Os autores agradecem a membros do passado e do presente do laboratório para as contribuições para o desenvolvimento da metodologia descrita aqui e Alan Cochrane para o conselho. LA é um receptor de um Canadian Institutes of Health Research (CIHR) e doutorado AJM é apoiado por um Prémio Carreira Fraser, Monat e MacPherson. Este trabalho é apoiado por uma subvenção do CIHR (concessão # MOP-56974).

1. Preparação da Sonda <ol><li> Digest ug 1 do vector de transcrição in vitro, pKS (+) pol 236nt 9 com Kpn1 enzima a 37 ° C durante 1 hora e executar o produto de ADN linearizado num gel de agarose. O fragmento deve ser de aproximadamente 2500 pb. </li><li> Cortar o fragmento fora do gel e purificar usando o Micro Roche Eluir Kit Gel Extraction (todos os reagentes utilizados estão listados na Tabela 1). Realizar a eluição final em 30 ul de tampão de eluição. Executar 5 uL do produto sobre um gel de agarose para verificar a purificação. </li><li> Misturar uma reacção de transcrição in vitro (ver receita abaixo) utilizando o Roche DIG RNA rotulagem kit e incubar a 37 ° C durante 2 horas. </li></ol> In vitro reacção de transcrição: <table border="1"><tbody><tr><td> Linearizado de DNA </td><td> 23 ul </td></tr><tr><td> 1X DIG RNA rotulagem mix (Roche) </td><td> 4 ul </td></tr><tr><td> 1X Tratampão nscription </td><td> 8 ul </td></tr><tr><td> 20U RNase OUT </td><td> 1 ml </td></tr><tr><td> 80U polimerase de ARN T7 </td><td> 4 ul </td></tr><tr><td> Total </td><td> 40 uL </td></tr></tbody></table><ol start="4"><li> Adicionar 228 U de DNase I e incubar a 37 ° C durante 15 min. </li><li> Parar a reacção por adição de EDTA pH 8,0 para uma concentração final de 20 mM. </li><li> Purifica-se a reacção utilizando as colunas rotação rápida da Roche, tal como especificado pelo fabricante. </li><li> Purifica-se o sonda por precipitação com 1/10 volume de DEPC-tratada pH NaOAc 3M 5,2 e 2,5 volumes de etanol gelado a 95%. Misturar e incubar à temperatura de -80 ° C durante 30 min a durante a noite. </li><li> Centrifugar a sonda durante 15 min a 4 ° C a 15.000 x g. </li><li> Remover o sobrenadante e lava-se o sedimento em etanol gelado a 70%. Centrifugar novamente durante 5 min a 4 ° C a 15.000 x g. </li><li> Remover o sobrenadante e secar o sedimento. Ressuspender o sedimento em 50 uL wAter (DNase / RNase livre), contendo 10 U Invitrogen RNase OUT. </li><li> Estimar a concentração de sonda por espectrofotometria (RNA medida a 260 nm), e diluir até uma concentração de 5 ng / uL. Armazenar em alíquotas a -20 ° C para utilização de curto prazo, ou -80 ° C para armazenamento a longo prazo. Recomenda-se para realizar comparações de ensaio, inter assim conservar um aliquota para isso. </li></ol> 2. Fixação das células <ol><li> É importante inicialmente para as células de sementes aderentes para não tratadas, lamínulas estéreis para a confluência final após a colheita é de aproximadamente 70-80%. Para as células não aderentes, crescem como normal e quando estiver pronto para recolher, incubar-los com lamelas que foram tratados com 0,01% w / v de poli-L-lisina (Sigma-Aldrich, Inc.) durante 1 hora. Para um 12-bem placa de poliestireno típico de cultura de tecidos (3,8 cm 2), 150,000 (por exemplo, células HeLa) são plaqueadas a 24 horas antes da transfecção. As células não aderentes podem ser infectados ou transfectadas, como de costume e deixou-se adaqui para deslizamentos de vidro de cobertura antes da fixação 3. </li><li> Descartar os meios de comunicação e lavar as células com solução salina tamponada com fosfato 1X preparada em água duplamente destilada (DPBS) durante 1 min. Dietilpirocarbonato (DEPC, Sigma-Aldrich, Inc.)-tratada 1X PBS podem também ser utilizados, no entanto PBS não tratado não pode, pois pode conter enzimas RNase. </li><li> Descartar o PBS e adicionar paraformaldeído a 4%, o suficiente para cobrir as células completamente. Incubar durante 15-20 min. </li><li> Descartar o paraformaldeyhyde e lavar as células com 1x DPBS durante 1 min. </li><li> Descartar o DPBS e adicionar 0,1 M de glicina (dissolvido em 1X DPBS). Incubar durante 10 min. </li><li> Descartar o glicina e lavar as células com 1x DPBS durante 1 min. </li><li> Descartar o DPBS e adicionar 0,2% de Triton-X (dissolvido em 1X DPBS). Incubar durante 5-10 min. Se coloração para proteínas de envelope de nucléolos ou nuclear, permeabilizar com Triton X-100 para não mais do que 5 min ou a localização da proteína irá tornar-se difusa. </li><li> Descartar o Triton X-100 e lavar uma vez em1X DPBS durante 1 min. </li><li> Para armazenamento a longo prazo, substituir PBS com etanol a 70% e armazenar a 4 ° C durante até quatro meses. Alternativamente, lave mais uma vez com 1X DPBS e prossiga para FISH. </li></ol> 3. Hibridização fluorescente in situ (FISH) <ol><li> Se as lamelas foram armazenados em etanol, substituir o etanol com 1x DPBS e permitir que as células para re-hidratar durante 30 min. Reidratação pode ser feito durante a noite se as lamelas são armazenadas a 4 ° C. </li><li> Lave as lamelas com 1x DPBS durante 1 min. </li><li> Prepare slides para incubar as lamelas em diante, tendo o cuidado de limpar e classificá-los bem. </li><li> Para uma lamela 18mm, adicionar 50 ul de solução de DNase (25 unidades / lamela, comercialmente disponíveis) para o slide. Adicionar a lamela, sendo certo colocá-lo lado das células para baixo, e incubá-lo durante 15 min à temperatura ambiente. </li><li> Lave as lamelas com 1x DPBS durante 1 min. </li><li> Adicionar 50 ul mistura de hibridação (ver receita abaixo) por lamela emum deslizante e incubar o lado das células para baixo para a lamela 16-18 h, a 42 ° C. A incubação deve ser realizada em um tabuleiro contendo uma formamida a 50%, 2X SSPE mistura (12,5 ml de formamida desionizada, 2,5 ml de 20X SSPE, 10 ml de água). </li></ol> Mistura de hibridação (para uma lamela, 50 ul): <table border="1"><tbody><tr><td> Quantidade de ações </td><td> Material de (a uma concentração final) </td></tr><tr><td> 25 uL </td><td> Formamida, 50% (desionizada; qualquer fonte) </td></tr><tr><td> 5 ul (de 10 mg / ml) </td><td> tRNA, 1 mg / ml (Sigma-Aldrich, Inc) </td></tr><tr><td> 5 ul (de 20X) </td><td> SSPE, 2X </td></tr><tr><td> 5 ul (de 50X) </td><td> Denharts, 5X </td></tr><tr><td> 0,125 ul (de 5 unidades) </td><td> RNase OUT </td></tr><tr><td> 5 ul (25 ng de 5 ng / uL) </td><td> Probe </td></tr><tr><td> 5 ul </td><td> H 2 O DEPC, para fazer a finalvolume de 50 ul </td></tr></tbody></table><ol start="7"><li> Incubar lado das células para baixo lamelas em formamida a 50 uL de 50% (diluído em 1X DPBS) durante 15 min a 42 ° C. </li><li> Lave as lamelas duas vezes em 2X SSPE, incubando-as lado das células para baixo em 50 uL 2X SSPE (20X SSPE diluído em 1X DPBS) durante 5 min cada, a 42 ° C. </li><li> Lave as lamelas em 1X DPBS durante 1 min. </li></ol> 4. Técnica de imunofluorescência <ol><li> Bloquear as lamelas, colocando-as lado célula para baixo em 50 uL 1X Roche solução de bloqueio (solução Roche 10X de bloqueio diluído em 1X DPBS) durante 30 min. </li><li> Incubar o lado das células para baixo em lamelas 50 solução de anticorpo primário ul durante 1 hora a 37 ° C. Anti-DIG anticorpo deve ser diluído de acordo com a direcção do fabricante em 1X solução de bloqueio. Se outros anticorpos estão a ser utilizados para corar as proteínas, eles podem ser adicionados na concentração correcta desde que todos os anticorpos utilizados são derivados de especificação hospedeiro diferentes. </li><li> Lave as lamelas durante 10 min em 1X DPBS. </li><li> Incubar o lado das células para baixo em lamelas 50 solução de anticorpo secundário ul durante 1 hora a 37 ° C. Alexa Fluor anticorpos conjugados (Invitrogen) pode ser usado para gerar uma gama de cores e são utilizados em 1:500 em solução de bloqueio, 1X DPBS 1X. </li><li> Lave as lamelas duas vezes durante 10 min cada um em DPBS 1X. </li><li> Seque o lado da célula lamelas em papel Whatman. Certifique-se de cobrir as lamelas para evitar a exposição à luz e ao branqueamento. </li><li> Uma vez que todo o líquido é evaporado, montar as lamelas em lâminas de fresco utilizando 8 ImmunoMount ul (Thermo Scientific, Inc.). Bata levemente para baixo a lamela para eliminar as bolhas de ar. </li><li> Aplique unha polonês para as bordas da lamínula para fixá-lo no lugar. </li><li> A visualização de RNA e proteínas por técnicas de microscopia também é crítica para o sucesso desta técnica. Definições sobre o microscópio usado pode ajudar ou atrapalhar a visualização por isso é fundamental que oconfigurações do microscópio estar configurada corretamente e ser consistente de uma amostra para outra em um determinado experimento. Para configurações detalhadas de microscopia, óptica e combinações de anticorpos, por favor consulte as referências 1,10. </li></ol> 5. Os resultados representativos Um exemplo de coloração do RNA viral pode ser visto na Figura 2. O RNA viral para o HIV-1 é visto ao longo do citoplasma exibido difusamente para a maior parte, embora punctae citoplasmática pequena não são incomuns. A especificidade pode ser visto comparando as células positivas para as células vizinhas que exibem nenhuma fluorescência. Como mencionado na introdução, o HIV-1 que não tem a proteína Rev de regulamentação produz RNA que é retido no núcleo: este pode ser visualizado como um sinal brilhante no núcleo, e uma falta de RNA sinal de fluorescência no citoplasma. A sobreexpressão de proteínas celulares é também capaz de transferir a distribuição dos ARN HIV-1 virais. Na Figura 2 </&gt; forte, a sobre-expressão de proteínas envolvidas no tráfico de vesícula endossomal (por exemplo, Rab7-interagindo lisossomal proteína (RILP) 11 ou no terminal-N RILP eliminado (RILPN) 11, e as proteínas que interferem com a função motora dineína [por exemplo p50/dynamitin 1, 12], interferir com a localização de estado estacionário normal dos ARN genómico virais, tal como determinado por análises de FISH expressão RILP leva a re-localização dos ARN genómico virais para a organização dos microtúbulos centro (MTOC) 13;. RILPN dispersa tarde endossomas dentro do citoplasma, devido à incapacidade de se ligar a p150 colada do motor dineína complexo 14 e bloqueia p50/dynamitin a grande subunidade de dineína motor e versões tarde endossomas, mas também a viral genómico RNA e de HIV-1 proteínas estruturais para a periferia da célula 1 (Figura 2). A manipulação da localização de estado estacionário do RNA genómico virais, um dos principais contribuintes para a infecciosidade dopartículas do vírus, seria a chave para o eventual desenvolvimento de terapêuticas. Nas nossas mãos, o RNA virai aparece na célula tão cedo quanto 3 horas após a transfecção e infecção 10 e torna-se facilmente observáveis ​​por esta técnica FISH por 12 horas. <img alt="A Figura 1" src="/files/ftp_upload/4002/4002fig1.jpg" /> Figura 1. Fluxograma do protocolo para FISH / IF co-análises. As células são cultivadas em lamínulas e, em seguida, fixadas com paraformaldeído. Tratamentos de glicina e Triton-X são realizadas antes de as células são utilizadas para FISH / IF ou armazenada em etanol a 70% para o armazenamento. Células desidratadas para armazenamento são reidratados em 1X DPBS (DEPC-tratada PBS) antes de continuar a FISH / SE. As células são tratadas com DNase I e deixada durante a noite para hibridar com a sonda. Uma vez que a hibridação é completa, as células são lavadas com formamida, bem como com SSPE, e uma final 1X DPBS enxaguar. Solução de bloqueio é aplicado às células, seguido de incubação comos anticorpos primários. Após a lavagem, os anticorpos secundários são aplicadas. Duas lavagens finais em 1X DPBS completar o procedimento de coloração onde sobre as lamelas são secas e montadas em lâminas para imagiologia. <img alt="A Figura 2" src="/files/ftp_upload/4002/4002fig2.jpg" /> Figura 2. Os resultados representativos utilizando FISH / se o co-análises. A) HIV-1 é transfectado em células HeLa e em alguns casos com construções que causam a sobre-expressão de proteínas celulares (RILP, p50/Dynamitin e RILPΔN (uma deleção amino-terminal mutante)) . FISH / IF co-análise foi realizada: o RNA é identificado na cor verde com qualquer G3BP ou LAMP1 (vermelho) para diferenciar. B) HIV-1 é expresso em células HeLa e recolhido em pontos de tempo diferentes. Expressão do RNA viral é monitorado no verde, enquanto a proteína celular, hnRNP A1, está manchada de vermelho. Barras de tamanho são 10 mM. Imagens modificados a partir de referências 1 (Figuras selecionados a partir do painel A; RILP, p50/Dynamitin e deltaN RILP)e 17 (painel B).

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R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNA+mimics+of+green+fluorescent+protein.">RNA mimics of green fluorescent protein.</a> Science. 333, 642-646 (2011).</li><li>Eckhardt, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+SNAP-tagged+derivative+of+HIV-1--a+versatile+tool+to+study+virus-cell+interactions.">A SNAP-tagged derivative of HIV-1--a versatile tool to study virus-cell interactions.</a> PLoS One. 6, e22007 (2011).</li></ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

FISH / IF co-análise é um método confiável para visualizar o RNA viral em células que já foi refinada 9,15,16. Ao longo de vários anos, foi desenvolvido um método refinado de coloração para o RNA. Esta técnica pode ser usado em uma grande variedade de tipos de células, desde a sonda é específico para o RNA alvo 17. Ao classificar a sonda com DIG, somos capazes de visualizar as RNA por coloração simples. Quando a coloração para RNA e outras proteínas são combinados, FISH / IF co-análises se tornar uma ferramenta poderosa para observar as estruturas celulares e proteína / RNA localização. A especificidade da detecção de RNA é bastante elevada. Isto é ilustrado na Figura 2. Em alguns do trabalho original, centrado na localização genômica viral RNA, FISH estabelecido que a falta de Rev preso RNA viral no núcleo 18. Uma vez que este, a nova informação abundante na localização viral genómico RNA foi obtido usando o technique descritos aqui. Por proteínas superexpressando celulares, as populações-e específicos não todo-do RNA viral pode ser forçado para localizar a diferentes regiões da célula. RILP superexpressão, que se assemelha ao fenótipo obtido quando hnRNP A2 está esgotada por siRNA em HIV-1-expressando células 13, faz com que o RNA para visivelmente acumular no MTOC. O RNA genômico viral pode ser empurrada para a periferia da célula, desativando a proteína do motor menos-end, dineína: superexpressão p50/Dynamitin ou knockdown dos pesados ​​cadeia dineína 1 resulta na liberação de vírus RNA genômico de domínios intracelulares para a periferia celular ( A Figura 2). Um mutante de RILP, RILPΔN, que já não se liga o motor dineína, dispersa endossomas (marcado por LAMP1) para o citoplasma, porque eles não são mais ativamente localizados em domínios juxtanuclear. Estes resultados indicam a noção de uma população de plástico de HIV-1 RNA genómico e, em particular, que os pools diferentes de HIV-1 genómicoRNA existir com papéis, por vezes, identificáveis ​​no ciclo de replicação virai. Estas mesmas noções já foram identificados para a proteína codificada por este ARNm, Gag 19. Existem limitações para os usos de FISH / IF co-análises que estão relacionados à escolha de anticorpos e disponibilidade. A otimização da melhor combinação de anticorpos primários e secundários, e suas concentrações, vai levar tempo para otimizar (ver Tabela 1 e 2). Os anticorpos produzidos a partir de hibridomas ou produzidos por grandes empresas podem ter concentrações que variam em qualquer lugar de 1:2 a 1:2000, mas não se esqueça de seguir as orientações fornecidas pelo fabricante para obter melhores resultados. O hospedeiro no qual o anticorpo é produzido também deve ser tomado em consideração. Ovelhas mistura com anticorpos de cabra também deve ser evitado em anticorpos primário e secundário como esta combinação resulta em fundo elevado, devido ao reconhecimento de espécies cruzadas (dados não mostrados). Para Alexa-Fluor secondaanticorpos ry, a concentração pode ser usado em 1:500 para quase qualquer anticorpo no conjunto. O outro inconveniente para FISH / se o co-análises como descrito neste relatório é que capta o RNA no seu local no estado estacionário, após as células foram fixadas e permeabilizadas usando paraformaldeído e detergente (Figura 1). No entanto, o RNA de imagem em células vivas foi conseguida através de uma variedade de meios 20-22, na maioria utilizando variações dos genomas virais de ARN que são marcados por proteínas fluorescentes, tais como GFP. No entanto, os meios adicionais para identificar a localização de RNA em células vivas continuar a superfície. Estes novos métodos envolvem o RNA de marcação por meio de espinafre 23, SNAP 24, ou MTRIP 2. Estas técnicas também sofrem de algumas desvantagens, incluindo o requisito para permeabilizar as células antes de adicionar substratos ou que uma porção deve ser concebida para marcar o mRNA a fim detectar o mRNA por microscopia. Com efeito, a maior advantage de análises de FISH descritas neste relatório reside no facto de que o RNA nativa é inalterado levando a os resultados mais fisiologicamente relevantes.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentários </td></tr><tr><td> Lamínulas 18mm </td><td> VWR </td><td> 48380 046 </td><td></td></tr><tr><td> 16% de paraformaldeído </td><td> JT Baker </td><td> S898-07 </td><td> Para fazer com que 4%: Dissolver 20 g em 1XDPBS 500mL a 60 ° C com 5 gotas de NaOH. pH para 7,2 fora do calor e armazenar a -20 ° C. Não exceda os 70 ° C! </td></tr><tr><td> Triton-X </td><td> OmniPur </td><td> 9400 </td><td></td></tr><tr><td> Micro Eluir Kit Gel Extraction </td><td> Roche </td><td> D6294-02 </td><td></td></tr><tr><td> DIG RNA Rotulagem Mix </td><td> Roche </td><td> 11277073910 </td><td></td></tr><tr><td> Transcrição T7 RNA Polimerase </td><td> Invitrogen </td><td> 18033-019 </td&gt; <td></td></tr><tr><td> Rápidos Colunas de Spin </td><td> Roche </td><td> 11814427001 </td><td></td></tr><tr><td> DNase I </td><td> Invitrogen </td><td> 18047-019 </td><td></td></tr><tr><td> DPBS 1X </td><td> Gibco </td><td> 14190-250 </td><td></td></tr><tr><td> Formamida </td><td> EMD </td><td> FX0420-8 </td><td></td></tr><tr><td> tRNA </td><td> Invitrogen </td><td> 15401-021 </td><td></td></tr><tr><td> RNase OUT </td><td> Invitrogen </td><td> 10777-019 </td><td></td></tr><tr><td> Fluorescent Antibody Enhancer Conjunto para Detecção DIG # 4 (solução de bloqueio) </td><td> Roche </td><td> 1768506 </td><td></td></tr><tr><td> Alexa Fluor anticorpos secundários </td><td> Invitrogen </td><td> Consulte a Tabela 2 </td><td></td></tr><tr><td> Forno de hibridação </td><td> Boekel Scicientífico </td><td> Modelo 24100 </td><td></td></tr><tr><td> Microslides </td><td> VWR </td><td> 48300-047 </td><td></td></tr><tr><td> Immunomount </td><td> Thermoscientific </td><td> 9990402 </td><td></td></tr></tbody></table> Tabela 1. Identificação de reagentes específicos e equipamentos <table border="1"><tbody><tr><td> Espécie de anti-DIG anticorpo (diluição; empresa número de catálogo) </td><td> Cores </td><td> Alexa Fluor utilizado (1:500) </td></tr><tr><td rowspan="3"> Rato (1:500; Sigma, B7405) </td><td> verde </td><td> Alexa Fluor 488 burro anti-rato (Invitrogen, A21202) </td></tr><tr><td> vermelho </td><td> Alexa Fluor 594 burro anti-rato (Invitrogen, A21203) </td></tr><tr><td> azul </td><td> Alexa Fluor 647 burro anti-rato (Invitrogen, A31571) </td></tr><tr><td rowspan="3"> Sheep (1:200; Roche, 11376623) </td><td> verde </td><td> Alexa Fluor 488 burro anti-ovelha (Invitrogen, A11015) </td></tr><tr><td> vermelho </td><td> Alexa Fluor 594 burro anti-ovelha (Invitrogen, A11016) </td></tr><tr><td> azul </td><td> Alexa Fluor 647 burro anti-ovelha (Invitrogen, A21448) </td></tr></tbody></table> Tabela 2. Combinações de anticorpos secundários e DIG-anti listados com números de catálogo e concentrações.

detection of viral rna by fluorescence in situ hybridization (fish)

Os vírus que infectam células provocam alterações específicas para as funções celulares normais que servem para desviar a energia e recursos para a replicação viral. Muitos aspectos da função da célula hospedeira são comandados por vírus, geralmente por a expressão de produtos de genes virais que proteínas do hospedeiro recrutam celulares e máquinas. Além disso, os vírus engenheiro organelas de membrana específicos ou de marcas sobre a vesículas celulares e proteínas de motor para alvejar regiões da célula (durante a infecção de novo, vírus cooptar proteínas motor molecular para alvejar o núcleo, mais tarde, durante a montagem do vírus, eles irão sequestrar celular máquinas que ajudarão na montagem de vírus). Menos é entendido sobre a forma como os vírus, em particular aqueles com genoma de RNA, coordenar o tráfico intracelular de proteínas e componentes de ARN e como eles atingir a montagem de partículas infecciosas em loci específicos na célula. O estudo de localização de RNA começou em trabalhos anteriores. Desenvolver menor EM eucarióticasbryos e células neuronais, desde a informação biológica importante, e também ressaltou a importância da localização RNA na programação de cascatas de expressão gênica. O estudo em outros organismos e sistemas celulares rendeu informações importantes semelhante. Vírus são parasitas obrigatórios e devem utilizar suas células hospedeiras para replicar. Assim, é crítico para compreender como os vírus de RNA dirigir genomas seu RNA a partir do núcleo, através do poro nuclear, através do citoplasma e em que um dos seus destinos finais, em partículas progenitura do vírus 1. FISH serve como uma ferramenta útil para identificar mudanças de estado estacionário localização do RNA viral. Quando combinado com imunofluorescência (IF) análise 22, FISH / IF co-análises irá fornecer informações sobre a co-localização de proteínas com o RNA viral 3. Esta análise, portanto, fornece um bom ponto de partida para testar a RNA-proteína interações, bioquímica ou outro biofísicotestes de 4,5, já que co-localização, por si só não é evidência suficiente para ter a certeza de uma interação. Ao estudar a localização de RNA viral utilizando um método como este, abundante informação foi obtida em ambos os virais e celulares eventos tráfico de RNA 6. Por exemplo, o HIV-1 produz RNA no núcleo de células infectadas mas o RNA é apenas traduzida no citoplasma. Quando uma proteína viral chave está ausente (Ap) 7, FISH do RNA viral revelou que o bloco para a replicação virai é devido à retenção de HIV-1 RNA genómico no núcleo 8. Aqui, apresentamos o método de análise visual de virais RNA genômica in situ. O método faz uso de uma sonda de RNA etiquetado. Esta sonda foi projetada para ser complementar ao RNA genômico viral. Durante a síntese in vitro do RNA antisense da sonda, o ribonucleótido que é modificado com digoxigenina (DIG) está incluído em um in vitro transcription reacção. Uma vez que a sonda tem hibridado com o mRNA alvo nas células, as etapas subsequentes de anticorpos de rotulagem (Figura 1) irá revelar a localização do mRNA, bem como proteínas de interesse ao realizar FISH / IF.

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Detection of Viral RNA by Fluorescence in situ Hybridization FISH

Um fluorescência<em&gt; In situ</em&gt; Hibridação método (FISH) foi desenvolvido para detectar visualmente virais RNA genómico usando microscopia de fluorescência. Uma sonda é feita com especificidade para o RNA viral que pode então ser identificados usando uma combinação de hibridação e técnicas de imunofluorescência. Esta técnica oferece a vantagem de identificar a localização do RNA viral ou DNA no estado estacionário, fornecendo informações sobre o controle de eventos intracelulares tráfico de vírus.

Detecção de RNA viral por fluorescência<em&gt; In situ</em&gt; Hybridization (FISH)

Viruses  that infect cells elicit specific changes to normal cell functions which serve  to divert energy and resources for viral replication. Many ...

detection-of-viral-rna-by-fluorescence-in-situ-hybridization-fish

Research

JoVE Journal

Biology

Detection of Viral RNA by Fluorescence in situ Hybridization (FISH)

38.4K visualizações.  Sir Mortimer B. Davis Jewish General Hospital. Um fluorescência In situ Hibridação método (FISH) foi desenvolvido para detectar visualmente virais RNA genómico usando microscopia de fluorescência. Uma sonda é feita com especificidade para o RNA viral que pode então ser identificados usando uma combinação de hibridação e técnicas de imunofluorescência. Esta técnica oferece a vantagem de identificar a localização do RNA viral ou DNA no estado estacionário, fornecendo informações sobre ...

Vídeo: Detection of Viral RNA by Fluorescence in situ Hybridization FISH

Fluorescence in situ hybridization (FISH) Protocol in Human Sperm

Aneuploidies are the most frequent chromosomal abnormalities in humans. Most of these abnormalities result from meiotic errors during the gametogenic process in the parents. In human males, these errors can lead to the production of spermatozoa with numerical chromosome abnormalities which represent an increased risk of transmitting these anomalies to the offspring.
For this reason, the technique of fluorescence in situ hybridization (FISH) on sperm nuclei has become a protocol widely incorporated in the context of clinical diagnosis. This practice provides an estimate of the frequencies of numerical chromosome abnormalities in the gametes of the patients that seek for genetic reproductive advice.
To date, the chromosomes most frequently included in sperm FISH analysis are chromosomes X, Y, 13, 18 and 21.
This video-article describes, step by step, how to process and fix a human semen sample, how to decondense and denature the sperm chromatin, how to proceed to obtain sperm FISH preparations, and how to visualize the results at the microscope. Special remarks of the most relevant steps are given to achieve the best results.

Fluorescence in situ hybridization FISH Protocol in Human Sperm

This video-article describes, step by step, how to process a semen sample to achieve good-quality fluorescence in situ hybridization on human spermatozoa. Preparations obtained can be used for aneuploidy screening in the context of clinical diagnosis.

Fluorescência In situ Hybridization (FISH) Protocolo no esperma humano

Aneuploidies are the most frequent chromosomal abnormalities in humans. Most of these abnormalities result from meiotic errors during the gametogenic ...

Biologia

In vitro Transcription and Capping of Gaussia Luciferase mRNA Followed by HeLa Cell Transfection

In vitro transcription is the synthesis of RNA transcripts by RNA polymerase from a linear DNA template containing the corresponding promoter sequence (T7, T3, SP6) and the gene to be transcribed (Figure 1A). A typical transcription reaction consists of the template DNA, RNA polymerase, ribonucleotide triphosphates, RNase inhibitor and buffer containing Mg2+ ions.
Large amounts of high quality RNA are often required for a variety of applications. Use of in vitro transcription has been reported for RNA structure and function studies such as splicing1, RNAi experiments in mammalian cells2, antisense RNA amplification by the "Eberwine method"3, microarray analysis4 and for RNA vaccine studies5. The technique can also be used for producing radiolabeled and dye labeled probes6. Warren, et al. recently reported reprogramming of human cells by transfection with in vitro transcribed capped RNA7. The T7 High Yield RNA Synthesis Kit from New England Biolabs has been designed to synthesize up to 180 &mu;g RNA per 20 &mu;l reaction. RNA of length up to 10kb has been successfully transcribed using this kit. Linearized plasmid DNA, PCR products and synthetic DNA oligonucleotides can be used as templates for transcription as long as they have the T7 promoter sequence upstream of the gene to be transcribed.
Addition of a 5' end cap structure to the RNA is an important process in eukaryotes. It is essential for RNA stability8, efficient translation9, nuclear transport10 and splicing11. The process involves addition of a 7-methylguanosine cap at the 5' triphosphate end of the RNA. RNA capping can be carried out post-transcriptionally using capping enzymes or co-transcriptionally using cap analogs. In the enzymatic method, the mRNA is capped using the Vaccinia virus capping enzyme12,13. The enzyme adds on a 7-methylguanosine cap at the 5' end of the RNA using GTP and S-adenosyl methionine as donors (cap 0 structure). Both methods yield functionally active capped RNA suitable for transfection or other applications14 such as generating viral genomic RNA for reverse-genetic systems15 and crystallographic studies of cap binding proteins such as eIF4E16.
In the method described below, the T7 High Yield RNA Synthesis Kit from NEB is used to synthesize capped and uncapped RNA transcripts of Gaussia luciferase (GLuc) and Cypridina luciferase (CLuc). A portion of the uncapped GLuc RNA is capped using the Vaccinia Capping System (NEB). A linearized plasmid containing the GLuc or CLuc gene and T7 promoter is used as the template DNA. The transcribed RNA is transfected into HeLa cells and cell culture supernatants are assayed for luciferase activity. Capped CLuc RNA is used as the internal control to normalize GLuc expression.

In vitro Transcription and Capping of Gaussia Luciferase mRNA Followed by HeLa Cell Transfection

This method describes high yield in vitro synthesis of both capped and uncapped mRNA from a linearized plasmid containing the Gaussia luciferase (GLuc) gene. The RNA is purified and a fraction of the uncapped RNA is enzymatically capped using the Vaccinia virus capping enzyme. In the final step, the mRNA is transfected into HeLa cells and cell culture supernatants are assayed for luciferase activity.

Transcrição in vitro e nivelamento de Gaussia mRNA luciferase Seguido por HeLa transfecção celular

In vitro transcription is the synthesis of RNA transcripts by RNA polymerase from a linear DNA template containing the corresponding promoter sequence ...

Analysis of Single-cell Gene Transcription by RNA Fluorescent In Situ Hybridization (FISH)

Adhesion of Plasmodium falciparum infected erythrocytes (IE) to human endothelial receptors during malaria infections is mediated by expression of PfEMP1 protein variants encoded by the var genes.
The haploid P. falciparum genome harbors approximately 60 different var genes of which only one has been believed to be transcribed per cell at a time during the blood stage of the infection. How such mutually exclusive regulation of var gene transcription is achieved is unclear, as is the identification of individual var genes or sub-groups of var genes associated with different receptors and the consequence of differential binding on the clinical outcome of P. falciparum infections. Recently, the mutually exclusive transcription paradigm has been called into doubt by transcription assays based on individual P. falciparum transcript identification in single infected erythrocytic cells using RNA fluorescent in situ hybridization (FISH) analysis of var gene transcription by the parasite in individual nuclei of P. falciparum IE1.
Here, we present a detailed protocol for carrying out the RNA-FISH methodology for analysis of var gene transcription in single-nuclei of P. falciparum infected human erythrocytes. The method is based on the use of digoxigenin- and biotin- labeled antisense RNA probes using the TSA Plus Fluorescence Palette System2 (Perkin Elmer), microscopic analyses and freshly selected P. falciparum IE. The in situ hybridization method can be used to monitor transcription and regulation of a variety of genes expressed during the different stages of the P. falciparum life cycle and is adaptable to other malaria parasite species and other organisms and cell types.

Analysis of Single-cell Gene Transcription by RNA Fluorescent In Situ Hybridization FISH

Fluorescent in situ hybridization (FISH) to identify mRNA transcripts in individual cells allows analysis of polygenic activity such as the simultaneous transcription of more than one member of the var multigene family in Plasmodium falciparum infected erythrocytes 1. The technique is adaptable and can be used on different types of genes, cells and organisms.

Análise de uma única célula de transcrição do gene pela RNA Fluorescente<em&gt; In Situ</em&gt; A hibridização (FISH)

Adhesion of Plasmodium falciparum infected erythrocytes (IE) to human endothelial receptors during malaria infections is mediated by expression of PfEMP1 ...

Whole Mount RNA Fluorescent in situ Hybridization of Drosophila Embryos

Assessing the expression pattern of a gene, as well as the subcellular localization properties of its transcribed RNA, are key features for understanding its biological function during development. RNA in situ hybridization (RNA-ISH) is a powerful method used for visualizing RNA distribution properties, be it at the organismal, cellular or subcellular levels 1. RNA-ISH is based on the hybridization of a labeled nucleic acid probe (e.g. antisense RNA, oligonucleotides) complementary to the sequence of an mRNA or a non-coding RNA target of interest 2. As the procedure requires primary sequence information alone to generate sequence-specific probes, it can be universally applied to a broad range of organisms and tissue specimens 3. Indeed, a number of large-scale ISH studies have been implemented to document gene expression and RNA localization dynamics in various model organisms, which has led to the establishment of important community resources 4-11. While a variety of probe labeling and detection strategies have been developed over the years, the combined usage of fluorescently-labeled detection reagents and enzymatic signal amplification steps offer significant enhancements in the sensitivity and resolution of the procedure 12. Here, we describe an optimized fluorescent in situ hybridization method (FISH) employing tyramide signal amplification (TSA) to visualize RNA expression and localization dynamics in staged Drosophila embryos. The procedure is carried out in 96-well PCR plate format, which greatly facilitates the simultaneous processing of large numbers of samples.

Whole Mount RNA Fluorescent in situ Hybridization of Drosophila Embryos

Here we describe a whole-mount fluorescent in situ hybridization (FISH) protocol for determining the expression and localization properties of RNAs expressed during embryogenesis in the fruit fly, Drosophila melanogaster.

Todo o Monte RNA Fluorescente<em&gt; In situ</em&gt; A hibridação de<em&gt; Drosophila</em&gt; Embriões

Assessing  the expression pattern of a gene, as well as the subcellular localization  properties of its transcribed RNA, are key features for ...

RNA In situ Hybridization in Whole Mount Embryos and Cell Histology Adapted for Marine Elasmobranchs

Marine elasmobranchs are valued animal models for biomedical and genomic studies as they are the most primitive vertebrates to have adaptive immunity and have unique mechanisms for osmoregulation 1-3. As the most primitive living jawed-vertebrates with paired appendages, elasmobranchs are an evolutionarily important model, especially for studies in evolution and development. Marine elasmobranchs have also been used to study aquatic toxicology and stress physiology in relationship to climate change 4. Thus, development and adaptation of methodologies is needed to facilitate and expand the use of these primitive vertebrates to multiple biological disciplines. Here I present the successful adaptation of RNA whole mount in situ hybridization and histological techniques to study gene expression and cell histology in elasmobranchs.
Monitoring gene expression is a hallmark tool of developmental biologists, and is widely used to investigate developmental processes 5. RNA whole mount in situ hybridization allows for the visualization and localization of specific gene transcripts in tissues of the developing embryo. The expression pattern of a gene's message can provide insight into what developmental processes and cell fate decisions a gene may control. By comparing the expression pattern of a gene at different developmental stages, insight can be gained into how the role of a gene changes during development.
While whole mount in situ's provides a means to localize gene expression to tissue, histological techniques allow for the identification of differentiated cell types and tissues. Histological stains have varied functions. General stains are used to highlight cell morphology, for example hematoxylin and eosin for general staining of nuclei and cytoplasm, respectively. Other stains can highlight specific cell types. For example, the alcian blue stain reported in this paper is a widely used cationic stain to identify mucosaccharides. Staining of the digestive tract with alcian blue can identify the distribution of goblet cells that produce mucosaccharides. Variations in mucosaccharide constituents on short peptides distinguish goblet cells by function within the digestive tract 6. By using RNA whole mount in situ's and histochemical methods concurrently, cell fate decisions can be linked to gene-specific expression.
Although RNA in situ's and histochemistry are widely used by researchers, their adaptation and use in marine elasmobranchs have met limited and varied success. Here I present protocols developed for elasmobranchs and used on a regular basis in my laboratory. Although further modification of the RNA in situ's hybridization method may be needed to adapt to different species, the protocols described here provide a strong starting point for researchers wanting to adapt the use of marine elasmobranchs to their scientific inquiries.

RNA In situ Hybridization in Whole Mount Embryos and Cell Histology Adapted for Marine Elasmobranchs

By combining methods for RNA whole mount in situ hybridization and histology, gene expression can be linked with cell fate decisions in the developing embryo. These methods have been adapted to marine elasmobranchs and facilitate the use of these animals as model organisms for biomedical, toxicology and comparative studies.

RNA<em&gt; Em situ</em&gt; Hibridação em embriões de Mount inteiros e histologia de células Adaptado para Elasmobrânquios Marinhos

Marine  elasmobranchs are valued animal models for biomedical and genomic studies as  they are the most primitive vertebrates to have adaptive immunity ...

Visualization and Analysis of mRNA Molecules Using Fluorescence In Situ Hybridization in Saccharomyces cerevisiae

The Fluorescence in situ Hybridization (FISH) method allows one to detect nucleic acids in the native cellular environment. Here we provide a protocol for using FISH to quantify the number of mRNAs in single yeast cells. Cells can be grown in any condition of interest and then fixed and made permeable. Subsequently, multiple single-stranded deoxyoligonucleotides conjugated to fluorescent dyes are used to label and visualize mRNAs. Diffraction-limited fluorescence from single mRNA molecules is quantified using a spot-detection algorithm to identify and count the number of mRNAs per cell. While the more standard quantification methods of northern blots, RT-PCR and gene expression microarrays provide information on average mRNAs in the bulk population, FISH facilitates both the counting and localization of these mRNAs in single cells at single-molecule resolution.

Visualization and Analysis of mRNA Molecules Using Fluorescence In Situ Hybridization in Saccharomyces cerevisiae

This protocol describes an experimental procedure for performing Fluorescence in situ Hybridization (FISH) for counting mRNAs in single cells at single-molecule resolution.

Visualização e análise de moléculas de mRNA Usando Fluorescência<em&gt; In Situ</em&gt; A hibridação em<em&gt; Saccharomyces cerevisiae</em

The Fluorescence in situ Hybridization (FISH) method allows one to detect nucleic acids in the native cellular environment. Here we provide a protocol for ...

Combined DNA-RNA Fluorescent In situ Hybridization (FISH) to Study X Chromosome Inactivation in Differentiated Female Mouse Embryonic Stem Cells

Fluorescent in situ hybridization (FISH) is a molecular technique which enables the detection of nucleic acids in cells. DNA FISH is often used in cytogenetics and cancer diagnostics, and can detect aberrations of the genome, which often has important clinical implications. RNA FISH can be used to detect RNA molecules in cells and has provided important insights in regulation of gene expression. Combining DNA and RNA FISH within the same cell is technically challenging, as conditions suitable for DNA FISH might be too harsh for fragile, single stranded RNA molecules. We here present an easily applicable protocol which enables the combined, simultaneous detection of Xist RNA and DNA encoded by the X chromosomes. This combined DNA-RNA FISH protocol can likely be applied to other systems where both RNA and DNA need to be detected.

Combined DNA-RNA Fluorescent In situ Hybridization FISH to Study X Chromosome Inactivation in Differentiated Female Mouse Embryonic Stem Cells

Fluorescent in situ hybridization (FISH) allows the detection of nucleic acids in their native environment within cells. We here describe a protocol for the combined, simultaneous detection of RNA and DNA by means of FISH, which can be used to study X chromosome inactivation in mouse embryonic stem cells.

DNA-RNA combinado fluorescente<em&gt; Em situ</em&gt; A hibridização (FISH) para estudar inativação do cromossomo X em Diferenciada Feminino Rato Células-Tronco Embrionárias

Fluorescent in situ hybridization (FISH) is a molecular technique which enables the detection of nucleic acids in cells. DNA FISH is often used in ...

Quick Fluorescent In Situ Hybridization Protocol for Xist RNA Combined with Immunofluorescence of Histone Modification in X-chromosome Inactivation

Combining RNA fluorescent in situ hybridization (FISH) with immunofluorescence (immuno-FISH) creates a technique that can be employed at the single cell level to detect the spatial dynamics of RNA localization with simultaneous insight into the localization of proteins, epigenetic modifications and other details which can be highlighted by immunofluorescence. X-chromosome inactivation is a paradigm for long non-coding RNA (lncRNA)-mediated gene silencing. X-inactive specific transcript (Xist) lncRNA accumulation (called an Xist cloud) on one of the two X-chromosomes in mammalian females is a critical step to initiate X-chromosome inactivation. Xist RNA directly or indirectly interacts with various chromatin-modifying enzymes and introduces distinct epigenetic landscapes to the inactive X-chromosome (Xi). One known epigenetic hallmark of the Xi is the Histone H3 trimethyl-lysine 27 (H3K27me3) modification. Here, we describe a simple and quick immuno-FISH protocol for detecting Xist RNA using RNA FISH with multiple oligonucleotide probes coupled with immunofluorescence of H3K27me3 to examine the localization of Xist RNA and associated epigenetic modifications. Using oligonucleotide probes results in a shorter incubation time and more sensitive detection of Xist RNA compared to in vitro transcribed RNA probes (riboprobes). This protocol provides a powerful tool for understanding the dynamics of lncRNAs and its associated epigenetic modification, chromatin structure, nuclear organization and transcriptional regulation.

Quick Fluorescent In Situ Hybridization Protocol for Xist RNA Combined with Immunofluorescence of Histone Modification in X-chromosome Inactivation

We developed an easily customized strand-specific fluorescent in situ hybridization (FISH) protocol combined with immunofluorescence. This allows for a detailed examination of RNA dynamics with simultaneous insight into the chromatin structure, nuclear organization, and transcriptional regulation at the single cell level.

Fluorescent Rápida<em&gt; In Situ</em&gt; Protocolo de hibridação para Xist RNA combinado com imunofluorescência de Histone Modificação na inativação do cromossomo X

Combining RNA fluorescent in situ hybridization (FISH) with immunofluorescence (immuno-FISH) creates a technique that can be employed at the single cell ...

Simple Method for Fluorescence DNA In Situ Hybridization to Squashed Chromosomes

DNA in situ hybridization (DNA ISH) is a commonly used method for mapping sequences to specific chromosome regions. This approach is particularly effective at mapping highly repetitive sequences to heterochromatic regions, where computational approaches face prohibitive challenges. Here we describe a streamlined protocol for DNA ISH that circumvents formamide washes that are standard steps in other DNA ISH protocols. Our protocol is optimized for hybridization with short single strand DNA probes that carry fluorescent dyes, which effectively mark repetitive DNA sequences within heterochromatic chromosomal regions across a number of different insect tissue types. However, applications may be extended to use with larger probes and visualization of single copy (non-repetitive) DNA sequences. We demonstrate this method by mapping several different repetitive sequences to squashed chromosomes from Drosophila melanogaster neural cells and Nasonia vitripennis spermatocytes. We show hybridization patterns for both small, commercially synthesized probes and for a larger probe for comparison. This procedure uses simple laboratory supplies and reagents, and is ideal for investigators who have little experience with performing DNA ISH.

Simple Method for Fluorescence DNA In Situ Hybridization to Squashed Chromosomes

Here, we present a simple method for performing fluorescence DNA in situ hybridization (DNA ISH) to visualize repetitive heterochromatic sequences on slide-mounted chromosomes. The method requires minimal reagents and it is versatile for use with short or long probes, different tissues, and detection with fluorescence or non-fluorescence-based signals.

Método simples para DNA de Fluorescência<em&gt; In Situ</em&gt; A hibridação com Cromossomos Squashed

DNA in situ hybridization (DNA ISH) is a commonly used method for mapping sequences to specific chromosome regions. This approach is particularly ...

Detection of RNA-binding Proteins by In Vitro RNA Pull-down in Adipocyte Culture

RNA-binding proteins (RBPs) are emerging as a regulatory layer in the development and function of adipose. RBPs play a key role in the gene expression regulation at posttranscriptional levels by affecting the stability and translational efficiency of target mRNAs. RNA pull-down technique has been widely used to study RNA-protein interaction, which is necessary to elucidate the mechanism underlying RBPs&#39; as well as long non-coding RNAs&#39; (lncRNAs) function. However, the high lipid abundance in adipocytes poses a technical challenge in conducting this experiment. Here a detailed RNA pull-down protocol is optimized for primary adipocyte culture. An RNA fragment from androgen receptor&#39;s (AR) 3&#39; untranslated region (3&#39;UTR) containing an adenylate-uridylate-rich elementwas used as an example to demonstrate how to retrieve its RBP partner, HuR protein, from adipocyte lystate. The method described here can be applied to detect the interactions between RBPs and noncoding RNAs, as well as between RBPs and coding RNAs.

Detection of RNA-binding Proteins by In Vitro RNA Pull-down in Adipocyte Culture

An RNA pull-down protocol is optimized here for detection of interactions between RNA-binding proteins (RBPs) and noncoding as well as coding RNAs. An RNA fragment from androgen receptor (AR) was used as an example to demonstrate how to retrieve its RBP from lystate of primary brown adipocytes.

Detecção de proteínas de ligação a ARN pela<em&gt; In Vitro</em&gt; RNA Pull-down em Cultura adipócito

RNA-binding proteins (RBPs) are emerging as a regulatory layer in the development and function of adipose. RBPs play a key role in the gene expression ...