XNL은 FAST(Foundation for Angelman Syndrome Therapeutic) 박사후 연구원의 지원을 받습니다. YHJ는 또한 FAST와 NIH 보조금 R01HD110195 및 R01MH117289의 지원을 받고 있습니다.

설명된 절차 및 프로토콜은 실험실 동물의 관리 및 사용을 위한 국립보건원(National Institutes of Health) 가이드에 요약된 지침을 준수했습니다. 또한 이 절차는 예일 대학교 의과대학의 동물 관리 및 사용 위원회(Animal Care and Use Committee)의 승인을 받았습니다. 신생아 야생형(WT) C57BL/6J 수컷 및 암컷 마우스를 제시된 연구에 사용했습니다. 동물은 상업적 출처에서 얻었다( 자료표 참조).
1. 작업 공간 준비
<ol><li>냉동 마취를 위한 습식 얼음, 댐에서 새끼를 분리하기 위한 빈 케이지, 해부 현미경, 광원, 주사하는 동안 동물을 놓기 위한 깨끗한 표면, 면봉, 가열 패드, 25/10μL 주사기 및 34G/0.375"/12도 바늘( 재료 표 참조). 알림: 습식 얼음을 사용하는 새끼 쥐의 냉동 마취는 취급을 용이하게 하고 강아지의 움직임을 줄이며 잠재적인 동물의 불편함을 최소화하기 위한 선택적 단계입니다. 이 냉동 마취 단계는 또한 두개내압을 낮추고 용적 관련 합병증을 줄이는 이점을 제공할 수 있다 9,10.</li>
	<li>새끼를 다루는 동안 댐에서 떨어진 별도의 케이지로 옮기십시오.</li>
	<li>각 강아지의 무게를 측정하고 체중을 기록하십시오.</li>
	<li>거즈와 에탄올을 사용하여 마우스 뒷면을 닦습니다. 해부 현미경(보충 비디오 1)을 사용하여 추간 공간 또는 최소한 척추관의 정중선(P1 새끼의 경우 빨간색으로 표시되어야 함)을 확인합니다.</li>
</ol>2. 주입 절차
<ol><li>강아지 한 마리를 마취시키려면 얼음 욕조에서 라텍스 슬리브나 알루미늄 호일과 같은 방수 장벽에 3-5분 동안 부드럽게 놓습니다. 동물을 얼음 위에 장기간 방치하면 심실 세동, 조직 저산소증 및 대사성 산증을 포함한 저체온증 관련 합병증의 잠재적 위험이 발생할 수 있으므로 피하는 것이 중요합니다. 알림: 3-5분의 시간은 경우에 따라 다를 수 있습니다. 발가락 꼬집음에 대한 무반응과 같은 마취 징후를 평가하여 적절한 기간을 결정합니다.</li>
	<li>동물이 얼음 위에 있는 동안 주사기에 10μL의 약물 제형, 바이러스 제제를 넣거나 인공 척수액 등을 조절합니다. 참고: 학습 단계에서 동일한 부피의 혼합된 1% Fast Green 염료를 전달 물질과 함께 주입하는 옵션을 고려하십시오( 재료 표 참조). 이는 사출 공정을 시각화하는 데 도움이 될 수 있으며 기술을 배우고 개선하는 데 도움이 될 수 있습니다. Fast Green Dye 또는 이와 유사한 물질을 주입한 새끼는 동물에게 염증 반응이나 기타 부작용을 일으킬 수 있으므로 승인된 프로토콜에 따라 주사 직후 안락사시켜야 합니다.</li>
	<li>동물이 완전히 마취되면 신체 움직임이 감소하거나 없는 것으로 확인된 대로 새끼를 현미경 아래에 부드럽게 배치합니다.</li>
	<li>왼쪽 검지와 엄지손가락으로 양측 골반 거들 사이에 위치한 정중선을 따라 추간 공간을 조심스럽게 촉진합니다(보충 비디오 1). 꼬리 밑부분을 약간 돌려 척추의 정중선을 식별할 수 있도록 합니다.</li>
	<li>주입하기 전에 바늘 경사를 동물의 머리 쪽으로 조정하십시오.</li>
	<li>바늘을 조심스럽게 삽입하고 움푹 들어간 부분이 교차하는 지점에서 70°-80° 각도로 약간 기울이고 주사기가 중앙 시상면과 정렬되도록 합니다. 바늘이 뼈에 닿으면서 각도를 약 30°로 점차 줄인 다음 바늘을 추간 공간으로 약 2mm 전진시킵니다. 알림: 바늘이 몸 전체를 약간 들어 올리는 능력은 경막내 공간에 성공적으로 진입했다는 신호입니다.</li>
	<li>50-60초 이내에 최대 10μL 부피를 천천히 주입합니다. 배송이 완료된 후 10-20초 동안 바늘을 제자리에 두십시오. 누출을 방지하기 위해 바늘을 부드럽게 돌려 빼십시오. 알림: 바늘을 빼기 전에 소뇌가 녹색으로 바뀝니다. 또한 천천히 누르는 것은 분만과 관련된 두개내 압력의 증가를 방지하고 잠재적인 합병증을 최소화하는 데 중요합니다. 500마리 이상의 새끼에게 주사한 경험에 비추어 볼 때 50-60초 동안 10μL 부피를 전달하는 것이 최적입니다.</li>
</ol>3. 주입 후
<ol><li>누출이나 피가 있는 경우 주사 부위에 면봉을 바릅니다. 참고: 대부분의 경우 없어야 합니다. 우리의 경험에 비추어 볼 때, 누출이나 혈액의 흔적으로 치료된 새끼는 여전히 사용할 수 있지만 데이터 분석 중에 약물 또는 치료의 감소량을 고려해야 할 수 있습니다.</li>
	<li>강아지를 가열 패드에 놓고 강아지가 완전히 회복하고 다시 따뜻해질 때까지 10-15분 동안 기다립니다. 새끼를 집 케이지로 돌려보내기 전에 새끼가 경계하고 적극적으로 움직이는지 주의 깊게 관찰하십시오. 쥐의 적절한 회복은 분홍색 피부색의 회복, 자발적인 신체 움직임 증가, 접촉에 대한 반응으로 나타납니다.</li>
	<li>강아지를 홈 케이지에 다시 넣고 강아지가 침구, 둥지 또는 둘 다로 제대로 덮여 있는지 확인하십시오. 이렇게 하면 강아지가 댐에서 필요한 모성 보살핌을 받을 수 있습니다.</li>
	<li>주사 후 최소 3일 동안 매일 일반적인 외모와 활동을 평가합니다. 아픈 모습과 활동 감소는 감염, 치료 관련 부작용 또는 기타 합병증 등의 가능성을 높일 수 있습니다. 필요한 경우 수의사와 상담하십시오.</li>
</ol>

신생아 마우스에서 척수강내 주사를 전달하기 위한 포괄적인 프로토콜

<ol>
	<li>Hoy, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Onasemnogene+abeparvovec:+first+global+approval.">Onasemnogene abeparvovec: first global approval.</a> Drugs. 79 (11), 1255-1262 (2019).</li><li>Ramos, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Age-dependent+SMN+expression+in+disease-relevant+tissue+and+implications+for+SMA+treatment.">Age-dependent SMN expression in disease-relevant tissue and implications for SMA treatment.</a> J Clin Invest. 129 (11), 4817-4831 (2019).</li><li>Fedorova, E., Battini, L., Prakash-Cheng, A., Marras, D., Gusella, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lentiviral+gene+delivery+to+CNS+by+spinal+intrathecal+administration+to+neonatal+mice.">Lentiviral gene delivery to CNS by spinal intrathecal administration to neonatal mice.</a> J Gene Med. 8 (4), 414-424 (2006).</li><li>Dindot, S. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+ASO+therapy+for+Angelman+syndrome+that+targets+an+evolutionarily+conserved+region+at+the+start+of+the+UBE3A-AS+transcript.">An ASO therapy for Angelman syndrome that targets an evolutionarily conserved region at the start of the UBE3A-AS transcript.</a> Sci Transl Med. 15, eabf4077 (2023).</li><li>Amanat, M., Nemeth, C. L., Fine, A. S., Leung, D. G., Fatemi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antisense+oligonucleotide+therapy+for+the+nervous+system:+from+bench+to+bedside+with+emphasis+on+pediatric+neurology.">Antisense oligonucleotide therapy for the nervous system: from bench to bedside with emphasis on pediatric neurology.</a> Pharmaceutics. 14 (11), 2389 (2022).</li><li>Frangoul, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CRISPR-Cas9+gene+editing+for+sickle+cell+disease+and+&#946;-Thalassemia.">CRISPR-Cas9 gene editing for sickle cell disease and &#946;-Thalassemia.</a> N Engl J Med. 384, 252-260 (2021).</li><li>Gillmore, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CRISPR-Cas9+in+vivo+gene+editing+for+transthyretin+amyloidosis.">CRISPR-Cas9 in vivo gene editing for transthyretin amyloidosis.</a> N Engl J Med. 385, 493-502 (2021).</li><li>Krol, A., Feng, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Windows+of+opportunity:+timing+in+neurodevelopmental+disorders.">Windows of opportunity: timing in neurodevelopmental disorders.</a> Curr Opin Neurobiol. 48, 59-63 (2018).</li><li>Birg, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain+temperature+influences+intracranial+pressure+and+cerebral+perfusion+pressure+after+traumatic+brain+injury:+A+CENTER-TBI+Study.">Brain temperature influences intracranial pressure and cerebral perfusion pressure after traumatic brain injury: A CENTER-TBI Study.</a> Neurocrit Care. 35, 651-661 (2021).</li><li>Rossi, S., Zanier, E. R., Mauri, I., Columbo, A., Stocchetti, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain+temperature,+body+core+temperature,+and+intracranial+pressure+in+acute+cerebral+damage.">Brain temperature, body core temperature, and intracranial pressure in acute cerebral damage.</a> J Neurol Neurosurg Psychiatry. 71 (4), 448-454 (2001).</li><li>Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracerebroventricular+viral+injection+of+the+neonatal+mouse+brain+for+persistent+and+widespread+neuronal+transduction.">Intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction.</a> J Vis Exp. 91, e51863 (2014).</li><li>Petrou, P., Kassis, I., Yaghmour, N. E., Ginzberg, A., Karussis, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+phase+II+clinical+trial+with+repeated+intrathecal+injections+of+autologous+mesenchymal+stem+cells+in+patients+with+amyotrophic+lateral+sclerosis.">A phase II clinical trial with repeated intrathecal injections of autologous mesenchymal stem cells in patients with amyotrophic lateral sclerosis.</a> Front Biosci (Landmark Ed). 26 (10), 693-706 (2021).</li><li>Kroin, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mechanisms+of+intracranial+pressure+modulation+by+epidural+blood+and+other+injectates+in+a+postdural+puncture+rat+model.">The mechanisms of intracranial pressure modulation by epidural blood and other injectates in a postdural puncture rat model.</a> Anesth Analg. 95 (2), 423-429 (2002).</li><li>M&#248;llg&#229;rd, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mesothelium+divides+the+subarachnoid+space+into+functional+compartments.">A mesothelium divides the subarachnoid space into functional compartments.</a> Science. 379 (6627), 84-88 (2023).</li><li>Chakrabarty, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capsid+serotype+and+timing+of+injection+determines+AAV+transduction+in+the+neonatal+mice+brain.">Capsid serotype and timing of injection determines AAV transduction in the neonatal mice brain.</a> PLoS One. 8, e67680 (2013).</li><li>Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain+development+in+rodents+and+humans:+Identifying+benchmarks+of+maturation+and+vulnerability+to+injury+across+species.">Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species.</a> Prog Neurobiol. 160-107, 1-16 (2013).</li></ol>

YHJ는 Couragene의 공동 창립자이지만 이 프로젝트에 대한 이해 상충은 없습니다.

신생아 마우스(P1)에서 척수강내 주사를 위한 단계별 절차가 설명되어 있으며, 그 결과 뇌에서 광범위한 약물 분포가 발생합니다. 대뇌피질(11)을 관통하는 것을 포함하는 신생아 마우스에게 약물을 전달하기 위한 일반적인 뇌내주사법과 비교하여, 척수강내 주사는 바늘 관통으로 인한 신생아 마우스의 뇌에 대한 직접적인 손상을 방지한다. 최소 침습성으로 인해, 척수강내 주사?...

척수강내(IT) 주사는 클리닉에서 소아 및 성인 환자 모두에서 약물을 투여하고, 뇌척수액을 수집하고, 두개내압을 유지하는 데 사용되는 일반적인 임상 절차입니다 1,2. 척수강내 주사를 통한 약물 투여는 전신 노출을 최소화하면서 중추신경계(CNS)의 약물 농도를 높이는 효과적인 방법입니다. 결과적으로, 이 방법은 치료 효능을 향상시키고 부작용을 감소시키며, 특히 온도에 민감하고 반감기가 짧은 약물에 대한 부작용을 감소시킨다3.
설치류 모델을 사용하여 신약 및 치료법을 테스트하는 전임상 연구에서는 더 높은 정밀도와 결과 재현성을 제공하는 신뢰할 수 있는 약물 투여 방법을 사용하는 것이 필수적입니다 4,5. 신경유전 및 신경 발달 장애에 대한 새로운 치료법을 평가하는 전임상 연구의 경우, 조기 개입이 일반적으로 더 유리한 결과를 얻을 것으로 예측되기 때문에 초기 개념 증명 연구에서 조기 치료가 중요합니다 6,7,8.
기존의 뇌내(ICV) 주사와 비교할 때 IT 주사는 대뇌 피질을 통해 직접 침투할 필요가 없기 때문에 위험이 훨씬 낮습니다. 이러한 장점은 국소 피질 조직과 주변 신경에 대한 잠재적 손상을 크게 줄여줍니다. 또한 IT 주사는 단일 주사를 통해 투여 가능한 약물의 양을 최소 5배 증가시킬 수 있어 반복 투여의 가능성을 크게 높입니다. 그러나 신생아 마우스의 작은 크기와 연약한 특성으로 인해 갓 태어난 새끼에게 척수강내 주사를 수행하는 것은 기술적으로 어렵고 전문 기술, 장비 및 세심한 취급이 필요합니다.
이 기사는 P1 신생아 새끼에서 척수강내 주사를 수행하기 위한 단계별 지침과 함께 자세한 프로토콜을 제공합니다. 주요 고려 사항과 우수한 실험실 관행은 절차 중 관리의 일관성과 동물의 안전 및 복지를 보장하기 위해 여기에서 강조됩니다. 이 프로토콜을 따름으로써 연구자들은 동물에 대한 잠재적인 위험이나 불편함을 최소화하면서 정밀하고 재현성 있는 실험을 자신 있게 수행할 수 있습니다.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Balance</td>
			<td>Ohaus Corporation</td>
			<td>30253017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6J mice</td>
			<td>The Jackson Laboratory</td>
			<td>000664</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital Microscope</td>
			<td>RWD</td>
			<td>DOM-1001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DPBS</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>14190144</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fast Green</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F7252-5G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td>RWD</td>
			<td>69020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needles</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>6PK (34/0.375&#8221;/4/12DEG)S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>1702RN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe Filters</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>SLGVM33RS</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

intrathecal injection of newborn mouse for genome editing and drug delivery

척수강내 주사는 소아과 및 성인 클리닉에서 일반적으로 사용되는 절차로, 약물 및 치료를 투여하는 효과적인 수단으로 사용됩니다. 중추신경계의 뇌척수액에 약물과 치료제를 직접 전달함으로써 정맥 주사, 피하 주사 또는 근육 주사와 같은 다른 경로에 비해 전신 부작용을 줄이면서 더 높은 국소 약물 농도를 달성하는 방법입니다. 척수강내 주사는 설치류 및 인간이 아닌 영장류를 포함한 기타 대형 동물의 신경 유전 질환 치료에 중점을 둔 전임상 연구에서 중요한 역할을 하기 때문에 그 중요성은 임상 환경을 넘어 확장됩니다. 그러나 광범위한 적용에도 불구하고 어린 새끼, 특히 신생아 새끼의 척수강내 주사는 작은 크기와 취약한 특성으로 인해 상당한 기술적 문제를 제기합니다. 신생아용 마우스에서 척수강내 주사를 성공적이고 안정적으로 투여하려면 세부 사항에 대한 세심한 주의와 다양한 요인에 대한 신중한 고려가 필요합니다. 따라서 지침을 제공할 뿐만 아니라 절차적 일관성과 동물의 안전 및 복지를 보장하기 위해 주요 기술적 고려 사항과 우수 실험실 관행을 강조하는 표준화된 프로토콜이 매우 필요합니다.
이러한 미충족 수요를 해결하기 위해 우리는 특히 출생 후 1일(P1)에 신생아 새끼에게 척수강내 주사를 수행하기 위한 상세하고 포괄적인 프로토콜을 제시합니다. 단계별 지침을 따르면 연구자들은 신생아 새끼에게 자신 있게 척수강내 주사를 수행할 수 있으며, 유전자 대체 또는 게놈 편집 기반 치료를 위한 약물, 안티센스 올리고 및 바이러스를 정확하게 전달할 수 있습니다. 또한 동물의 복지를 유지하고 신뢰할 수 있는 실험 결과를 보장하기 위해 우수한 실험실 관행을 준수하는 것이 중요합니다. 이 프로토콜은 신생아 마우스의 척수강내 주사와 관련된 기술적 문제를 해결하여 궁극적으로 잠재적인 치료 개입을 개발하는 것을 목표로 하는 신경유전학 연구 분야의 발전을 촉진하는 것을 목표로 합니다.

Intrathecal (IT) injection is a common clinical procedure used to administer medications, collect cerebrospinal fluid, and maintain intracranial pressure in both pediatric and adult patients in clinics1,2. The administration of medications via intrathecal injection is an effective approach for increasing medication concentrations in the central nervous system (CNS) while minimizing systemic exposure. Consequently, this method enhances therapeutic efficacy and reduces side effects, especially for temperature-sensitive and short half-life drugs3.
In preclinical studies testing new drugs and treatments using rodent models, it is imperative to employ a reliable method of drug administration that offers greater precision and result reproducibility4,5. For preclinical studies evaluating new treatments for neurogenetic and neurodevelopmental disorders, early treatment is crucial for initial proof-of-concept studies because earlier interventions are typically predicted to yield more favorable outcomes6,7,8.
Compared to conventional intracerebroventricular (ICV) injections, IT injections carry significantly lower risks since they obviate the need for direct penetration through the cerebral cortex. This advantage substantially reduces the potential damage to regional cortical tissue and surrounding nerves. Furthermore, IT injections allow for at least a fivefold increase in the administrable volume of medications through a single injection, greatly enhancing the feasibility of repeated administrations. However, due to the small size and fragile nature of newborn mice, performing intrathecal injections in newborn pups is technically challenging and requires specialized techniques, equipment, and meticulous handling.
This article provides a detailed protocol with step-by-step instructions for performing intrathecal injections in P1 newborn pups. The key considerations and good laboratory practices are emphasized here to ensure the consistency of administration and the safety and well-being of the animals during the procedure. By following this protocol, researchers can confidently conduct experiments with precision and reproducibility while minimizing any potential risks or discomfort to the animals.

저자 스포트라이트: 척수강내 주사 – 신생아 마우스 뇌에서 유전자 편집의 효능을 테스트하기 위한 효율적이고 신뢰할 수 있는 전달 방법

게놈 편집 및 약물 전달을 위한 신생아 마우스의 척수강내 주사

Our group employs an interdisciplinary approach involving genomic discovery and functional modeling to study genetics and epigenetic basis of neurodevelopmental disorder. We perform molecular, neurophysiological, and neurobehavioral analysis using patient-induced pluripotent stem cell, or iPSC, in the mutant mice to dissecting the pathophysiology of neurodevelopmental disorder. We aim to develop a gene-editing-based treatment for this disease.Intracerebroventricular, also called ICV, injection is only method to directly deliver treatment to the central nervous system of neonatal mice. However, it has to penetrate through the cerebral cortex. The intrathecal, IT, injection is a commonly employed procedure in clinics, serving as an effective means to administer treatments directly into the central nervous system.However, intrathecal injection in neonatal pups can pose significant technical challenges due to their small size and fragile nature. We are trying to develop an efficient and reliable delivery method to test the efficacy and the gene editing in mouse brain that is non-viral and non-nanoparticle. Compared to conventional ICV injection, intrathecal injection presents a significantly lower risk, as it avoid the need for directly penetration through the cerebral cortex.This add advantage to minimize potential damage to regional cortical tissue and the surrounding nerves. Intrathecal injections also enable at least a fivefold increase in the administrable volume of medications through a single injection and greatly enhance the feasibility of repeated administrations.

척수강내 주사에 성공한 후 투여된 용액이 즉시 널리 보급되었지만, 실제 세포 침투는 전달된 약물 및 물질의 특성에 따라 달랐습니다. 이 연구에서는 Fast Green을 사용하여 야생형 신생아(그림 1A-K)에서 척수강내 주사(IT) 후 즉각적인 결과를 시각화하고 기존 뇌뇌실내(ICV) 주사(그림 1L-N)와 비교했습니?...

Watch this Scientific Journal Video about Author Spotlight: Intrathecal Injection – An Efficient and Reliable Delivery Method to Test the Efficacy of Gene Editing in Neonatal Mouse Brains at JoVE.co

본 프로토콜은 유전자 편집 및 약물 전달을 위해 신생아 마우스에서 척수강내 주사를 수행하기 위한 단계별 지침을 설명합니다.

Intrathecal injection is a commonly employed procedure in both pediatric and adult clinics, serving as an effective means to administer medications and ...

우리 그룹은 신경 발달 장애의 유전학 및 후성 유전 학적 기초를 연구하기 위해 게놈 발견 및 기능 모델링과 관련된 학제 간 접근 방식을 사용합니다. 우리는 신경 발달 장애의 병태 생리학을 해부하기 위해 돌연변이 마우스에서 환자 유도 만능 줄기 세포(iPSC)를 사용하여 분자, 신경 생리학 및 신경 행동 분석을 수행합니다. 우리는 이 질병에 대한 유전자 편집 기반 치료법을 개발하는 것을 목표로 합니다.ICV라고도 하는 뇌내 주사는 신생아 쥐의 중추 신경계에 직접 치료를 전달하는 유일한 방법입니다. 그러나 대뇌 피질을 뚫고 들어가야 한다. 척수강내 주사는 클리닉에서 일반적으로 사용되는 절차로, 중추 신경계에 직접 치료를 투여하는 효과적인 수단입니다.그러나 신생아 새끼의 척수강내 주사는 크기가 작고 깨지기 쉬운 특성으로 인해 상당한 기술적 문제를 제기할 수 있습니다. 비바이러스, 비나노입자인 쥐 뇌의 효능과 유전자 편집을 검증하기 위해 효율적이고 신뢰할 수 있는 전달 방법을 개발하기 위해 노력하고 있습니다. 기존의 ICV 주사에 비해 척수강내 주사는 대뇌피질을 통해 직접 침투할 필요가 없기 때문에 위험이 현저히 낮습니다.이것은 국소 피질 조직과 주변 신경에 대한 잠재적 손상을 최소화하는 이점을 추가합니다. 척수강내 주사는 또한 1회 주사를 통해 투여 가능한 약물의 양을 최소 5배 증가시킬 수 있으며 반복 투여의 타당성을 크게 향상시킵니다.

intrathecal-injection-newborn-mouse-for-genome-editing-drug

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Intrathecal Injection of Newborn Mouse for Genome Editing and Drug Delivery

2.2K 조회수.  Yale University School of Medicine. 우리 그룹은 신경 발달 장애의 유전학 및 후성 유전 학적 기초를 연구하기 위해 게놈 발견 및 기능 모델링과 관련된 학제 간 접근 방식을 사용합니다. 우리는 신경 발달 장애의 병태 생리학을 해부하기 위해 돌연변이 마우스에서 환자 유도 만능 줄기 세포(iPSC)를 사용하여 분자, 신경 생리학 및 신경 행동 분석을 수행합니다. 우리는 이 질병에 대한 유전자 편집 기반 치료법을 ...

비디오: 저자 스포트라이트: 척수강내 주사 – 신생아 마우스 뇌에서 유전자 편집의 효능을 테스트하기 위한 효율적이고 신뢰할 수 있는 전달 방법

Intrathecal injection is a commonly employed procedure in both pediatric and adult clinics, serving as an effective means to administer medications and treatments. By directly delivering medications and treatments into the cerebrospinal fluid of the central nervous system, this method achieves higher localized drug concentrations while reducing systemic side-effects compared to other routes such as intravenous, subcutaneous, or intramuscular injections. Its importance extends beyond clinical settings, as intrathecal injection plays a vital role in preclinical studies focused on treating neurogenetic disorders in rodents and other large animals, including non-human primates. However, despite its widespread application, intrathecal injection in young, particularly neonatal pups, poses significant technical challenges due to their small size and fragile nature. Successful and reliable administration of intrathecal injections in newborn mice requires meticulous attention to detail and careful consideration of various factors. Thus, there is a crucial need for a standardized protocol that not only provides instructions but also highlights key technical considerations and good laboratory practices to ensure procedural consistency, as well as the safety and welfare of the animals.
To address this unmet need, we present a detailed and comprehensive protocol for performing intrathecal injections specifically in newborn pups on postnatal day 1 (P1). By following the step-by-step instructions, researchers can confidently perform intrathecal injections in neonatal pups, enabling the accurate delivery of drugs, antisense oligos, and viruses for gene replacement or genome editing-based treatments. Furthermore, the importance of adhering to good laboratory practices is emphasized to maintain the well-being of animals and ensure reliable experimental outcomes. This protocol aims to address the technical challenges associated with intrathecal injections in neonatal mice, ultimately facilitating advances in the field of neurogenetic research that aims to develop potential therapeutic interventions.

The present protocol outlines step-by-step instructions for performing intrathecal injections in neonatal mice for gene editing and drug delivery.