Name: a method for microinjection of patiria minata zygotes
Uploaded: 2014-09-01T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 48 s
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이 작품은 국립 과학 재단 (National Science Foundation) IOS 0,844,948 및 1,024,811 IOS에 의해 지원되었다

수있는 한 15 ° C에서 모든 바다 물 또는 인공 해수 (SW), 성인 동물, 그리고 문화를 유지합니다. 확인 계란 접합자는 SW에 몰입 보관됩니다. 증류수 또는 역삼 투 물로 재구성 상업적으로 제조 된 바다 소금 SW의 소스로도 제공합니다. 비중계를 사용하여 염분을 확인하고 최적의 수준을 달성하기 위해 염 또는 물을 조정합니다. 1.020-1.025 사이의 비중 수준을 유지합니다. 모든 유리를 유지하고 plasticware에 화학 물질과 모든 오염을 방지하기 위해 모든 다른 실험 실용에서 분리합니다. 탈 물이나 물에 여러 번 세척 한 다음 묽은 차아 염소산 나트륨에 가끔 몸을 담근 채 수세에 의해 청소 배아 학년 실험 실용. Patiria의 miniata 성인에서 1 얻기 및 성숙 배우자 <ol><li> 생식선을 절제하는 동물을 선택합니다. 난소 또는 고환의 존재를보고 절제 후 섹스를 결정 P. 때문에 miniata는 자체 아니다xually 동종 이형. </li><li> 메스 블레이드 (그림 1A)와 바다 별 암의 측면을 따라 1cm보다 크지 않은 작은 구멍을, 잘라. 작은 무딘 종단 집게 다시 절개의 가장자리를 당겨 사용하면 생식선 조직에 액세스하여 절개를 통해 생식소 조직을 당겨. 참고 : 느슨한 회색 또는 갈색 조직 (그림 1B)는 장 조직을 철수하지 마십시오. 고환은 흰색 또는 베이지 색 동안과 모양 (그림 1D)에 우유 또는 흐린되기 위해 해수의 원인이됩니다 중단 할 때 난소, 일반적으로, 오렌지, 노란색, 또는 밝은 갈색 (그림 1C)입니다. </li><li> 수족관에 여성을 반환합니다. 산란을 유도 할 수 있습니다 처리에서 스트레스 때문에 SW의 용기에 한 두 시간에 대한 남성을 분리합니다. 동물 절개 사이트 함께 치유하고 몇 달 동안 배우자를 제공하기 위해 계속합니다. </li><li> 가능한 한 적은 SW와 1.5 ㎖의 에펜 도르프 튜브에 고환을 수집하고 사용할 때까지 얼음에 저장합니다. 우리는 고환을 저장하지주까지 4 ° C에서 컬렉션의 날 에디션. </li><li> SW의 몇 밀리리터 작은 유리 배양 접시에서 난소를 수집합니다. 더 큰 조각이 남아 있지 않을 때까지 집게 이쌍과 조직을 떨어져 애타게, 난소 조직에서 난자를 해제합니다. 참고 : 최적, 난자의 대부분이 완전히 개발된다. 이러한 난자 (그림 2B), 갈색, 작은 낟알, 그리고 불투명 한 미개발 난자의 부분 집합에 비해, 큰 라운드와 난자 (그림 2A)에 뚜렷한 싹 소포 노란색 또는 밝은 갈색 분명하다. 난자보다 약 25 % 이상이 개발되지 않은 다양한 경우 난자를 얻기 위해 다른 여성을 선택합니다. </li><li> 200 μm의 기공 크기의 메쉬 필터 컵을 통해 난자와 나머지 조직을 붓고 흐름을 통해 수집합니다. 이 난자의 모든 종류를 포함하지만, 난소 조직을 제거합니다. w 분사하여 필터에 의해 잡힌 조직에서 남은 난자을 제거물총 병에서 i 번째 SW. 필터 컵은 50 ML 원뿔 튜브 (그림 3A-A &#39;)를 사용하여 만들어집니다. </li><li> 100 μm의 메쉬 필터 컵을 통해 단계 1.6을 통해 흐름을 따르십시오. 을 통해 흐름 작은 난자를 폐기하십시오. 필터에 남아있을 것입니다 성숙을위한 준비가 큰 완전히 개발 된 난자. 깨끗한 200 ㎖의 비이커에 난자를 씻어. </li><li> 난자의 200 ㎖의 유리 비커에 SW의 95 ML을 추가합니다. 10 μM의 최종 농도 200 μM 일 - methyladenine의 5 ML을 추가합니다. </li><li> 15 ° C에서 큰 얕은 배양 접시와 장소에 난자를 전송합니다. 대량 배양 접시에 고 표면적 산소 교환을 허용한다. 난자는 성숙하지 않거나 그들이이 성숙 단계에서 과밀 경우 잘 개발하지 않을 수 있습니다. 문화 미만 200 난자 / ㎖가 될 때까지 여러 SW의 요리 플러스 10 μM 일 - methlyadenine로 분할합니다. </li><li> F 난자이 될 수없는 난자를 렌더링으로 더 이상 45 ~ 90 분 동안 성숙하지만, 허용되지ertilized. 성숙이 완료되었는지 확인하려면 해부 범위에 난자를 봐주세요. 성숙 동안 세포막와 새싹 소포 향해 이동하고 퓨즈. 그런 다음 고장 때문에 더 이상 성숙 난자 (그림 2C)에서 볼 수 없습니다. </li></ol> 성숙한 난 모세포의 2 시비 <ol><li> SW의 약 1 ml의 작은 유리 배양 접시에서 고환 조직, 대략 완두콩 크기, 말하다의 작은 클러스터를 선택했다. </li><li> 성숙한 난자의 약 100 ml의 결과 우유 바다 물 2 ~ 3 방울을 전송하고 섞어 배양 접시를 소용돌이하는 파스퇴르 피펫을 사용합니다. 고환 조직의 조각을 전송하지 마십시오. polyspermy 이후 가난한 개발에 위험이 있습니다 정자의 큰 수량을 추가하지 마십시오. </li><li> 몇 분 후 해부 범위에 난자를 관찰합니다. 수정란 또는 접합자는 CEL을 상승 명확한 거품이 풍부하게 봉투를 가지고리터 막 (그림 2D). 참고 : 가난한 수정률도 잘 개발하지 않을 수 있습니다 건강에 해로운 문화의 표시이기 때문에 계란의 적은 약 90 % 이상이 비옥 경우 문화를 진행하지 마십시오. </li><li> 수정이 완료되면, 100 μm의 메쉬 필터를 통해 쏟아져 신선한 SW와 배양 접시에 세척하여 접합자의 SW를 변경합니다. 이는 산소 고갈을 방지하기 위해 과량의 정자를 제거하는 것이 중요하다. 15 ~ 30 분 동안 15 ° C에서 배양 접시를 놓습니다. </li></ol> 3 디 - jellying 및 노 수정란 <ol><li> 60 X 15mm의 폴리스티렌 페트리 접시에서 뚜껑을 고려하여 사출 요리를 준비합니다. <ol><li> 마이크로 인젝션 현미경 시야 일치 주변 접시의 뒷면에 영구 마커 펜으로 선을 그린다. 이 모든 저었다 배아보기의 현미경 필드 내에 있는지 확인합니다. </li><li> 원 페이지를 통해 선을 점수 유리 파스퇴르 피펫을 사용하여referably 원 (그림 3B)의 한면을 끕니다. 주사 바늘 (4.5 단계) 휴식 나중에 줄을 사용하십시오. 참고 : 시약은 일반적으로 성게 배아 예는, 프로타민 설페이트, 폴리-L 라이신이 불필요을 준수하는 데 사용됩니다. P. 드 - 젤리 miniata의 접합자는 코팅 플라스틱에 잘 붙어. 그들은 유리 접시에 잘 달라 붙지 않는 것이 있습니다. </li></ol></li><li> 표면이 포함되도록 각 접시에 약 10 ㎖의 SW를 추가,하지만이 저었다 배아를 교란 될 수 있으므로 물이 접시에 지나치게 튀하지 않습니다. </li><li> P. 제거 앞서 노에 산 SW와 miniata 접합자 젤리 코트. 이 젤리 코트 모델 성게 종에 대한 관찰 된 것보다 더 광범위하다. <ol><li> pH가 4.0-4.2의 범위에서 산 SW를 준비합니다. pH는 정상적인 발달을 허용하면서 젤리 코트를 효율적으로 제거 할 수하는 것이 중요합니다. </li><li> SW의 1 L의 재고로 SW에 1 N (1 M) HCl을 한 방울을 추가합니다. 각 드롭이 완전히 혼합 할 수 있도록 허용더 염산을 추가하기 전에 산도를 모니터링 할 수 있습니다. 주 : 해당 pH를 염산 결과 여러 mL에 하나는하지만, 한 번에 전체 볼륨을 추가하지 않습니다. 참고 : SW와 흄 후드에 1 N 염산을 준비하고 12 N (12 M) 염산. </li><li> 100 μm의 메쉬 필터에 그들을 부어 접합자에 SW를 제거합니다. (약 10 ㎖) SW의 가능한 가장 작은 양의 200 ㎖의 비이커로 헹군다. 산 SW (산도 4.0) 150 mL에 비커를 위로 채우고 접합자가 3 분 동안 산 SW에 앉아 할 수 있습니다. </li></ol></li><li> 이 200 ㎖의 비커 사이에 앞뒤로을 부어 접합자에서 젤리 코트를 벗겨, 200 μm의 메쉬 필터를 통해 접합체를 통과 할 때마다. 약 2 분 시간 창을 통해 5-10x 주변의 필터를 통해 접합자를 붓는다. </li><li> 100 μm의 메쉬 필터에 접합자를 부어 산 SW를 제거합니다. SW와 작은 유리 배양 접시에 접합자를 씻어. 드 - 젤리 접합자 플라스틱 접시에 충실 수 있습니다. 행 배아 즉시; 그들은 더 J를 생산하기 시작시간이 지남에 플라스틱 접시에 접착 불량에 이르게 엘리 코트. </li><li> 유리 배양 접시에서 접합자를 픽업하여 사출 요리에 직선로를 걸 입 피펫 (그림 3C-C &#39;)를 사용합니다. 유리 소프트 될 때까지 불꽃 위에 파스퇴르 피펫의 얇은 쪽의 중심 용융. 신속 유리의 매우 얇은 신축성을 생성 떨어져 유리의 단부를 당긴다. 유리가 냉각되면, (입 피펫 선박 등을 볼 준비에 대한 추가 정보가 들어 있습니다. 2,004 17 달콤한 등. 2,004 18) 파스퇴르 피펫의 작은 끝을 끊다. <ol><li> 오직 하나의 접합자는 입력 시간에 피펫을 종료되도록 직경이 배아의 직경보다 큰 것이 바로 잉 피펫 같은 확인. 이는 단일 행을 형성 할 수 있습니다. 작은 직경의 피펫은 시비 봉투를 제거하고 P.로 접합체를 방해 할 수 있습니다 miniata의 접합체는 유리 모양의 멤브레인이없는ND는 매우 부드럽고. </li><li> 접합자는 플라스틱 접시에 충실하지 않는 경우, 추가 시간이 산 SW에 (몇 분 이상까지)에 보관하십시오. 대안 적으로 작은 직경의 피펫 접합체보다 효과적으로 부착 할 수 있도록 젤리 코트를 제거하는데 도움을 수있다. </li><li> 접합자는 약간 긍정적 부력 플로트하거나 접시의 바닥 위에 올려 경향이있다. 접합자 부드럽게들이 피펫 (도 3d)를 종료로 접시의 표면에 압착되도록이 경우, 노 피펫 위치. 참고 :. 그것은이 요리에 많은 행에 맞게 허용된다 P. miniata 배아 멤브레인들은 시간이 지남에 따라 더욱 어려워 침투되지 않고, 따라서 하나 하나의 접시에 수백 접합체를 주입 할 수있다. </li></ol></li></ol> 접합자의 4 사출 <ol><li> 최종 진한 적절한 모르 폴리 안티센스 올리고 뉴클레오티드의 농도 (MASO)의 mRNA 또는 DNA를 함께 주사 용액을 준비200 밀리미터의 KCl entration. 400 ~ 800 μM MASO 및 DNA의 2.5 NG / μL 독성을 최소화하면서 morphant 표현형을 생산하는 경향이있다. 계란의 최종 농도가 초기 농도의 14 번째 1/125 것이다. 5 분 동안 65 ° C에 MASOs, 열을 포함하는 주사액의 경우 사용 후 실온에서 보관 직전. <ol><li> 주입 된 배아를 정렬하기 쉽게, 0.1 %의 농도를 얻기 위해 주입 용액에 로다 민, 덱스 트란 트레이서를 추가한다. </li></ol></li><li> 제조업체의 지침에 따라 기기를 당겨 바늘에 유리 모세관 튜브 (1.0 mm (외경) x 0.75 mm의 ID, 100mm 길이)를 잡아 당겨 주사 바늘을 준비합니다. 성게 주입에 적합한 바늘은 바다 별 잘 작동, 그래서 유사한 매개 변수 19을 사용합니다. </li><li> microloader 피펫 팁을 사용하여 주사 바늘로 주입 액의 약 2 μl를로드합니다. </li><li> m에 바늘의 뭉툭한 끝을 삽입anipulator. 설정은 100msec 펄스 picospritzer 40 PSI의 공기압. </li><li> 현미경 무대에 저었다 배아의 접시를 놓고 시야에있는 모든 배아를 가지고있다. 득점 라인이 바늘에 가까운 측이되도록 배향 접시. 팁 라인의 중간 근처 단지 수면 위가되도록 약 60 ° 각도로 바늘을 배치. </li><li> 득점 라인에 초점을 맞 춥니 및 팁에 초점이 올 때까지 바늘을 낮 춥니 다. 좀 더 팁을 내리고 득점 라인의 능선으로 가볍게 실행하여 열려 휴식. 접시의 표면에서 팁을 올리고 접합체의 첫 번째 행의 상단으로 놓고 접합체에 초점. </li><li> 이 60 ° 각도 주위에서 들어오는 수정란의 중심을 찌르 것 있도록 팁을 낮 춥니 다. 바늘이 쉽게 침투 P. miniata의 접합체. 인제의 볼 루스를 도입 풋 페달 (또는 주사 바늘로부터 물질을 강제로 다른 수단)에 스텝배아에 ction의 솔루션입니다. </li><li> 20 ~ 30 % 태아의 직경, 또는 25 내지 80 PL 러스 조준. 루스이보다 크거나 작은 경우, picospritzer에 분사의 기간을 조정하고 다음 배아를 주입. 원하는 루스 크기를 얻기 위해 시간을 조정하는 것을 계속한다. 100 밀리 초 시간에 시작합니다. 200 밀리 초보다가 해당 러스 소개 필요한지 바늘을 다시 분해. 바늘을 버리고 미만이 15 ~ 20 밀리 바늘의 크기가 너무 큰 볼 루스로서이 크기를 얻기 위해 필요하며 정상적인 발달을 방해 할 수있는 경우 새로 제조. </li><li> 사출 접시에 남아있는 배아에 주입 진행합니다. 배아 쉽게 절단이 시작 될 때까지 첫째 절단 후 단일 Blastomeres을 주입 할 수 있습니다. 주기적 바늘에 붙어 접합체를 제거 물의 표면 위 바늘 리프트. 필요한 바늘의 끝 부분을 다시 - 휴식이나 막힘이 발생하면 새 바늘을로드합니다. </li></ol><ol><li> 배아 SW에 15 ° C에서 개발을 허용합니다. 산소의 교환을 허용하도록 배양 부피에 큰 표면적을 유지한다. 배아 혼잡되지 않도록; 또는 200 배아 / ㎖ 이하 문화를 유지한다. 배아의 원하는 단계에 따라 약 20 ~ 24 시간 포스트 수정에 주입 된 배아를 수집 할 계획입니다. 참고 :이 종종 정렬하고 일반적으로 개발 배아 쉽게 형태 학적으로 구별되지만, 아직 수영하지 않기 때문에 수집 할 수있는 이상적인 시간이다. </li><li> 배아가 부화하면 부드럽게 수영을 방지하기 위해 충격을 소금. 부드럽게 SW 소용돌이 치는 동안 주입 접시에 SW 10 ㎖에 5 M의 NaCl 200 μl를 추가합니다. 몇 분 후, 배아 접시의 바닥에 떨어질 것이다. 이러한를 수집하고 정상적인 염분 SW로 이동합니다. </li><li> injecti 사용 트레이서와 호환 적절한 형광 광원 하에서 주입 배아 모아서솔루션에. 더 추적을 사용하지 않은 경우, 정렬 배아 일반적인 형태에 대한 선택합니다. </li><li> 입 피펫을 사용하여, SW 사용하여 최소한의 배아를 형광 그릴 SW 가득 작은 배양 접시에 그들을 날려. 이상적인 입 피펫은 배아를 손상시키지 않고 및 철수하지만, 바람직하지 않은 배아와 관계없는 SW도 뽑아 아르 너무 크지 될 때까지 충분히 큰 구멍을 가지고있다. </li><li> 일단 원하는 배아의 모든 새 접시에 수집 된 형광 조명 아래 배아를 관찰하고 해제 주입 배아 또는 가난하게 개발 된 배아를 제거합니다. </li><li> 문화 인큐베이터에서 원하는 단계까지 배아를 정렬 및 이미징 또는 다른 원하는 프로토콜을 진행합니다. </li></ol>

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관심 없음 충돌은 저자에 의해 선언하지 않습니다.

이 기술의 초보 사용자 어렵지만 성공적으로 morphant 배아를 만들기위한 필수적인 두 가지 중요한 단계가 있습니다. 첫 번째는 성숙하고 적절하게 비옥 것이다 건강한 난자를​​ 선택하는 것입니다. 배양 정상적인 발달의 비율이 계절에 따라, 동물의 건강과 난자들이 단일 개별에서 수확 된 횟수. 난 모세포 월 ~ 10 년 4 ~ 더 나은 품질의 경향이있다. 그것은 대부분의 그림 2A보다는 그림 2B처?...

(일반적으로 박쥐 스타로 알려진) 바다 스타, Patiria miniata는 6-8 진화 4,5 발달 세포 1 세의 다양한, 그리고 생태 학적 연구 9 11에 대한 재미 있고 다양한 모델 시스템으로 부상하고있다. 성인 P. miniata 바하 캘리포니아 12 싯카, 알래스카의 태평양 해안을 따라 분포하고 쉽게 해양 수족관에서 유지됩니다. 난 모세포를 얻을 연중 각 여성 수십 계란의 수천을 흘리다 수 있습니다. 난 모세포 쉽게 성숙 외부 13 기름지게한다. 생성 된 배아는 쉽게 관찰을 가능하게 투명; 그들은 기적으로 개발하고, 개발을 위해 만들어진 프로그램 만 바다 물을 필요로합니다. 전체 게놈 조립 및 여러 transcriptomes도 P. 사용할 수 있습니다 miniata ( <a href="http://www.echinobase.org/Echinobase/">Echinobase.org</a> ). 이러한 장점은 연구의 범위에 이상적및 교육 목적. 최근, P. miniata 발달 유전자 규제 네트워크에 대한 모델 시스템은 14 - 16를 분석되고있다. 이러한 연구의 목표는 조절 유전자의 전체 칭찬을 식별하고 그들의 상호 작용 네트워크를 결정하는 것이다. 이 작업의 대부분은 안티센스 올리고 뉴클레오티드 또는 체외 합성의 mRNA의 도입을 통해 섭동 유전자 발현을 수반한다. 또한, 규제 시스 분석 규제 DNA (15)의 기능을 특성화하는 데 사용된다. 이러한 분석은 교란 시약 및 / 또는 DNA 기자 배아에 구축의 도입이 필요합니다. 또한, 이들 섭동의 하류 효과를 특성화하기 위해, 하나의 잠재적 인 표적 유전자 발현의 변화를 위해 많은 배아 세이한다. 접합자의 수백의 미세 주입하는 기술이 작업 중심입니다. P. 포함 극피 동물, miniata </엠&gt;, 성적 성숙에 도달하기 위해 몇 달이 필요합니다. 이 때문에 개발 및 실험에 대한 이들 동물의 유전자 변형 라인을 유지하는 것은 일반적으로 실용적이지 않다. 따라서, 유전자 변형 성인의 번식을 효율적으로 배아를 수정 만들 수 없습니다. 대신, 교란은 미세 주입을 통해 새로이 발생해야합니다. 미세 주입 세포 투과하지 않은 약으로 배아를 수정할 수있는 기회를 제공합니다. 다음 프로토콜은 한 2 ~ 3 시간이 미세 주입을 통해 앉아 수정란의 수백 DNA, mRNA의 세포 추적자, 및 모르 폴리 노의 안티센스 올리고 뉴클레오티드를 소개하는 방법을 설명합니다. 이 포함 하류 다양한 실험에 충분한 재료를 생산하고 있지만, 현장 하이브리드, RNA-SEQ, 서부 모래 바닥에, qPCR에 바, 이에 한정되지는 않는다.

<table><tbody><tr><td>1-Methyladenine</td><td>Acros Organics (Fisher Scientific)</td><td>AC20131-1000</td><td></td></tr><tr><td>190 micron nitex nylon filter</td><td>Small Parts (originally Sefar)</td><td>CMN-0185-C/5PK-05</td><td></td></tr><tr><td>100 micron nitex nylon filter</td><td>Small Parts (originally Sefar)</td><td>CMN-0105-C/5PK-05</td><td></td></tr><tr><td>Polystyrene Petri dishes, 60 mm x 15 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB0875713A</td><td></td></tr><tr><td>Capillary tubing</td><td>FHC, Inc</td><td>30-30-0</td><td>For pulling microinjection needles</td></tr><tr><td>Model P-97 Needle Puller</td><td>Sutter Instruments</td><td>P-97</td><td></td></tr><tr><td>Dextran, Rhodamine Green</td><td>Life Technologies</td><td>D7163</td><td>If injecting a GFP expression reporter, it is helpful to substitute Texas Red dextran as an injection tracer</td></tr><tr><td>Instant Ocean Sea Salt</td><td>Doctors Foster and Smith</td><td>CD-116528</td><td>Also available in many pet stores</td></tr><tr><td>Microloader tips</td><td>Eppendorf</td><td>5242 956.003</td><td></td></tr></tbody></table>

a method for microinjection of patiria minata zygotes

극피 동물은 긴 유전자 조절 및 개발 프로세스의 진화의 연구를 위해 최근 재생 및 개발 연구에 좋아하는 모델 시스템되어하고있다. 바다 스타, Patiria miniata는 이전에 성게, Strongylocentrotus의 purpuratus 및 Lytechinus의 variegatus에 거의 독점적으로 수행 된 이러한 유형의 연구를위한 모델 시스템으로 유행을 얻고있다. 이러한 모델 시스템의 장점은 어떤 특정 유전자, 또는 하향 조절 최대 인 셀 그룹 라벨링, 또는 리포터 유전자 도입 배아 변경됨 제조 용이성이다. 단일 마이크로 인젝션 법은 변형 된 배아의 다양한을 생성 할 수있다. 여기서는 P.에서 생식 세포를 얻기위한 방법을 제시 miniata,이 배아를 생산하고, 미세 주입을 통해가 혼란 시약을 도입. 건강 morphant 배아는 이후 GE의 양적 및 질적 연구에 고립 아르네브라스카 기능. 이 유기체의 게놈 및 사체 데이터의 가용성을 수행하고이를 실행의 용이성되는 연구의 종류가 증가하고있다.

이 프로토콜의 목적은 배아에 시약을 소개하는 것입니다. 우리는 녹색 형광 단백질 (GFP)의 발현을 구동하는 DNA 리포터 구조체를 주입하여 프로토콜의 효과를 보여준다. DNA가 초기 절단시 통합으로 주입 된 배아는 클론 패치 (그림 4A-B)에서 GFP를 표현한다. 배아에 도입하는 것이 바람직하다 많은 시약은 높은 수량 및 배아의 최적 배치에 독성이다. 개발 지연 수정란 단계 초기 절단 또?...

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A Method for Microinjection of Patiria minata Zygotes

morphant 배아를 생성하는 방법은 발달 메커니즘과 유전자 규제 네트워크를 연구하는 것이 필수적이다. 바다 스타 Patiria miniata는 이러한 연구에 대한 새로운 모델 시스템입니다. 여기서 우리는 배아의 문화를, 배우자를 얻기 생산을위한 프로토콜,이 종 접합자의 빠른 미세 주입을 제시한다.

의 미세 주입을위한 방법<em&gt; Patiria의 minata</em&gt; 접합자

Echinoderms have long been a favorite model system for studies of reproduction and development, and more recently for the study of gene regulation and ...

a-method-for-microinjection-of-patiria-minata-zygotes

Research

JoVE Journal

Biology

A Method for Microinjection of Patiria minata Zygotes

10.9K 조회수.  Carnegie Mellon University.  morphant 배아를 생성하는 방법은 발달 메커니즘과 유전자 규제 네트워크를 연구하는 것이 필수적이다. 바다 스타 Patiria miniata는 이러한 연구에 대한 새로운 모델 시스템입니다. 여기서 우리는 배아의 문화를, 배우자를 얻기 생산을위한 프로토콜,이 종 접합자의 빠른 미세 주입을 제시한다. 

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Laser-assisted Cytoplasmic Microinjection in Livestock Zygotes

Cytoplasmic microinjection into one-cell embryos is a very powerful technique. As an example, it enables the delivery of genome editing tools that can create genetic modifications that will be present in every cell of an adult organism. It can also be used to deliver siRNA, mRNAs or blocking antibodies to study gene function in preimplantation embryos. The conventional technique for microinjecting embryos used in rodents consists of a very thin micropipette that directly penetrates the plasma membrane when advanced into the embryo. When this technique is applied to livestock animals it usually results in low efficiency. This is mainly because in contrast to mice and rats, bovine, ovine, and porcine zygotes have a very dark cytoplasm and a highly elastic plasma membrane that makes visualization during injection and penetration of the plasma membrane hard to achieve. In this protocol, we describe a suitable microinjection method for the delivery of solutions into the cytoplasm of cattle zygotes that has proved to be successful for sheep and pig embryos as well. First, a laser is used to create a hole in the zona pellucida. Then a blunt-end glass micropipette is introduced through the hole and advanced until the tip of the needle reaches about 3/4 into the embryo. Then, the plasma membrane is broken by aspiration of cytoplasmic content inside the needle. Finally, the aspirated cytoplasmic content followed by the solution of interest is injected back into the embryonic cytoplasm. This protocol has been successfully used for the delivery of different solutions into bovine and ovine zygotes with 100% efficiency, minimal lysis, and normal blastocysts development rates.

This protocol shows how to perform cytoplasmic microinjection in farm animal zygotes. This technique can be used to deliver any solution into the one-cell embryo such as genome editing tools to generate knockout animals.

레이저를 이용한 가축 접합체의 세포질 미세 주입을

Cytoplasmic microinjection into one-cell embryos is a very powerful technique. As an example, it enables the delivery of genome editing tools that can ...

연구

유전학

Analysis of Zebrafish Kidney Development with Time-lapse Imaging Using a Dissecting Microscope Equipped for Optical Sectioning

In order to understand organogenesis, the spatial and temporal alterations that occur during development of tissues need to be recorded. The method described here allows time-lapse analysis of normal and impaired kidney development in zebrafish embryos by using a fluorescence dissecting microscope equipped for structured illumination and z-stack acquisition. To visualize nephrogenesis, transgenic zebrafish (Tg(wt1b:GFP)) with fluorescently labeled kidney structures were used. Renal defects were triggered by injection of an antisense morpholino oligonucleotide against the Wilms tumor gene wt1a, a factor known to be crucial for kidney development.
The advantage of the experimental setup is the combination of a zoom microscope with simple strategies for re-adjusting movements in x, y or z direction without additional equipment. To circumvent focal drift that is induced by temperature variations and mechanical vibrations, an autofocus strategy was applied instead of utilizing a usually required environmental chamber. In order to re-adjust the positional changes due to a xy-drift, imaging chambers with imprinted relocation grids were employed.
In comparison to more complex setups for time-lapse recording with optical sectioning such as confocal laser scanning&#160;or light sheet microscopes, a zoom microscope is easy to handle. Besides, it offers dissecting microscope-specific benefits such as high depth of field and an extended working distance.
The method to study organogenesis presented here can also be used with fluorescence stereo microscopes not capable of optical sectioning. Although limited for high-throughput, this technique offers an alternative to more complex equipment that is normally used for time-lapse recording of developing tissues and organ dynamics.

The method described here allows time-lapse analysis of organ development in zebrafish embryos by using a fluorescence dissecting microscope capable of performing optical sectioning and simple strategies of readjustment to correct focal and planar drift.

해부 현미경을 사용하여 시간 경과 영상과 Zebrafish의 신장 개발의 분석 광학 단면에 대한 장착

In order to understand organogenesis, the spatial and temporal alterations that occur during development of tissues need to be recorded. The method ...

발생학

Microinjection of mRNA and Morpholino Antisense Oligonucleotides in Zebrafish Embryos.

An essential tool for investigating the role of a gene during development is the ability to perform gene knockdown, overexpression, and misexpression studies. In zebrafish (Danio rerio), microinjection of RNA, DNA, proteins, antisense oligonucleotides and other small molecules into the developing embryo provides researchers a quick and robust assay for exploring gene function in vivo. In this video-article, we will demonstrate how to prepare and microinject in vitro synthesized EGFP mRNA and a translational-blocking morpholino oligo against pkd2, a gene associated with autosomal dominant polycystic kidney disease (ADPKD), into 1-cell stage zebrafish embryos. We will then analyze the success of the mRNA and morpholino microinjections by verifying GFP expression and phenotype analysis. Broad applications of this technique include generating transgenic animals and germ-line chimeras, cell-fate mapping and gene screening. Herein we describe a protocol for overexpression of EGFP and knockdown of pkd2 by mRNA and morpholino oligonucleotide injection.

Microinjection is a well-established and effective method for introducing foreign substances into fertilized zebrafish embryos. Here, we demonstrate a robust microinjection technique for performing mRNA overexpression, and morpholino oligonucleotide gene knockdown studies in zebrafish.

Zebrafish 태아의 mRNA와 Morpholino의 안티 센스 Oligonucleotides의 Microinjection.

An essential tool for investigating the role of a gene during development is the ability to perform gene knockdown, overexpression, and misexpression ...

생물학

Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic oligonucleotides with antisense complementarity to target RNAs, can be added to the embryo to reduce the expression of a particular gene product.  Conversely, processed mRNA can be added to the embryo to increase levels of a gene product.  The vehicle for adding either mRNA or morpholino to an embryo is microinjection.  Microinjection is efficient and rapid, allowing for the injection of hundreds of embryos per hour.  This video shows all the steps involved in microinjection.  Briefly, eggs are collected immediately after being laid and lined up against a microscope slide in a Petri dish.  Next, a fine-tipped needle loaded with injection material is connected to a microinjector and an air source, and the microinjector controls are adjusted to produce a desirable injection volume.  Finally, the needle is plunged into the embryo's yolk and the morpholino or mRNA is expelled.

This video shows how morpholino or mRNA can be injected into zebrafish embryos at the one-cell stage to decrease or increase the level of specific gene products during subsequent development.

유전자 기능을 분석 Zebrafish 배아들 중 Microinjection

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic ...

Microstructured Devices for Optimized Microinjection and Imaging of Zebrafish Larvae

Zebrafish have emerged as a powerful model of various human diseases and a useful tool for an increasing range of experimental studies, spanning fundamental developmental biology through to large-scale genetic and chemical screens. However, many experiments, especially those related to infection and xenograft models, rely on microinjection and imaging of embryos and larvae, which are laborious techniques that require skill and expertise. To improve the precision and throughput of current microinjection techniques, we developed a series of microstructured devices to orient and stabilize zebrafish embryos at 2 days post fertilization (dpf) in ventral, dorsal, or lateral orientation prior to the procedure. To aid in the imaging of embryos, we also designed a simple device with channels that orient 4 zebrafish laterally in parallel against a glass cover slip. Together, the tools that we present here demonstrate the effectiveness of photolithographic approaches to generate useful devices for the optimization of zebrafish techniques.

Microinjection of zebrafish embryos and larvae is a crucial but challenging technique used in many zebrafish models. Here, we present a range of microscale tools to aid in the stabilization and orientation of zebrafish for both microinjection and imaging.

최적화 된 Microinjection 및 Zebrafish 애벌레의 이미징 microstructured 장치

Zebrafish have emerged as a powerful model of various human diseases and a useful tool for an increasing range of experimental studies, spanning ...

Microinjection Method for Anopheles gambiae Embryos

Embryo microinjection techniques are essential for many molecular and genetic studies of insect species. They provide a means to introduce exogenous DNA fragments encoding genes of interest as well as favorable traits into the insect germline in a stable and heritable manner. The resulting transgenic strains can be studied for phenotypic changes resulting from the expression of the integrated DNA to answer basic questions or used in practical applications. Although the technology is straightforward, it requires of the investigator patience and practice to achieve a level of skill that maximizes efficiency. Shown here is a method for microinjection of embryos of the African malaria mosquito, Anopheles gambiae. The objective is to deliver by microinjection exogenous DNA to the embryo so that it can be taken up in the developing germline (pole) cells. Expression from the injected DNA of transposases, integrases, recombinases, or other nucleases (for example CRISPR-associated proteins, Cas) can trigger events that lead to its covalent insertion into chromosomes. Transgenic An. gambiae generated from these technologies have been used for basic studies of immune system components, genes involved in blood-feeding, and elements of the olfactory system. In addition, these techniques have been used to produce An. gambiae strains with traits that may help control the transmission of malaria parasites.

Microinjection Method for Anopheles gambiae Embryos

Microinjection techniques are essential to introduce exogenous genes into the genomes of mosquitoes. This protocol explains a method used by the James laboratory to microinject DNA constructs into Anopheles gambiae embryos to generate transformed mosquitoes.

아노펠레 감비아에 배아를 위한 미세 주입 방법

Embryo microinjection techniques are essential for many molecular and genetic studies of insect species. They provide a means to introduce exogenous DNA ...

Microinjection of Medaka Embryos for use as a Model Genetic Organism

In this video, we demonstrate the technique of microinjection into one-cell stage medaka embryos. Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows both genetic and embryological analyses and is one of the vertebrate model organisms in which genome-wide phenotype-driven mutant screens were carried out 1, as in zebrafish and the mouse. Divergence of functional overlap of related genes between medaka and zebrafish allows identification of novel phenotypes that are unidentifiable in a single species 2, thus medaka and zebrafish are complementary for genetic dissection of vertebrate genome functions.
To take advantage of medaka fish whose embryos are transparent and develop externally, microinjection is an essential technique to inject cell-tracers for labeling cells, mRNAs or anti-sense oligonucleotides for over-expressing and knocking-down genes of interest, and DNAs for making transgenic lines.

Medaka and zebrafish are complementary for genetic dissection of vertebrate genome functions. This protocol highlights the key points for successful microinjection into medaka embryos, an important technique for embryological and genetic analysis using medaka and zebrafish in a laboratory.

모델 생물체 유전자로 사용하기 위해 Medaka의 태아의 Microinjection

In this video, we demonstrate the technique of microinjection into one-cell stage medaka embryos. Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows ...

Zygote Microinjection for Creating Gene Cassette Knock-in and Flox Alleles in Mice

CRISPR-Cas technology has enabled the rapid and effortless generation of genetically modified mice. Specifically, mice and point mutant mice are readily produced by electroporation of CRISPR factors (and single-stranded oligo DNA donors) into the zygote. In contrast, gene cassette (&#62;1 kb) knock-in and floxed mice are mainly generated by microinjection of CRISPR factors and double-stranded DNA donors into zygotes. Genome editing technologies have also increased the flexibility of genetically modified mice production. It is now possible to introduce the intended mutations in the target genomic regions in a number of beneficial inbred mouse strains. Our team has produced over 200 gene cassette knock-in mouse lines, and over 110 floxed mouse lines by zygote microinjection of CRISPR-Cas9 following requests from several countries, including Japan. Some of these genome editing used BALB/c, C3H/HeJ, and C57BL/6N inbred strains, however most used C57BL/6J. Unlike the electroporation method, genome editing by zygote microinjection in various inbred strains of mice is not that easy. However, gene cassette knock-in and floxed mice on single inbred genetic backgrounds are as critical as genetic humanized, fluorescent reporter, and conditional knockout mouse models. Therefore, this article presents the protocol for the zygote microinjection of CRISPR factors and double-stranded DNA donors in C57BL/6J mice for generating gene cassette knock-in and floxed mice. This article exclusively focuses on nuclear injection rather than cytoplasmic injection. In addition to zygote microinjection, we outline the timeline for the production process and peripheral techniques such as induction of superovulation and embryo transfer.

The present protocol describes zygote microinjection of CRISPR-Cas9 and donor DNA to efficiently produce gene cassette knock-in and floxed mice.

생쥐에서 유전자 카세트 knock-in 및 Flox 대립 유전자를 생성하기위한 접합체 미세 주입

CRISPR-Cas technology has enabled the rapid and effortless generation of genetically modified mice. Specifically, mice and point mutant mice are readily ...

High Throughput Microinjections of Sea Urchin Zygotes

Microinjection into cells and embryos is a common technique that is used to study a wide range of biological processes. In this method a small amount of treatment solution is loaded into a microinjection needle that is used to physically inject individual immobilized cells or embryos. Despite the need for initial training to perform this procedure for high-throughput delivery, microinjection offers maximum efficiency and reproducible delivery of a wide variety of treatment solutions (including complex mixtures of samples) into cells, eggs or embryos. Applications to microinjections include delivery of DNA constructs, mRNAs, recombinant proteins, gain of function, and loss of function reagents. Fluorescent or colorimetric dye is added to the injected solution to enable instant visualization of efficient delivery as well as a tool for reliable normalization of the amount of the delivered solution. The described method enables microinjection of 100-400 sea urchin zygotes within 10-15 min.

Microinjection is a common technique used to deliver DNA constructs, mRNAs, morpholino antisense oligonucleotides or other treatments into eggs, embryos, and cells of various species.

성게 접합자의 높은 처리량 Microinjections

Microinjection into cells and embryos is a common technique that is used to study a wide range of biological processes. In this method a small amount of ...

Zebrafish Microinjection Techniques

One of the major advantages to working with zebrafish (Danio rerio) is that their genetics can be easily manipulated by microinjection of early stage embryos. Using this technique, solutions containing genetic material or knockdown constructs are delivered into the blastomeres: the embryonic cells sitting atop the yolk of the newly fertilized egg. Delivery into the cytoplasm is achieved either through direct injection into the blastomere, or via natural cytoplasmic movements that occur after a solution is injected into the yolk. Successful genetic manipulations are usually followed by quantification of embryonic phenotypes in order to elucidate the genetic mechanisms of development.
This video will provide an introduction to carrying out microinjections in zebrafish embryos. The discussion begins with a review of the essential tools for the technique, including the injection apparatus and the microinjector, which controls fluid movement with pressure pulses of air. Next, important preparatory steps are demonstrated, such as the pouring of agar plates to stabilize embryos during injection and calibration of the microinjection apparatus. The injection procedure is then presented along with tips on when and where injections should be performed. Finally, applications of the microinjection technique are discussed, including gene overexpression via mRNA injection, gene silencing by delivery of antisense morpholino oligonucleotides, and the generation of transgenic zebrafish using specially engineered plasmid DNA.

Introduction to Microinjection of Early Zebrafish Embryos

제브라피시 미세 주입 기술

One of the major advantages to working with zebrafish (Danio rerio) is that their genetics can be easily manipulated by microinjection of early stage ...

의 미세 주입을위한 방법

요약

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