Dieses neuartige Protokoll beschreibt die chirurgische Anästhesie bei Mäusen unter Propofol-Anästhesie. Die Methode ermöglicht die Erforschung der Propofol-Anästhesie in Mausmodellen von Krankheiten. Das Protokoll ermöglicht die Beurteilung der totalen intravenösen Anästhesie und vermeidet die Verwendung von flüchtiger Anästhesie.
Das Protokoll kann verwendet werden, um zu untersuchen, wie sich die Propofol-Anästhesie auf krankheitsbezogene Ergebnisse auswirkt. Zum Beispiel bewerten wir hier kurz- und langfristige Krebsergebnisse nach der Operation, um den Tumor zu entfernen. Zu Beginn kultivieren Sie 66 CL4 Mirai-Mammakrebszellen, die stabil transduziert werden, um Glühwürmchen-Luciferase in alpha-MEM-Medium zu exprimieren, das 10% FBS und 200 Millimolares Glutamin enthält.
Inkubieren Sie die Zellen bei 37 Grad Celsius, aber 5% Kohlendioxid. Subkultur der Zellen, wenn die Zellen etwa 80% Konfluenz erreichen. Wenn sich die Zellen in einer logarithmischen Wachstumsphase mit zwei Milliliter Tropfen in EDTA-Lösung befinden, heben Sie die adhärenten Zellen an und zählen Sie die Zellen mit einem Hämozytometer.
Dann verdünnen Sie die Zellen in PBS und halten Sie die verdünnte Zellsuspension auf Eis, bis die Maus für die Injektion bereit ist. Sobald die Maus vollständig betäubt ist, wischen Sie den vierten linken Brustfettpolsterbereich mit einem Einweg-Alkoholtupfer ab, um die Injektionsstelle vorzubereiten. Füllen Sie eine 25-Mikroliter-Hamilton-Spritze, die an einer sterilen 27-Gauge-Injektionsnadel befestigt ist, mit Krebszellsuspension.
Verwenden Sie eine Pinzette, um die Haut anzuheben und zu sichern. Injizieren Sie einmal 10 in die fünfte Zelle und 20 Mikroliter PBS in das vierte linke Brustfettpolster, etwa einen Millimeter von der Brustwarze entfernt. Wenn die Zellen mit Luciferase markiert sind, injizieren Sie 100 Mikroliter D-Luciferin in die laterale Schwanzvene der anästhesierten Maus mit einer 0,5-Milliliter-Insulinspritze mit einer 30-Gauge-Injektionsnadel.
Zwei Minuten nach der Injektion legen Sie die Maus in ein Biolumineszenz-Bildgebungssystem mit dem Brustfettpolster nach oben und nehmen Sie das Bild für 10 Sekunden auf. Legen Sie die Maus nach der Bildgebung in den sauberen Käfig und lassen Sie sie sich von der Narkose erholen. Überwachen Sie das Wachstum des Primärtumorwachstums mit einem Messschieber.
Berechnen Sie das Tumorvolumen und resezieren Sie den Tumor, wenn der Primärtumor 80 bis 90 Kubikmillimeter Volumen erreicht. Richten Sie die automatisierte Spritzenpumpe mit einer 30-Gauge-Ein-Milliliter-Insulinspritze ein, die zwei Prozent Propofol-Formulierung enthält. Induktion der Anästhesie in einer Induktionskammer mit drei Prozent Sevofluran oder Isofluran.
Dann die betäubte Maus auf ein Heizkissen bei 37 Grad Celsius übertragen und die Narkose mit zwei bis drei Prozent Sevofluran oder Isofluran mit einem Nasenkegel aufrechterhalten. Passen Sie die Abgabe von Sevofluran während der intravenösen Kanülierung nach Bedarf an, um eine stabile Anästhesietiefe aufrechtzuerhalten, die durch den Verlust des Pedalreflexes und der Atemfrequenz von weniger als 100 Atemzügen pro Minute nachgewiesen wird. Tragen Sie wässriges Gleitmittel auf die Augen auf, um ein Austrocknen der Hornhaut zu verhindern, und injizieren Sie dann 0,05 Milligramm pro Kilogramm Buprenorphin subkutan.
Um die Propofol-basierte intravenöse Vollnarkose zu verabreichen, kanülieren Sie die laterale Schwanzvene mit einer sterilen 30-Gauge-Injektionsnadel, die an einem sterilen Polyurethankatheter befestigt ist. Bestätigen Sie die korrekte Platzierung durch Blutrückblende in den Katheter. Verabreichen Sie zwei Prozent Propofol als anfänglichen Bolus von 27 Milligramm pro Kilogramm über eine Minute, um eine vollständige intravenöse Anästhesie zu beginnen.
Beenden Sie die Verabreichung von Sevofluran. Halten Sie die Propofol-Infusion mit einer Rate von 2,2 bis 4,0 Milligramm pro Kilogramm pro Minute aufrecht, um eine stabile Anästhesietiefe während der Operation beizubehalten. Rasieren Sie die Bauchregion und desinfizieren Sie den Operationsbereich mit Povidon-Jodlösung.
Machen Sie einen einen Zentimeter langen Einschnitt unterhalb des Tumors im linken vierten Brustfettpolster. Verwenden Sie eine Pinzette und eine Schere, um den Tumor und den linken Leistenlymphknoten zu sezieren. Wenn Luciferase-markierte Tumorzellen verwendet werden, injizieren Sie d-Luciferin in die laterale Schwanzvene, wie gezeigt, und nehmen Sie die Bilder für 60 Sekunden auf, um klare Ränder zu erhalten.
Wenn ein Resttumor identifiziert wird, resezieren Sie zusätzliches Gewebe aus dem Brustfettpolster. Sobald die Hämostase an der Operationsstelle erreicht ist, schließen Sie die Haut mit 5-0-Nylonnähten. Wischen Sie die Wunde mit Povidon-Jod-Lösung ab.
Beenden Sie nach Abschluss der Operation die Anästhesie und legen Sie die Maus in einen sauberen Käfig auf einem Heizkissen, damit sie sich von der Narkose erholen kann. Überwachen Sie die Maus alle 15 Minuten, bis die Maus wieder normal wachsam ist. Dann überwachen und analgesiechen alle 12 Stunden für 48 Stunden nach der Operation.
Zur Beurteilung eines Primärtumors oder eines Fernrezidivs sollten die Mäuse einmal pro Woche überwacht werden, beginnend in der Woche nach der Operation mit einem Biolumineszenz-Bildgebungssystem. Die Biolumineszenz-Bildgebung wurde verwendet, um das entfernte Tumorrezidiv in der Lunge nach Resektion des Primärtumors zu identifizieren. Dieses Modell kann verwendet werden, um Ereignisse zu bewerten, die während der perioperativen Phase aufgetreten sind.
24 Stunden nach der Krebsoperation unter Propofol wurden zirkulierende Plasmazytokine ausgewertet. Praktiken, die erforderlich sind, um die laterale Schwanzvene schnell zu kanülieren und die Dauer der Sevofluran-Exposition zu minimieren. Das Sevofluran sollte allmählich heruntertitriert werden, da der Propofolbolus verabreicht wird, um eine Übersedierung zu verhindern.
Diese Methode kann verwendet werden, um die Auswirkungen der Propofol-Anästhesie in Mausmodellen für Herzchirurgie oder kritische Erkrankungen wie Sepsis zu untersuchen.
