds, fish, reptiles, amphibians, and even mammals. This protocol describes a technique for examining organisms for the presence of UV-reflecting structures and a method for testing whether these cues are used as social signals in the context of mate choice. A spectrophotometer is used to detect the presence of UV reflectance and variation in reflective intensity between individuals and sexes. An example of this technique is presented in which a dichotomous mate choice test exposes sexually receptive individuals to opposite sex individuals whose visual appearance can be manipulated by filters that either transmit full spectrum or block UV wavelengths. This system allowed for the determination that female, but not male, sailfin mollies (Poecilia latipinna) were using UV markings as part of their mating decisions. These types of studies serve to expand our knowledge of the range of organisms that utilize UV and provide insight into how UV plays a role in their lives.

Assays to Detect UV-reflecting Structures and Determine their Importance in Mate Preference using the Sailfin Molly Poecilia latipinna

This protocol outlines the use of spectrophotometry to detect ultraviolet-reflecting structures on organisms (in this example, the sailfin molly Poecilia latipinna) and describes dichotomous choice tests for fish that allow inferences to be made on the role of ultraviolet cues during mate selection.

Assays UV-reflektierenden Strukturen zu erkennen und zu bestimmen, deren Bedeutung in Mate-Vorlieben der Sailfin Molly mit<em&gt; Poecilia latipinna</em

Many organisms use cues and signals beyond human sensitivity during social interactions. It is important to take into account how organisms perceive their ...

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. Learning-induced changes in synaptic transmission are often distributed across many neurons and levels of processing in the brain. Therefore, methods to visualize learning-dependent synaptic plasticity across neurons are needed. The fruit fly Drosophila melanogaster represents a particularly favorable model organism to study neuronal circuits underlying learning. The protocol presented here demonstrates a way in which the processes underlying the formation of associative olfactory memories, i.e., synaptic activity and their changes, can be monitored in vivo. Using the broad array of genetic tools available in Drosophila, it is possible to specifically express genetically encoded calcium indicators in determined cell populations and even single cells. By fixing a fly in place, and opening the head capsule, it is possible to visualize calcium dynamics in these cells whilst delivering olfactory stimuli. Additionally, we demonstrate a set-up in which the fly can be subjected, simultaneously, to electric shocks to the body. This provides a system in which flies can undergo classical olfactory conditioning - whereby a previously na&#239;ve odor is learned to be associated with electric shock punishment - at the same time as the representation of this odor (and other untrained odors) is observed in the brain via two-photon microscopy. Our lab has previously reported the generation of synaptically localized calcium sensors, which enables one to confine the fluorescent calcium signals to pre- or postsynaptic compartments. Two-photon microscopy provides a way to spatially resolve fine structures. We exemplify this by focusing on neurons integrating information from the mushroom body, a higher-order center of the insect brain. Overall, this protocol provides a method to examine the synaptic connections between neurons whose activity is modulated as a result of olfactory learning.

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Here we present a protocol with which pre- and/or postsynaptic calcium can be visualized in the context of Drosophila learning and memory. In vivo calcium imaging using synaptically localized calcium sensors is combined with a classical olfactory conditioning paradigm such that the synaptic plasticity underlying this type of associative learning may be determined.

In Vivo Optische Calcium-Bildgebung der lerninduzierten synaptischen Plastizität bei Drosophila melanogaster

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. ...

Measuring and Manipulating Functionally Specific Neural Pathways in the Human Motor System with Transcranial Magnetic Stimulation

Understanding interactions between brain areas is important for the study of goal-directed behavior. Functional neuroimaging of brain connectivity has provided important insights into fundamental processes of the brain like cognition, learning, and motor control. However, this approach cannot provide causal evidence for the involvement of brain areas of interest. Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a powerful, noninvasive tool for studying the human brain that can overcome this limitation by transiently modifying brain activity. Here, we highlight recent advances using a paired-pulse, dual-site TMS method with two coils that causally probes cortico-cortical interactions in the human motor system during different task contexts. Additionally, we describe a dual-site TMS protocol based on cortical paired associative stimulation (cPAS) that transiently enhances synaptic efficiency in two interconnected brain areas by applying repeated pairs of cortical stimuli with two coils. These methods can provide a better understanding of the mechanisms underlying cognitive-motor function as well as a new perspective on manipulating specific neural pathways in a targeted fashion to modulate brain circuits and improve behavior. This approach may prove to be an effective tool to develop more sophisticated models of brain-behavior relations and improve diagnosis and treatment of many neurological and psychiatric disorders.

This article describes new approaches to measure and strengthen functionally specific neural pathways with transcranial magnetic stimulation. These advanced noninvasive brain stimulation methodologies can provide new opportunities for the understanding of brain-behavior relations and development of new therapies to treat brain disorders.

Messung und Manipulation funktionell spezifischer neuronaler Bahnen im menschlichen Motorsystem mit transkranieller Magnetstimulation

Understanding interactions between brain areas is important for the study of goal-directed behavior. Functional neuroimaging of brain connectivity has ...

Combining Behavior and EEG to Study the Effects of Mindfulness Meditation on Episodic Memory

Although there has been recent interest in how mindfulness meditation can affect episodic memory as well as brain structure and function, no study has examined the behavioral and neural effects of mindfulness meditation on episodic memory. Here we present a protocol that combines mindfulness meditation training, an episodic memory task, and EEG to examine how mindfulness meditation changes behavioral performance and the neural correlates of episodic memory. Subjects in a mindfulness meditation experimental group were compared to a waitlist control group. Subjects in the mindfulness meditation experimental group spent four weeks training and practicing mindfulness meditation. Mindfulness was measured before and after training using the Five Facet Mindfulness Questionnaire (FFMQ). Episodic memory was measured before and after training using a source recognition task. During the retrieval phase of the source recognition task, EEG was recorded. The results showed that mindfulness, source recognition behavioral performance, and EEG theta power in right frontal and left parietal channels increased following mindfulness meditation training. In addition, increases in mindfulness correlated with increases in theta power in right frontal channels. Therefore, results obtained from combining mindfulness meditation training, an episodic memory task, and EEG reveal the behavioral and neural effects of mindfulness meditation on episodic memory.

Here we present a protocol for combining mindfulness meditation training, an episodic memory task, and EEG to understand the behavioral and neural effects of mindfulness meditation on episodic memory.

Kombination von Verhalten und EEG, um die Auswirkungen von Achtsamkeitsmeditation auf das episodische Gedächtnis zu untersuchen

Although there has been recent interest in how mindfulness meditation can affect episodic memory as well as brain structure and function, no study has ...