グラント：5RO1GM086447-02。

1。試料調製<ol><li>ひずみJB281の単一コロニーをLB培地に接種[BW25113 / pJB042（P ラック ：FtsZ-mEos2）]。 37℃で振とう機で一晩増殖℃、 </li><li> M9 +最少培地[M9塩、0.4％グルコース、2mMのMgSO 4を 、0.1 mMのCaCl 2、MEMアミノ酸やビタミン]に文化1:1,000希釈し、中期対数期（OD 600 = 0.2から0.3）に成長室温（RT）でクロラムフェニコール（150μg/ ml）をプレゼンスインチ</li><li> 20μMのは、（注1を参照）2時間IPTGで文化を誘導する。 </li><li>ペレットのマイクロ遠心（8,000 rpmで、1分）の文化とM9 +等量の再懸濁する。繰り返し。第二再懸濁した後、2時間室温で成長を続けています。 </li><li> 40分間室温でPBS中4％パラホルムアルデヒド液（pH = 7.4）で誘導した培養を修正しました。等容量のPBSでペレット培養再懸濁し、リピート。ライブセルイメージングする場合、等量の固定、ペレット培養、再懸濁しをスキップM9の- [M9塩、0.4％グルコース、2mMのMgSO 4を 、0.1 mMのCaCl 2、MEMアミノ酸];繰り返し。 </li><li>再懸濁培養で1:10にゴールドビーズを希釈します。 （ステップ2.4​​を参照）準備イメージング室にサンプルをアプライ。 </li></ol> [1]注：上記の誘導プロトコール（ステップ1.1から1.3までは）株JB281の発現系に最適化されています。詳細な誘導条件は、関心のある他の発現系またはタンパク質によって異なる場合があります。 2。イメージング会議所の組立<ol><li> M9の3％（w / v）のアガロース溶液を作る- 。 40分間ベンチトップヒートブロックで70℃アガロース°Cを溶かす。ストアは、最大5時間までを50℃でアガロースを溶かし。 </li><li>下向きに電極を有するイメージング室の上半分にきれいmicroaqueductスライドを配置します。灌流チャンネルを覆うようにmicroaqueductスライド上下部ガスケットの位置を合わせます。 </li><li>ガラスの中央に溶けたアガロースの〜50μlをスライド。清潔で乾燥したカバースリップと直ちにトップアガロースゲル滴。ゲルは室温で30分間凝固させる。 <ol><li>カバーガラスをきれいにするには：セラミックホルダーでカバーガラスを手配し、アセトン、エタノール、ガラスジャーに1M KOHの浴場を回転させることで20分間超音波洗浄します。のdH 2 Oに単一の超音波処理し、続いて9 sonicationsの合計のため、サイクルを3回繰り返す新鮮なのdH 2 Oで洗浄カバースリップを保管使用前に、ろ過された空気と乾いたカバーガラスを吹く。 </li></ol></li><li>慎重microaqueductスライドにゲルパッドを残して、カバースリップを削除します。直ちにゲルパッドの上部に細胞培養サンプルを1μl（ステップ1.6を​​参照）を追加します。溶液がゲルパッドで吸収されるように、約2分間待ちます。新しい、きれいな乾いたカバースリップを持つトップゲルパッド。製造元の指示に従って、全体のイメージングチャンバーを組み立てます。 </li></ol> 3。画像収集<ol><li>顕微鏡、カメラとレーザーの電源をオンにします。 MetaMorphソフトを開く陶器（Molecular Devices社）。 </li><li>イメージングパスの適切な励起/発光フィルタ（ 図1）を配置します。 </li><li>それに応じてレーザーパワーおよび取得の設定を行います。 <ol><li> 488 nmのレーザー= 15 MW（注2を参照） </li><li> 561 nmのレーザー= 75 mWの</li><li> 405 nmのレーザー= 2 mWで±減光フィルター （注3を参照） </li></ol></li><li>補完的なステージアダプタを介してステージにイメージング室をロックします。 </li><li>均一にすべての3つのレーザーで照らされている適切な撮像領域（100×100ピクセル）を指定します。 </li><li>近接セルと基準マーカー（ゴールドビーズ）の両方が含まれていますが、重複しないサンプル領域を識別します。 </li><li>カバーガラスに最も近い細胞の表面に焦点を当てています。 50ミリ秒の積分時間で1明視野画像を取得します（ 図3AI）のサンプルに焦点を0.5μmに移動します。 </li><li> 488-nから励起によるアンサンブル緑色蛍光画像を取得<html>メートルレーザーは、50ミリ秒の積分時間（ 図3Aii）を使用。 </li><li> 405 nmおよび561 nmのレーザーからの連続的な照明と赤のチャンネルでストリーミングビデオを取得します。固定した細胞では、50ミリ秒のフレームレートは1,000フレーム〜10％上昇させ405 nmのレーザーパワーで20,000フレーム（〜17分の合計）の合計（注＃4を参照）のために使用されます。生きている細胞は、10ミリ秒のフレームレートを一定に405 nmのレーザーパワーで3000フレーム（約30秒合計）の合計のために使用されます。 </li><li>細胞の下面にフォーカスを移動し、ステップ3.7のような別の明視野画像を取得する。 </li></ol> [2]注：セルの緑色蛍光の積分強度は、細胞内で発現FtsZ-mEos2分子の総数に正比例します。 488 nmの励起パワーとアンサンブル蛍光買収の設定が異なるセル内の相対FtsZ-mEos2発現レベルを比較することができるように、すべての細胞のための一定に保たれるべきです。 ontent &quot;&gt; [3]注：固定セルは、個々の分子を正確に識別することができるように遅い活性化率を達成するために所定の位置にニュートラルデンシティ（ND）フィルター（ 図1、光コンポーネント＃5）で撮像する。回折限界の領域で同時にアクティブにされて2分子の低確率を維持しながら、イメージング、細胞が活性化率を高めるために生きるときにNDフィルターが除去された。速い速度は、ライブセルイメージングに適用総取得時間を短縮するために必要とされる、それによって時間にZ-リングを &quot;凍結&quot;とセルに光損傷の効果を制限する。 [4]注：取得したフレームの数が当社のシステムに最適化されており、特定の細胞構造に依存していた、密度のラベリング活性化率と蛍光団のプール全体を排気するかどうかは、分析のために重要である。生きた細胞では、TIのように短期間でローカライズ十分な数を得ることが重要である私はできるだけ細胞構造の動きによる画像のブレを防ぐことができます。 4。 PALM画像構築<ol><li>検出された各スポットの重心位置を決定します。 <ol><li> MATLAB（MathWorks社、株式会社）に画像スタックをロードします。 </li><li>すべての基準ビーズを除いた1セルの周囲の領域に画像スタックをトリミング。 </li><li>バックグラウンドレベルを超えるが、平均スポット強度を下回っているスポットの検出のために強度のしきい値を選択します。我々は、150フレームウィンドウを使用して最大強度の平均値を算出することで、実験を通じてバックグラウンドレベルの変動を考慮する。各フレームの強度のしきい値は、実行中の平均値から補間されます。 </li><li>各フレームからそれぞれのしきい値を減算します。将来のスポットがしきい値以上の強度を持つ3つの隣接するピクセルとして識別されます。 </li><li>二次元Gaussiaにそれぞれの将来のスポットの蛍光強度を合わせるn個の関数[式＃1]非線形最小二乗アルゴリズム（ 図2）を使って 。各スポットのローカライズ精度が検出された光子の総数[式＃2]を使用して計算されます。 20nmの（固定された細胞）または45ナノメートル（生きた細胞）を超えるローカリゼーション精度で任意の悪いフィットスポットは（ノート＃5を参照）は破棄されます。重複エミッタが原因の可能性平均強度の2倍以上の強度を持つ任意のスポットが、また廃棄されます。 </li><li>固定した細胞は、その重心位置の45 nm以内で任意の場所を無視して同じ分子の繰り返し観測を削除 6フレーム以下でそれに先行した他のスポットの。生きている細胞は、全てのスポットは保持されます。 </li></ol></li><li>基準マーカの動きを使用して、サンプル·ドリフトをキャリブレーションします。 <ol><li>基準マーカの周りに10×10画素領域外作物。 </li><li>各フレームから4.1.3で求めたそれぞれのしきい値を減算します。 </li><li>それぞれの強度プロファイルに適合最小二乗フィッティングアルゴリズムを介してフレームには2次元ガウス形を仮定。 </li><li>フレーム1に対して相対的に重心位置のずれを計算します。 </li></ol></li><li> 4.2で計算された適切な試料ドリフトを4.1で識別された各ユニークな分子の重心位置を修正してください。 3.7と3.10で取得明視野画像を比較してください。細胞は基準マーカーに対して相対的に移動することが観察されている場合、データは放り出されます。 </li><li> 15x15 nmの画素で構成される単一のイメージ上のすべての補正された重心位置を重ね合わせる。ローカライズの精度[式＃2]に等しい標準偏差が重心位置を中心と単位面積、2次元ガウスプロファイルとしてそれぞれユニークな分子をプロットします。画素の強度は、そのピクセルに分子を見つける可能性（ 図3Aiv）に比例した確率密度マップ、この結果。 </li><li>アンサンブル画像にPALM画像を比較。 <ol><li>それから再セントロ4.4のようですが、150×150 nmの画素と250nmに等しい標準偏差を持つ平面上のID位置。これは回折限界、3.8（ 図3Aiii）で取得アンサンブル画像と比較するために使用することができ、回折限界像を模倣PALM画像を生成する。 </li><li>検出された分子は、全人口の代表的なものであることを確認するには、両方のイメージが同じような形状の構造を示していることを確認するために実験的なアンサンブル蛍光画像（ 図3Aii、ステップ3.8）を用いて再構成されたアンサンブル画像（ 図3Aiii、ステップ4.5.1）を比較、向きや相対強度。 </li></ol></li></ol> [5]注意：最低限必要なローカリゼーションの精度が指定されているサンプルのためにすべての分子の精度をプロットして、適切なカットオフを選択することにより、各撮像法について経験的に決定した。 5。 PALM画像解析<ol><li> Z-リングWidtを測定hと直径。 <ol><li>なるように垂直に配向し、細胞の長軸方向（ 図4A）にPALM画像を回転させます。 </li><li> Z-リングを含む細胞外領域の作物。 </li><li>細胞の長軸に沿った強度分布を投影することによって累積強度を計算します。 </li><li>ガウス分布に強度プロファイルに適合。リング幅はフィットガウス分布（ 図4B）の半値全幅（FWHM）として定義されています。 </li><li>セルの短軸に沿って5.1.2の累積強度プロファイルを投影。リング径は強度プロファイルの全長（ 図4C）として定義されています。 </li></ol></li><li> （注＃6を参照）FtsZ密度をプロットする。 <ol><li> （4.4）のように重心位置を再プロットが、それぞれのユニークな分子が1の値を与えられ、その重心位置に対応する単一の画素に割り当てられるようガウシアンプロファイルなし。このように、各々の強度のピクセルは、そのピクセルで検出分子の総数を表します。密度PALM画像も等高線図（ 図5E）として可視化することができる。 </li></ol></li><li>空間分解能を決定する。 <ol><li>理論的に達成可能な空間分解能：検出されたすべての分子の平均決定ローカリゼーション精度を使用して、すべてのサンプルで代表PSFを作成し、半値幅（式第3）を計算します。 </li><li>実験的に達成された空間分解能：同じ分子の繰り返し観測間の平均変位を計算します。 </li></ol></li></ol> [6]注：我々は、細胞/ガラス界面上記の薄層（〜200 nm）の活性化と励起を制限するために、内部全反射パーム（TIR-PALM、 図1および図5）を用いた。カバースリップに近い膜に関連付けられている唯一のFtsZ分子が検出されるようにします。

<ol>
	<li>Buddelmeijer, N., Beckwith, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assembly+of+cell+division+proteins+at+the+E.+coli+cell+center.">Assembly of cell division proteins at the E. coli cell center.</a> Curr. Opin. Microbiol. 5, 553-557 (2002).</li><li>de Boer, P., Crossley, R., Rothfield, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+essential+bacterial+cell-division+protein+FtsZ+is+a+GTPase.">The essential bacterial cell-division protein FtsZ is a GTPase.</a> Nature. 359, 254-256 (1992).</li><li>Lutkenhaus, J. F., Wolf-Watz, H., Donachie, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+of+genes+in+the+ftsA-envA+region+of+the+Escherichia+coli+genetic+map+and+identification+of+a+new+fts+locus+(ftsZ).">Organization of genes in the ftsA-envA region of the Escherichia coli genetic map and identification of a new fts locus (ftsZ).</a> J. Bacteriol. 142, 615-620 (1980).</li><li>Bi, E. F., Lutkenhaus, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FtsZ+ring+structure+associated+with+division+in+Escherichia+coli.">FtsZ ring structure associated with division in Escherichia coli.</a> Nature. 354, 161-164 (1991).</li><li>Erickson, H. P., Taylor, D. W., Taylor, K. A., Bramhill, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bacterial+cell+division+protein+FtsZ+assembles+into+protofilament+sheets+and+minirings,+structural+homologs+of+tubulin+polymers.">Bacterial cell division protein FtsZ assembles into protofilament sheets and minirings, structural homologs of tubulin polymers.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 93, 519-523 (1996).</li><li>Osawa, M., Anderson, D. E., Erickson, H. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reconstitution+of+contractile+FtsZ+rings+in+liposomes.">Reconstitution of contractile FtsZ rings in liposomes.</a> Science. 320, 792-794 (2008).</li><li>Li, Z., Trimble, M. J., Brun, Y. V., Jensen, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+structure+of+FtsZ+filaments+in+vivo+suggests+a+force-generating+role+in+cell+division.">The structure of FtsZ filaments in vivo suggests a force-generating role in cell division.</a> Embo J. 26, 4694-4708 (2007).</li><li>Betzig, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+intracellular+fluorescent+proteins+at+nanometer+resolution.">Imaging intracellular fluorescent proteins at nanometer resolution.</a> Science. 313, 1642-1645 (2006).</li><li>McKinney, S. A., Murphy, C. S., Hazelwood, K. L., Davidson, M. W., Looger, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+bright+and+photostable+photoconvertible+fluorescent+protein.">A bright and photostable photoconvertible fluorescent protein.</a> Nat. Methods. 6, 131-133 (2009).</li><li>Fu, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In-vivo+FtsZ-ring+structure+revealed+by+Photoactivated+Localization+Microisocpy+(PALM).">In-vivo FtsZ-ring structure revealed by Photoactivated Localization Microisocpy (PALM).</a> Plos One. , (2010).</li><li>Huecas, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Energetics+and+geometry+of+FtsZ+polymers:+nucleated+self-assembly+of+single+protofilaments.">Energetics and geometry of FtsZ polymers: nucleated self-assembly of single protofilaments.</a> Biophys. J. , (2007).</li><li>Ma, X., Ehrhardt, D. W., Margolin, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Colocalization+of+cell+division+proteins+FtsZ+and+FtsA+to+cytoskeletal+structures+in+living+Escherichia+coli+cells+by+using+green+fluorescent+protein.">Colocalization of cell division proteins FtsZ and FtsA to cytoskeletal structures in living Escherichia coli cells by using green fluorescent protein.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 93, 12998-13003 (1996).</li><li>Dai, K., Lutkenhaus, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+proper+ratio+of+FtsZ+to+FtsA+is+required+for+cell+division+to+occur+in+Escherichia+coli.">The proper ratio of FtsZ to FtsA is required for cell division to occur in Escherichia coli.</a> J. Bacteriol. 174, 6145-6151 (1992).</li><li>Annibale, P., Vanni, S., Scarselli, M., Rothlisberger, U., Radenovic, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+clustering+artifacts+in+photoactivated+localization+microscopy.">Identification of clustering artifacts in photoactivated localization microscopy.</a> Nat. Meth. 8, 527-528 (2011).</li><li>Huang, B., Wang, W., Bates, M., Zhuang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+super-resolution+imaging+by+stochastic+optical+reconstruction+microscopy.">Three-dimensional super-resolution imaging by stochastic optical reconstruction microscopy.</a> Science. 319, 810-813 (2008).</li></ol>

特別な利害関係は宣言されません。

PALMのイメージは、他の手段によって達成することは困難である標的タンパク質分子の分布および配置の詳細な分析を可能にする、セル内の分子数と位置に関する情報が含まれています。以下では、PALM画像の生物学的関連性を維持しながら、正確な定量的情報を抽出するために取られるべきである注意事項を概説しています。我々はまた、最高のライブ対固定された細胞を用いて得ることが?...

<table border="1"><tbody><tr><td> 試薬/材料の名称 </td><td> 会社 </td><td> カタログ番号 </td><td> 注釈 </td></tr><tr><td> 50×MEMアミノ酸</td><td>シグマ</td><td> M5550 </td><td></td></tr><tr><td> 100×MEMビタミン</td><td>シグマ</td><td> M6895 </td><td></td></tr><tr><td> IPTG </td><td>メディアテック</td><td> 46から102-RF </td><td></td></tr><tr><td> 16％パラホルムアルデヒド</td><td>電子Micrsocopyサイエンス</td><td> 15710-S </td><td></td></tr><tr><td> SeaPlaque GTGアガロース</td><td> Lonzo </td><td> 50111 </td><td></td></tr><tr><td> 50nmのゴールドビーズ</td><td>ミクロス-ナノスフェア</td><td> 790113-010 &lt;/ TD&gt; <td></td></tr><tr><td> FCS2イメージング商工会議所</td><td> Bioptechs </td><td></td><td></td></tr><tr><td>ステージアダプター</td><td> ASI </td><td> I-3017 </td><td></td></tr><tr><td>倒立顕微鏡</td><td>オリンポス</td><td> IX71 </td><td></td></tr><tr><td> 1.45 NAは、60倍対物</td><td>オリンポス</td><td></td><td></td></tr><tr><td> IXON EMCCDカメラ</td><td>アンドール·テクノロジー</td><td> DU897E </td><td></td></tr><tr><td> 488 nmのサファイアレーザー</td><td>コヒーレント</td><td></td><td></td></tr><tr><td> 561 nmのサファイアレーザー</td><td>コヒーレント</td><td></td><td></td></tr><tr><td> 405 nmのCUBEのレーザー</td><td>コヒーレント</td><td></td><td></td>
 </tr>
 </tbody>
 </table>

super-resolution imaging of the bacterial division machinery

細菌の細胞分裂がmidcell 1,2で10以上必須タンパク質の協調アセンブリが必要です。このプロセスの中心には、分割計画3,4においてFtsZタンパク質によるリング状の上部構造（Z-リング）の形成である。 Z-リングは、複数の一本鎖FtsZのプロトフィラメントで構成されており、Z-リングの内側プロトフィラメントの配置を理解する力発生器5,6のように、Z-リングアセンブリとその機能のメカニズムへの洞察を提供します。この情報は、従来の蛍光顕微鏡と電子顕微鏡で起因する電流制限にとらえどころのない推移している。従来の蛍光顕微鏡は、光の回折限界（〜200 nm）に起因し、Z-リングの高解像度の画像を提供することができません。電子cryotomographicイメージングは小さなCに散在FtsZのプロトフィラメントが検出されましたcrescentusセル 7が、そのようなのようなより大きなセルに適用することは困難である大腸菌または B 枯草 。ここでは、定量的にEの構造組織を特徴づけるために超解像蛍光顕微鏡法、光活性化ローカライゼーション顕微鏡（PALM）のアプリケーションを記述する大腸菌 、Z-リング8。 PALMイメージングは​​、高空間分解能（〜35 nm）と標的タンパク質の明確な識別を可能にするために、特定のラベルの両方を提供しています。我々は405nmの9時に起動したときに赤色蛍光（励起= 561 nm）に緑色蛍光（励起= 488 nm）から切り替える光活性化蛍光タンパク質mEos2とFtsZのラベルが付いた。やし実験中、シングルFtsZ-mEos2分子は確率的に活性化され、単一分子の対応する重心位置が&lt;20 nmの精度で決定されます。 Z-リングの超解像は、すべての検出されたFtsZ-mEos2分子の重心位置を重ね合わせて再構築さ​​れます。 &lt;Pクラス= &quot;jove_content&quot;&gt;この方法を用いて、我々は、Z-リングが〜100nmの固定幅を持っており、三次元的に互いに重ならFtsZのプロトフィラメントの緩い束で構成されていることがわかった。これらのデータは、Z-リング10の細胞周期依存性の変化のさらなる調査のための足がかりを提供し、関心のある他のタンパク質に適用することができます。

図3Aivに示すが、上述のPALMイメージング法から生成Z-リングの二次元、超解像レンダリングです。以下では、私たちがそれらから得られる定性的および定量的な情報を要約したものです。 定性的には、我々は、Z-リング（ 図3A-DIIと iv を比較）従来の蛍光画像では区別できないので、複数の構成（シングルバンドまたはヘ...

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Super-resolution Imaging of the Bacterial Division Machinery

我々は、細菌のFtsZ-リングの構造、組織、細胞分裂に不可欠な装置を検査する、超解像イメージング法を説明します。この方法は、光活​​性化ローカライゼーション顕微鏡（PALM）画像の定量分析に基づいており、他の細菌の細胞骨格タンパク質に適用することができます。

細菌分裂機械の超解像イメージング

Bacterial cell division requires the coordinated  assembly of more than ten essential proteins at midcell1,2. Central  to this process is the formation of ...

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Research

JoVE Journal

Biology

11.7K ビュー.  The Johns Hopkins University School of Medicine. 我々は、細菌のFtsZ-リングの構造、組織、細胞分裂に不可欠な装置を検査する、超解像イメージング法を説明します。この方法は、光活​​性化ローカライゼーション顕微鏡（PALM）画像の定量分析に基づいており、他の細菌の細胞骨格タンパク質に適用することができます。

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Photobleaching Enables Super-resolution Imaging of the FtsZ Ring in the Cyanobacterium Prochlorococcus

Super-resolution microscopy has been widely used to study protein interactions and subcellular structures in many organisms. In photosynthetic organisms, however, the lateral resolution of super-resolution imaging is only ~100 nm. The low resolution is mainly due to the high autofluorescence background of photosynthetic cells caused by high-intensity lasers that are required for super-resolution imaging, such as stochastic optical reconstruction microscopy (STORM). Here, we describe a photobleaching-assisted STORM method which was developed recently for imaging the marine picocyanobacterium Prochlorococcus. After photobleaching, the autofluorescence of Prochlorococcus is effectively reduced so that STORM can be performed with a lateral resolution of ~10 nm. Using this method, we acquire the in vivo three-dimensional (3-D) organization of the FtsZ protein and characterize four different FtsZ ring morphologies during the cell cycle of Prochlorococcus. The method we describe here might be adopted for the super-resolution imaging of other photosynthetic organisms.

Photobleaching Enables Super-resolution Imaging of the FtsZ Ring in the Cyanobacterium Prochlorococcus

Here we describe a photobleaching method to reduce the autofluorescence of cyanobacteria. After photobleaching, stochastic optical reconstruction microscopy is used to obtain three-dimensional super-resolution images of the cyanobacterial FtsZ ring.

退色により、シアノ バクテリアプロクロロコッカスFtsZ リングの超解像イメージング

Super-resolution microscopy has been widely used to study protein interactions and subcellular structures in many organisms. In photosynthetic organisms, ...

免疫・感染学

Live-Cell Fluorescence Microscopy to Investigate Subcellular Protein Localization and Cell Morphology Changes in Bacteria

Investigations of factors influencing cell division and cell shape in bacteria are commonly performed in conjunction with high-resolution fluorescence microscopy as observations made at a population level may not truly reflect what occurs at a single cell level. Live-cell timelapse microscopy allows investigators to monitor the changes in cell division or cell morphology which provide valuable insights regarding subcellular localization of proteins and timing of gene expression, as it happens, to potentially aid in answering important biological questions. Here, we describe our protocol to monitor phenotypic changes in Bacillus subtilis and Staphylococcus aureus using a high-resolution deconvolution microscope. The objective of this report is to provide a simple and clear protocol that can be adopted by other investigators interested in conducting fluorescence microscopy experiments to study different biological processes in bacteria as well as other organisms.

This article provides a step-by-step guide to investigate protein subcellular localization dynamics and to monitor morphological changes using high-resolution fluorescence microscopy in Bacillus subtilis and Staphylococcus aureus.

細菌における細胞内タンパク質の局在化と細胞形態の変化を調べる生細胞蛍光顕微鏡

Investigations of factors influencing cell division and cell shape in bacteria are commonly performed in conjunction with high-resolution fluorescence ...

Three-dimensional Imaging of Bacterial Cells for Accurate Cellular Representations and Precise Protein Localization

The shape of a bacterium is important for its physiology. Many aspects of cell physiology such as cell motility, predation, and biofilm production can be affected by cell shape. Bacterial cells are three-dimensional (3D) objects, although they are rarely treated as such. Most microscopy techniques result in two-dimensional (2D) images leading to the loss of data pertaining to the actual 3D cell shape and localization of proteins. Certain shape parameters, such as Gaussian curvature (the product of the two principal curvatures), can only be measured in 3D because 2D images do not measure both principal curvatures. Additionally, not all cells lie flat when mounting and 2D imaging of curved cells may not accurately represent the shapes of these cells. Accurately measuring protein localization in 3D can help determine the spatial regulation and function of proteins. A forward convolution technique has been developed that uses the blurring function of the microscope to reconstruct 3D cell shapes and to accurately localize proteins. Here, a protocol for preparing and mounting samples for live cell imaging of bacteria in 3D both to reconstruct an accurate cell shape and to localize proteins is described. The method is based on simple sample preparation, fluorescent image acquisition, and MATLAB-based image processing. Many high-quality fluorescent microscopes can be simply modified to take these measurements. These cell reconstructions are computationally intensive and access to high-throughput computational resources is recommended, although not necessary. This method has been successfully applied to multiple bacterial species and mutants, fluorescent imaging modalities, and microscope manufacturers.

This protocol explains how to prepare and mount bacterial samples for live three-dimensional imaging and how to reconstruct the three-dimensional shape of E. coli from those images.

正確な細胞表現と正確なタンパク質局在化のための細菌細胞の三次元イメージング

The shape of a bacterium is important for its physiology. Many aspects of cell physiology such as cell motility, predation, and biofilm production can be ...

Applying Live Cell Imaging and Cryo-Electron Tomography to Resolve Spatiotemporal Features of the Legionella pneumophila Dot/Icm Secretion System

The Dot/Icm secretion system of Legionella pneumophila is a complex type IV secretion system (T4SS) nanomachine that localizes at the bacterial pole and mediates the delivery of protein and DNA substrates to target cells, a process generally requiring direct cell-to-cell contact. We have recently solved the structure of the Dot/Icm apparatus by cryo-electron tomography (cryo-ET) and showed that it forms a cell envelope-spanning channel that connects to a cytoplasmic complex. Applying two complementary approaches that preserve the native structure of the specimen, fluorescent microscopy in living cells and cryo-ET, allows in situ visualization of proteins and assimilation of the stoichiometry and timing of production of each machine component relative to other Dot/Icm subunits. To investigate the requirements for polar positioning and to characterize dynamic features associated with T4SS machine biogenesis, we have fused a gene encoding superfolder green fluorescent protein to Dot/Icm ATPase genes at their native positions on the chromosome. The following method integrates quantitative fluorescence microscopy of living cells and cryo-ET to quantify polar localization, dynamics, and structure of these proteins in intact bacterial cells. Applying these approaches for studying the Legionella pneumophila T4SS is useful for characterizing the function of the Dot/Icm system and can be adapted to study a wide variety of bacterial pathogens that utilize the T4SS or other types of bacterial secretion complexes.

Applying Live Cell Imaging and Cryo-Electron Tomography to Resolve Spatiotemporal Features of the Legionella pneumophila Dot/Icm Secretion System

Imaging of bacterial cells is an emerging systems biology approach focused on defining static and dynamic processes that dictate the function of large macromolecular machines. Here, integration of quantitative live cell imaging and cryo-electron tomography is used to study Legionella pneumophila type IV secretion system architecture and functions.

レジオネラ肺球菌ドット/Icm分泌系の空間的特徴を解決するためのライブ細胞イメージングとクライオ電子断層撮影の適用

The Dot/Icm secretion system of Legionella pneumophila is a complex type IV secretion system (T4SS) nanomachine that localizes at the bacterial pole and ...

Super-resolution Imaging of the Cytokinetic Z Ring in Live Bacteria Using Fast 3D-Structured Illumination Microscopy (f3D-SIM)

Imaging of biological samples using fluorescence microscopy has advanced substantially with new technologies to overcome the resolution barrier of the diffraction of light allowing super-resolution of live samples. There are currently three main types of super-resolution techniques &#8211; stimulated emission depletion (STED), single-molecule localization microscopy (including techniques such as PALM, STORM, and GDSIM), and structured illumination microscopy (SIM). While STED and single-molecule localization techniques show the largest increases in resolution, they have been slower to offer increased speeds of image acquisition. Three-dimensional SIM (3D-SIM) is a wide-field fluorescence microscopy technique that offers a number of advantages over both single-molecule localization and STED. Resolution is improved, with typical lateral and axial resolutions of 110 and 280 nm, respectively and depth of sampling of up to 30 &#181;m from the coverslip, allowing for imaging of whole cells. Recent advancements (fast 3D-SIM) in the technology increasing the capture rate of raw images allows for fast capture of biological processes occurring in seconds, while significantly reducing photo-toxicity and photobleaching. Here we describe the use of one such method to image bacterial cells harboring the fluorescently-labelled cytokinetic FtsZ protein to show how cells are analyzed and the type of unique information that this technique can provide.

Super-resolution Imaging of the Cytokinetic Z Ring in Live Bacteria Using Fast 3D-Structured Illumination Microscopy f3D-SIM

Spatiotemporal information about dynamic proteins inside live cells is crucial for understanding biology. A type of super-resolution microscopy called fast 3D-structured illumination microscopy (f3D-SIM) reveals unique information about the cytokinetic Z ring in bacteria: both its bead-like appearance and the rapid dynamics of FtsZ within the ring.

高速3D-構造化照明顕微鏡（F3D-SIM）を使用したライブ細菌における細胞質分裂のZリングの超解像イメージング

Imaging of biological samples using fluorescence microscopy has advanced substantially with new technologies to overcome the resolution barrier of the ...

生物学

Fluorescent Reporter 定量による全臓器病原体追跡(英語)

High&#45;Resolution Three&#45;Dimensional Whole&#45;Organ Tomography of Microbial Infections

Most infections take place within three-dimensional host tissues with intricate anatomy and locally varying host physiology. The positioning of pathogen cells within this diverse environment significantly affects their stress levels, responses, fate, and contribution to the overall progression of the disease and treatment failure. However, due to the technical difficulties in locating &#181;m-sized pathogen cells within cm-sized host organs, this area of research has been relatively unexplored. Here, we present a method for addressing this challenge. We employ serial two-photon tomography and AI-enhanced image analysis to locate individual Salmonella cells throughout the entire spleen, liver lobes, and whole lymph nodes of infected mice. Using fluorescent reporters and in vivo antibody administration, the replication rate of single Salmonella cells, their local interaction with specific immune cells, and bacterial responses to antibiotics can be determined. These methodologies open avenues for a comprehensive examination of infections, their prevention, and treatment within the three-dimensional tissue context.

著者スポットライト:組織における抗生物質と免疫系に対する細菌の応答を解明する

Here, we describe a procedure that enables organ-wide detection of pathogenic bacteria during infection and quantification of fluorescent reporter activities.

微生物感染症の高解像度三次元全臓器断層撮影法

Most infections take place within three-dimensional host tissues with intricate anatomy and locally varying host physiology. The positioning of pathogen ...

Imaging Intermediate Filaments and Microtubules with 2-dimensional Direct Stochastic Optical Reconstruction Microscopy

The cytoskeleton, composed of actin microfilaments, microtubules, and intermediate filaments (IF), plays a key role in the control of cell shape, polarity, and motility. The organization of the actin and microtubule networks has been extensively studied but that of IFs is not yet fully characterized. IFs have an average diameter of 10 nm and form a network extending throughout the cell cytoplasm. They are physically associated with actin and microtubules through molecular motors and cytoskeletal linkers. This tight association is at the heart of the regulatory mechanisms that ensure the coordinated regulation of the three cytoskeletal networks required for most cell functions. It is therefore crucial to visualize IFs alone and also together with each of the other cytoskeletal networks. However, IF networks are extremely dense in most cell types, especially in glial cells, which makes its resolution very difficult to achieve with standard fluorescence microscopy (lateral resolution of ~250 nm). Direct STochastic Optical Reconstruction Microscopy (dSTORM) is a technique allowing a gain in lateral resolution of one order of magnitude. Here, we show that lateral dSTORM resolution is sufficient to resolve the dense organization of the IF networks and, in particular, of IF bundles surrounding microtubules. Such tight association is likely to participate in the coordinated regulation of these two networks and may, explain how vimentin IFs template and stabilize microtubule organization as well as could influence microtubule dependent vesicular trafficking. More generally, we show how the observation of two cytoskeletal components with dual-color dSTORM technique brings new insight into their mutual interaction.

The overall goal of this methodology is to give the optimal experimental conditions from sample preparation to image acquisition and reconstruction in order to perform 2D dual color dSTORM images of microtubules and intermediate filaments in fixed cells

中間径フィラメントと微小管 2次元直接確率光再構成顕微鏡イメージング

The cytoskeleton, composed of actin microfilaments, microtubules, and intermediate filaments (IF), plays a key role in the control of cell shape, ...

Super-Resolution Microscopy of the Synaptonemal Complex Within the Caenorhabditis elegans Germline

During meiosis, homologous chromosomes must recognize and adhere to one another to allow for their correct segregation. One of the key events that secures the interaction of homologous chromosomes is the assembly of the synaptonemal complex (SC) in meiotic prophase I. Even though there is little sequence homology between protein components within the SC among different species, the general structure of the SC has been highly conserved during evolution. In electron micrographs, the SC appears as a tripartite, ladder-like structure composed of lateral elements or axes, transverse filaments, and a central element. 
However, precisely identifying the localization of individual components within the complex by electron microscopy to determine the molecular structure of the SC remains challenging. By contrast, fluorescence microscopy allows for the identification of individual protein components within the complex. However, since the SC is only ~100 nm wide, its substructure cannot be resolved by diffraction-limited conventional fluorescence microscopy. Thus, determining the molecular architecture of the SC requires super-resolution light microscopy techniques such as structured illumination microscopy (SIM), stimulated-emission depletion (STED) microscopy, or single-molecule localization microscopy (SMLM). 
To maintain the structure and interactions of individual components within the SC, it is important to observe the complex in an environment that is close to its native environment in the germ cells. Therefore, we demonstrate an immunohistochemistry and imaging protocol that enables the study of the substructure of the SC in intact, extruded Caenorhabditis elegans germline tissue with SMLM and STED microscopy. Directly fixing the tissue to the coverslip reduces the movement of the samples during imaging and minimizes aberrations in the sample to achieve the high resolution necessary to visualize the substructure of the SC in its biological context.

Super-Resolution Microscopy of the Synaptonemal Complex Within the Caenorhabditis elegans Germline

Super-resolution microscopy can provide a detailed insight into the organization of components within the synaptonemal complex in meiosis. Here, we demonstrate a protocol to resolve individual proteins of the Caenorhabditis elegans synaptonemal complex.

カエノラブディティス・エレガンス生殖系列内のシナプトン複合体の超解像顕微鏡

During meiosis, homologous chromosomes must recognize and adhere to one another to allow for their correct segregation. One of the key events that secures ...

細菌分裂機械の超解像イメージング

要約

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退色により、シアノバクテリアプロクロロコッカスFtsZ リングの超解像イメージング

細菌における細胞内タンパク質の局在化と細胞形態の変化を調べる生細胞蛍光顕微鏡

正確な細胞表現と正確なタンパク質局在化のための細菌細胞の三次元イメージング

レジオネラ肺球菌ドット/Icm分泌系の空間的特徴を解決するためのライブ細胞イメージングとクライオ電子断層撮影の適用

高速3D-構造化照明顕微鏡（F3D-SIM）を使用したライブ細菌における細胞質分裂のZリングの超解像イメージング

微生物感染症の高解像度三次元全臓器断層撮影法

微生物感染症の高解像度三次元全臓器断層撮影法

微生物感染症の高解像度三次元全臓器断層撮影法

中間径フィラメントと微小管 2次元直接確率光再構成顕微鏡イメージング

カエノラブディティス・エレガンス生殖系列内のシナプトン複合体の超解像顕微鏡

細菌分裂機械の超解像イメージング

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退色により、シアノ バクテリアプロクロロコッカスFtsZ リングの超解像イメージング

細菌における細胞内タンパク質の局在化と細胞形態の変化を調べる生細胞蛍光顕微鏡

正確な細胞表現と正確なタンパク質局在化のための細菌細胞の三次元イメージング

レジオネラ肺球菌ドット/Icm分泌系の空間的特徴を解決するためのライブ細胞イメージングとクライオ電子断層撮影の適用

高速3D-構造化照明顕微鏡（F3D-SIM）を使用したライブ細菌における細胞質分裂のZリングの超解像イメージング

微生物感染症の高解像度三次元全臓器断層撮影法

微生物感染症の高解像度三次元全臓器断層撮影法

微生物感染症の高解像度三次元全臓器断層撮影法

中間径フィラメントと微小管 2次元直接確率光再構成顕微鏡イメージング

カエノラブディティス・エレガンス生殖系列内のシナプトン複合体の超解像顕微鏡

退色により、シアノバクテリアプロクロロコッカスFtsZ リングの超解像イメージング