Name: ensemble force spectroscopy by shear forces
Uploaded: 2022-07-26T13:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Ensemble Force Spectroscopy by Shear Forces at JoVE.com

Dit onderzoekswerk werd ondersteund door de National Science Foundation [CBET-1904921] en de National Institutes of Health [NIH R01CA236350] aan H.M.

OPMERKING: Alle buffers en de chemische reagentia die in dit protocol worden gebruikt, worden vermeld in de tabel Materialen.
1. Voorbereiding van de schuifkrachtmicroscoop
OPMERKING: De schuifkrachtmicroscoop bestaat uit twee delen, een reactie-eenheid (homogenisator) en een detectie-eenheid (fluorescentiemicroscoop). De vergroting van het oculair is 10x en de vergroting van de objectieflens (lucht) is 4x.
<ol><li>Monteer de homo...

<ol>
	<li>Neuman, K. C., Nagy, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-molecule+force+spectroscopy:+Optical+tweezers,+magnetic+tweezers+and+atomic+force+microscopy.">Single-molecule force spectroscopy: Optical tweezers, magnetic tweezers and atomic force microscopy.</a> Nature Methods. 5 (6), 491-505 (2008).</li><li>Woodside, M. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nanomechanical+measurements+of+the+sequence-dependent+folding+landscapes+of+single+nucleic+acid+hairpins.">Nanomechanical measurements of the sequence-dependent folding landscapes of single nucleic acid hairpins.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (16), 6190-6195 (2006).</li><li>Grandbois, M., Beyer, M., Rief, M., Clausen-Schaumann, H., Gaub, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+strong+is+a+covalent+bond.">How strong is a covalent bond.</a> Science. 283 (5408), 1727-1730 (1999).</li><li>Strick, T. R., Allemand, J. F., Bensimon, D., Croquette, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavior+of+supercoiled+DNA.">Behavior of supercoiled DNA.</a> Biophysical Journal. 74 (4), 2016-2028 (1998).</li><li>Yang, D., Ward, A., Halvorsen, K., Wong, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiplexed+single-molecule+force+spectroscopy+using+a+centrifuge.">Multiplexed single-molecule force spectroscopy using a centrifuge.</a> Nature Communications. 7, 11026 (2016).</li><li>Su, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-responsive+polymer+particles+as+force+clamps+for+the+mechanical+unfolding+of+target+molecules.">Light-responsive polymer particles as force clamps for the mechanical unfolding of target molecules.</a> Nano Letters. 18 (4), 2630-2636 (2018).</li><li>Kirkness, M. W. H., Forde, N. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-molecule+assay+for+proteolytic+susceptibility:+Force-induced+collagen+destabilization.">Single-molecule assay for proteolytic susceptibility: Force-induced collagen destabilization.</a> Biophysical Journal. 114 (3), 570-576 (2018).</li><li>Astumian, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thermodynamics+and+kinetics+of+molecular+motors.">Thermodynamics and kinetics of molecular motors.</a> Biophysical Journal. 98 (11), 2401-2409 (2010).</li><li>Bekard, I. B., Asimakis, P., Bertolini, J., Dunstan, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+shear+flow+on+protein+structure+and+function.">The effects of shear flow on protein structure and function.</a> Biopolymers. 95 (11), 733-745 (2011).</li><li>Chistiakov, D. A., Orekhov, A. N., Bobryshev, Y. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+shear+stress+on+endothelial+cells:+go+with+the+flow.">Effects of shear stress on endothelial cells: go with the flow.</a> Acta Physiologica. 219 (2), 382-408 (2017).</li><li>Hu, C., Jonchhe, S., Pokhrel, P., Karna, D., Mao, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+unfolding+of+ensemble+biomolecular+structures+by+shear+force.">Mechanical unfolding of ensemble biomolecular structures by shear force.</a> Chemical Science. 12 (30), 10159-10164 (2021).</li><li>Sedghi Masoud, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+interactions+between+telomeric+i-motif+DNA+and+a+cyclic+tetraoxazole+compound.">Analysis of interactions between telomeric i-motif DNA and a cyclic tetraoxazole compound.</a> ChemBioChem. 19 (21), 2268-2272 (2018).</li><li>Abraham Punnoose, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adaptive+and+specific+recognition+of+telomeric+G-quadruplexes+via+polyvalency+induced+unstacking+of+binding+units.">Adaptive and specific recognition of telomeric G-quadruplexes via polyvalency induced unstacking of binding units.</a> Journal of the American Chemical Society. 139 (22), 7476-7484 (2017).</li><li>Dhakal, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coexistence+of+an+ILPR+i-motif+and+a+partially+folded+structure+with+comparable+mechanical+stability+revealed+at+the+single-molecule+level.">Coexistence of an ILPR i-motif and a partially folded structure with comparable mechanical stability revealed at the single-molecule level.</a> Journal of the American Chemical Society. 132 (26), 8991-8997 (2010).</li><li>Hu, C., Tahir, R., Mao, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-molecule+mechanochemical+sensing.">Single-molecule mechanochemical sensing.</a> Accounts of Chemical Research. 55 (9), 1214-1225 (2022).</li></ol>

Het protocol dat in dit manuscript wordt beschreven, maakt real-time onderzoek mogelijk van de ontvouwing van een ensembleset van biomoleculaire structuren door schuifkracht. De hier gepresenteerde resultaten onderstrepen dat DNA i-motiefstructuren kunnen worden ontvouwd door schuifkracht. Het ontvouwen van het ligandgebonden i-motief en de schuifkracht-aangedreven klikreacties waren proof-of-concept toepassingen voor deze ensemblekrachtspectroscopiemethode.
Figuur 1</stro...

In single-molecule force spectroscopy1 (SMFS) zijn de mechanische eigenschappen van individuele moleculaire structuren bestudeerd door geavanceerde instrumenten zoals de atoomkrachtmicroscoop, optische pincetten en magnetisch pincetten 2,3,4. Beperkt door dezelfde directionaliteitseis van de moleculen in de krachtgenererende/detecterende opstellingen of het kleine gezichtsveld in een magnetisch pincet en de miniatuurcentrifugekrachtmicroscoop (MCF)5,6,7,8, kan slechts een beperkt aantal moleculen tegelijkertijd worden onderzocht met behulp van SMFS. De lage doorvoer van SMFS verhindert de brede toepassing ervan in het moleculaire herkenningsveld, wat de betrokkenheid van een grote set moleculen vereist.
Shear flow biedt een mogelijke oplossing om krachten toe te passen op een enorme set moleculen9. In een vloeistofstroom in een kanaal geldt: hoe dichter bij het kanaaloppervlak, hoe langzamer de stroomsnelheid10. Zo'n stroomsnelheidsgradiënt veroorzaakt schuifspanning die evenwijdig is aan het grensvlak. Wanneer een molecuul in deze afschuifstroom wordt geplaatst, heroriënteert het molecuul zich zodat de lange as uitlijnt met de stroomrichting, omdat de schuifkracht wordt uitgeoefend op de lange as11. Als gevolg van deze heroriëntatie wordt verwacht dat alle moleculen van hetzelfde type (grootte en lengte van de handgrepen) in dezelfde richting uitlijnen terwijl ze dezelfde schuifkracht ervaren.
Dit werk beschrijft een protocol om zo'n schuifstroom te gebruiken om schuifkracht uit te oefenen op een massieve set moleculaire structuren, zoals geïllustreerd door het DNA i-motief. In dit protocol wordt een schuifstroom gegenereerd tussen de rotor en de stator in een homogenisatorpunt. De huidige studie wees uit dat de gevouwen DNA i-motiefstructuur kon worden ontvouwd door schuifsnelheden van 9724-97245 s−1. Bovendien werd een dissociatieconstante van 36 μM gevonden tussen het L2H2-4OTD-ligand en het i-motief. Deze waarde komt overeen met die van 31 μM gemeten door de gelverschuivingstest12. Verder wordt de huidige techniek gebruikt om het i-motief te ontvouwen, dat het gechelateerde koper (I) kan blootstellen om een klikreactie te katalyseren. Dit protocol maakt het dus mogelijk om een grote set i-motiefstructuren met goedkope instrumenten in een redelijke tijd (korter dan 30 minuten) uit te vouwen. Aangezien de schuifkrachttechniek de doorvoer van de krachtspectroscopie drastisch verhoogt, noemen we deze techniek ensemblekrachtspectroscopie (EFS). Dit protocol heeft tot doel experimentele richtlijnen te geven om de toepassing van dit efs op basis van schuifkracht te vergemakkelijken.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>3K MWCO Amicon</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>ufc900324</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ascorbic acid</td>
			<td>VWR</td>
			<td>VWRC0143-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calfluor 488 azide</td>
			<td>Click Chemistry Tools</td>
			<td>1369-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CuCl</td>
			<td>Thermo&#160;</td>
			<td>ACRO270525000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dispersion tip</td>
			<td>Switzerland</td>
			<td>PT-DA07/2EC-B101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DNA oligos</td>
			<td>IDT</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dye</td>
			<td>IDT</td>
			<td>/5Cy5/</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescence microscope</td>
			<td>Janpan</td>
			<td>Nikon TE2000-U</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Homogenizer</td>
			<td>Switzerland</td>
			<td>PT 3100D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HPG</td>
			<td>Santa Cruz Biotechnology</td>
			<td>cs-295271</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>VWR</td>
			<td>VWRC26760.295</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MES</td>
			<td>VWR</td>
			<td>VWRCE169-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Quencher</td>
			<td>IDT</td>
			<td>/3IAbRQSp/</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TBTA</td>
			<td>Tokyo Chemical Industry</td>
			<td>T2993</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris</td>
			<td>VWR</td>
			<td>VWRCE133-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

ensemble force spectroscopy by shear forces

Single-molecule technieken op basis van fluorescentie en mechanochemische principes bieden superieure gevoeligheid in biologische detectie. Vanwege het gebrek aan hoge doorvoermogelijkheden is de toepassing van deze technieken echter beperkt in de biofysica. Ensemblekrachtspectroscopie (EFS) heeft een hoge doorvoer aangetoond bij het onderzoek van een enorme reeks moleculaire structuren door mechanochemische studies van individuele moleculen om te zetten in die van moleculaire ensembles. In dit protocol werden de secundaire DNA-structuren (i-motieven) ontvouwd in de schuifstroom tussen de rotor en stator van een homogenisatorpunt met schuifsnelheden tot 77796/s. De effecten van stroomsnelheden en moleculaire groottes op de schuifkrachten die het i-motief ervaart, werden aangetoond. De EFS-techniek onthulde ook de bindingsaffiniteit tussen DNA i-motieven en liganden. Bovendien hebben we een klikchemiereactie aangetoond die kan worden geactiveerd door schuifkracht (d.w.z. mechano-klikchemie). Deze resultaten stellen de effectiviteit vast van het gebruik van schuifkracht om de conformatie van moleculaire structuren te regelen.

Figuur 1 schetst de mechanische ontvouwing en real-time detectie van ensemblemoleculen in EFS. In figuur 1B werd waargenomen dat de fluorescentie-intensiteit van i-motif DNA toenam met de schuifsnelheid variërend van 9.724 s−1 tot 97.245 s−1 in een pH 5,5 MES-buffer. Als controle werd de fluorescentie-intensiteit niet verhoogd wanneer hetzelfde i-motief-DNA werd geschoren met een snelheid van 63.209 s−1 in...

Watch this Scientific Journal Video about Ensemble Force Spectroscopy by Shear Forces at JoVE.com

Ensemble Force Spectroscopy by Shear Forces

Ensemble force spectroscopy (EFS) is een robuuste techniek voor mechanische ontvouwing en real-time detectie van een ensemble set van biomoleculaire structuren in biofysische en biosensing velden.

Ensemble Force Spectroscopie door Shear Forces

Single-molecule techniques based on fluorescence and mechanochemical principles provide superior sensitivity in biological sensing. However, due to the ...

Dit protocol biedt een high throughput techniek om de intermoleculaire binding tussen DNA en liganden te bestuderen. Deze techniek heeft een hoge doorvoer aangetoond bij het onderzoek van massieve set biomoleculaire structuren. Het doet dit door de mechanische chemische eigenschappen van individuele moleculen om te zetten in die van moleculaire ensembles.Ik denk dat het een heel stap vooruit is, maar er zijn weinig kritische stappen. Bijvoorbeeld de uitlijning van microscoop, homogenisator en de reactiebuis. Deze drie dingen moeten perfect op elkaar zijn afgestemd om de verandering in fluorescentie nauwkeurig te volgen.Begin met het monteren van de homogenisator en de microscoop op een montagetafel. Nadat u een bril hebt gedragen, zet u de fluorescentiemicroscoop aan en past u vervolgens de homogenisator aan om ervoor te zorgen dat de excitatielichtstraal door het midden van de dispergeerpunt van de homogenisator gaat. Bereid vervolgens een reactiekamer met platte bodem voor die vijf centimeter hoog is en 1,5 bij 1,5 vierkante centimeter in doorsnede, zodat het geselecteerde kamermateriaal niet fluoresceert om de achtergrond te verminderen.Klem daarna de reactiekamer op het monsterstadium van de fluorescentiemicroscoop en pas vervolgens de kamer aan om de dispergeerpunt van de homogenisator vast te houden, zodat de punt zich iets boven het onderste oppervlak van de reactiekamer bevindt. Pas vervolgens de verticale positie van de homogenisator en de kamer samen aan om ervoor te zorgen dat de focus van de microscoop op het oppervlak van de dispergeerpunt ligt. Pas vervolgens de horizontale positie van de dispergeerpunt aan om ervoor te zorgen dat het detectiegebied tussen de rotor en de stater is ingesteld.Schakel de fluorescerende kanalen in, volgens de fluorescerende kleurstof die in het experiment is gebruikt. Vóór het hoge snelheidsschuifexperiment werd gedeïoniseerd water gebruikt om het scheren met een lage schuifsnelheid te testen. Bereid eerst een menselijk telomerisch i-motief-DNA gelabeld met een kleurstof en een quencher aan de twee uiteinden respectievelijk in gedeïoniseerd water zoals beschreven in het manuscript.Verdun vervolgens het DNA tot vijf micromolaire in 30 millimolaire MES-buffer bij pH 5,5 of pH 7,4. Voeg aan de DNA-oplossing ligand L2H24OTD" toe in een concentratiebereik van nul tot 60 micromolair en meng de oplossing voorzichtig gedurende 10 minuten om de i-motiefstructuren zonder licht te vouwen. Controleer en minimaliseer de achtergrondfluorescentie-intensiteit van de reactiekamer die is gevuld met gedeïoniseerd water met behulp van de fluorescerende microscoop zonder af te scheren.Stel vervolgens de parameters van de CCD-camera in met behulp van de software met belichtingstijd als 0,5 seconden, CCD-gevoeligheid van 1.600 en opnametijd gelijk aan 20 minuten. Voeg met een lange pipet de DNA-oplossing toe aan de lege en schone reactiekamer en bedek de reactiekamer met een zwarte doos. Start vervolgens de homogenisator om gedurende 20 minuten te scheren met een geselecteerde schuifsnelheid variërend van 9, 724 per seconde tot 97, 245 per seconde, met de CCD-camera ingeschakeld om de gegevens op te nemen.Verwijder na het experiment de kamer en was deze met gedeïoniseerd water. Bereid i-motief DNA en gedeïoniseerd water. Incubeer vervolgens 10 micromolair i-motief-DNA en 300 microliter 30 millimolar tris buffer aangevuld met 150 micromolelie koperchloride en 300 micromolair ascorbinezuur gedurende 10 minuten om de i-motiefstructuren te vouwen.Vervolgens ultra filtraat de oplossing met een ultrafiltratie-apparaat met een centrifugale kracht van 14, 300 keer G.Vul de oplossing aan tot ongeveer 500 microliter met 30 millimol tris-buffers aangevuld met 300 micromolaire ascorbinezuur na elke filtratie. Maak na het verzamelen van de restoplossing een laatste volume van 300 microliter door 30 millimol tris toe te voegen, aangevuld met 300 micromolaire ascorbinezuur samen met 20 micromolaire CalFluor 488 Azide, 20 micromolaire HPG en 10 micromolaire TBTA. Zodra de reagentia zijn toegevoegd, verplaatst u de oplossing naar de donkere kamer.Controleer en minimaliseer vervolgens de achtergrondfluorescentie-intensiteit van de reactiekamer gevuld met gedeïoniseerd water met behulp van de microscoop vóór de afschuifexperimenten. Voeg vervolgens de DNA-oplossing toe aan de lege reactiekamer met een lange pipet en start vervolgens het afschuiven van de homogenisator met een afschuifsnelheid van 63, 209 per seconde gedurende 20 minuten met de CCD-camera ingeschakeld. Verwijder na het experiment de kamer en was deze met gedeïoniseerd water.De fluorescentie-intensiteit van i-motif DNA werd waargenomen om toe te nemen met de enorme snelheid variërend van 9, 724 per seconde tot 97, 245 per seconde in een pH 5,5 MES-buffer. De fluorescentie-intensiteit werd echter niet verhoogd wanneer hetzelfde i-motief-DNA werd geschoren met een snelheid van 63.209 per seconde, omdat het niet vouwt bij pH 7,4 in MES-buffer. De ligandbinding aan de DNA i-motiefmoleculen die aan de pure stroom werden onderworpen, werd geëvalueerd, waaruit bleek dat de toename van de fluorescentie-intensiteit minder duidelijk werd met toenemende ligandconcentratie.De dissociatieconstante werd bepaald voor de interactie tussen het ligand en het i-motief en bleek 34 micromol te zijn. Het koperen i-motief werd uitgevouwen met een schuifsnelheid van 63, 209 per seconde, en de vrijgekomen koperen i-motief veroorzaakte de fluorgene klikreactie, wat resulteerde in een verhoogde fluorescentie-intensiteit in de loop van de tijd. Zorg er eerst voor dat het detectiegebied is ingesteld tussen rotor en de stater.Ten tweede, controleer en minimaliseer de fluorescentieachtergrond. En tot slot, zorg ervoor dat u de reactie filtert voordat u een klikreactie uitvoert. Deze methode opent een poort om de mechanische sterkte te verkennen, waarbij allerlei polymeren kunnen worden gevouwen en uitgevouwen.Het kunnen andere DNA-structuren, eiwitten of andere polymeren zijn, en hun interactie met andere soorten moleculen. Zoals gezegd kunnen verschillende andere macromoleculen met deze aanpak worden bestudeerd.

ensemble-force-spectroscopy-by-shear-forces

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Thermodynamics of Membrane Protein Folding Measured by Fluorescence Spectroscopy

Membrane protein folding is an emerging topic with both fundamental and health-related significance. The abundance of membrane proteins in cells underlies the need for comprehensive study of the folding of this ubiquitous family of proteins. Additionally, advances in our ability to characterize diseases associated with misfolded proteins have motivated significant experimental and theoretical efforts in the field of protein folding. Rapid progress in this important field is unfortunately hindered by the inherent challenges associated with membrane proteins and the complexity of the folding mechanism. Here, we outline an experimental procedure for measuring the thermodynamic property of the Gibbs free energy of unfolding in the absence of denaturant, &Delta;G&deg;H2O, for a representative integral membrane protein from E. coli. This protocol focuses on the application of fluorescence spectroscopy to determine equilibrium populations of folded and unfolded states as a function of denaturant concentration. Experimental considerations for the preparation of synthetic lipid vesicles as well as key steps in the data analysis procedure are highlighted. This technique is versatile and may be pursued with different types of denaturant, including temperature and pH, as well as in various folding environments of lipids and micelles. The current protocol is one that can be generalized to any membrane or soluble protein that meets the set of criteria discussed below.

This video article details the experimental procedure for obtaining the Gibbs free energy of membrane protein folding by tryptophan fluorescence.

Thermodynamica van membraaneiwit Folding Gemeten door fluorescentiespectroscopie

Membrane protein folding is an emerging topic with both fundamental and health-related significance.  The abundance of membrane proteins in cells ...

Bacterial Immobilization for Imaging by Atomic Force Microscopy

AFM is a high-resolution (nm scale) imaging tool that mechanically probes a surface. It has the ability to image cells and biomolecules, in a liquid environment, without the need to chemically treat the sample. In order to accomplish this goal, the sample must sufficiently adhere to the mounting surface to prevent removal by forces exerted by the scanning AFM cantilever tip. In many instances, successful imaging depends on immobilization of the sample to the mounting surface. Optimally, immobilization should be minimally invasive to the sample such that metabolic processes and functional attributes are not compromised. By coating freshly cleaved mica surfaces with porcine (pig) gelatin, negatively charged bacteria can be immobilized on the surface and imaged in liquid by AFM. Immobilization of bacterial cells on gelatin-coated mica is most likely due to electrostatic interaction between the negatively charged bacteria and the positively charged gelatin. Several factors can interfere with bacterial immobilization, including chemical constituents of the liquid in which the bacteria are suspended, the incubation time of the bacteria on the gelatin coated mica, surface characteristics of the bacterial strain and the medium in which the bacteria are imaged. Overall, the use of gelatin-coated mica is found to be generally applicable for imaging microbial cells.

Live Gram-negative and Gram-positive bacteria can be immobilized on gelatin-coated mica and imaged in liquid using Atomic Force Microscopy (AFM).

Bacteriële Immobilisatie for Imaging door Atomic Force Microscopy

AFM is a high-resolution (nm scale) imaging tool that mechanically probes a surface.  It has the ability to image cells and biomolecules, in a liquid ...

Investigating Receptor-ligand Systems of the Cellulosome with AFM-based Single-molecule Force Spectroscopy

Cellulosomes are discrete multienzyme complexes used by a subset of anaerobic bacteria and fungi to digest lignocellulosic substrates. Assembly of the enzymes onto the noncatalytic scaffold protein is directed by interactions among a family of related receptor-ligand pairs comprising interacting cohesin and dockerin modules. The extremely strong binding between cohesin and dockerin modules results in dissociation constants in the low picomolar to nanomolar range, which may hamper accurate off-rate measurements with conventional bulk methods. Single-molecule force spectroscopy (SMFS) with the atomic force microscope measures the response of individual biomolecules to force, and in contrast to other single-molecule manipulation methods (i.e.&#160;optical tweezers), is optimal for studying high-affinity receptor-ligand interactions because of its ability to probe the high-force regime (&#62;120 pN). Here we present our complete protocol for studying cellulosomal protein assemblies at the single-molecule level. Using a protein topology derived from the native cellulosome, we worked with enzyme-dockerin and carbohydrate binding module-cohesin (CBM-cohesin) fusion proteins, each with an accessible free thiol group at an engineered cysteine residue. We present our site-specific surface immobilization protocol, along with our measurement and data analysis procedure for obtaining detailed binding parameters for the high-affinity complex. We demonstrate how to quantify single subdomain unfolding forces, complex rupture forces, kinetic off-rates, and potential widths of the binding well. The successful application of these methods in characterizing the cohesin-dockerin interaction responsible for assembly of multidomain cellulolytic complexes is further described.

Cellulosomes are multienzyme complexes designed for digesting cellulose. AFM-based SMFS was used to study the mechanical properties and folding configuration of cellulosome-associated protein assemblies. We present a complete workflow for protein immobilization, data acquisition, and data analysis to study the interactions of individual receptor-ligand complexes involved in cellulosome assembly.

Onderzoeken Receptor-ligand systemen van de Cellulosome met AFM-gebaseerde Single-molecule Force Spectroscopie

Cellulosomes are discrete multienzyme complexes used by a subset of anaerobic bacteria and fungi to digest lignocellulosic substrates. Assembly of the ...

Generation of Shear Adhesion Map Using SynVivo Synthetic Microvascular Networks

Cell/particle adhesion assays are critical to understanding the biochemical interactions involved in disease pathophysiology and have important applications in the quest for the development of novel therapeutics. Assays using static conditions fail to capture the dependence of adhesion on shear, limiting their correlation with in vivo environment. Parallel plate flow chambers that quantify adhesion under physiological fluid flow need multiple experiments for the generation of a shear adhesion map. In addition, they do not represent the in vivo scale and morphology and require large volumes (~ml) of reagents for experiments. In this study, we demonstrate the generation of shear adhesion map from a single experiment using a microvascular network based microfluidic device, SynVivo-SMN. This device recreates the complex in vivo vasculature including geometric scale, morphological elements, flow features and cellular interactions in an in vitro format, thereby providing a biologically realistic environment for basic and applied research in cellular behavior, drug delivery, and drug discovery. The assay was demonstrated by studying the interaction of the 2 &#181;m biotin-coated particles with avidin-coated surfaces of the microchip. The entire range of shear observed in the microvasculature is obtained in a single assay enabling adhesion vs. shear map for the particles under physiological conditions.

Flow chambers used in adhesion experiments typically consist of linear flow paths and require multiple experiments at different flow rates to generate a shear adhesion map. SynVivo-SMN enables the generation of shear adhesion map using a single experiment utilizing microliter volumes resulting in significant savings in time and consumables.

Generatie afschuifhechting Kaart behulp SynVivo Synthetische Microvascular Networks

Cell/particle adhesion assays are critical to understanding the biochemical interactions involved in disease pathophysiology and have important ...

Manufacture of Concentrated, Lipid-based Oxygen Microbubble Emulsions by High Shear Homogenization and Serial Concentration

Gas-filled microbubbles have been developed as ultrasound contrast and drug delivery agents. Microbubbles can be produced by processing surfactants using sonication, mechanical agitation, microfluidic devices, or homogenization. Recently, lipid-based oxygen microbubbles (LOMs) have been designed to deliver oxygen intravenously during medical emergencies, reversing life-threatening hypoxemia, and preventing subsequent organ injury, cardiac arrest, and death. We present methods for scaled-up production of highly oxygenated microbubbles using a closed-loop high-shear homogenizer. The process can produce 2 L of concentrated LOMs (90% by volume) in 90 min. Resulting bubbles have a mean diameter of ~2 &#956;m, and a rheologic profile consistent with that of blood when diluted to 60 volume %. This technique produces LOMs in high capacity and with high oxygen purity, suggesting that this technique may be useful for translational research labs.

We describe methods for the manufacture of large volumes of lipid-based oxygen microbubbles (LOMs) designed for intravenous oxygen delivery using high-shear homogenization and serial concentration.

Bereiding van geconcentreerd, lipide-gebaseerde Oxygen Microbellen emulsies door High Shear homogenisering en Serial Concentratie

Gas-filled microbubbles have been developed as ultrasound contrast and drug delivery agents. Microbubbles can be produced by processing surfactants using ...

Measurement of Maximum Isometric Force Generated by Permeabilized Skeletal Muscle Fibers

Analysis of the contractile properties of chemically skinned, or permeabilized, skeletal muscle fibers offers a powerful means by which to assess muscle function at the level of the single muscle cell. Single muscle fiber studies are useful in both basic science and clinical studies. For basic studies, single muscle fiber contractility measurements allow investigation of fundamental mechanisms of force production, and analysis of muscle function in the context of genetic manipulations. Clinically, single muscle fiber studies provide useful insight into the impact of injury and disease on muscle function, and may be used to guide the understanding of muscular pathologies. In this video article we outline the steps required to prepare and isolate an individual skeletal muscle fiber segment, attach it to force-measuring apparatus, activate it to produce maximum isometric force, and estimate its cross-sectional area for the purpose of normalizing the force produced.

Analysis of the contractile properties of chemically skinned, or permeabilized, skeletal muscle fibers offers a powerful means by which to assess muscle function at the level of the single muscle cell. In this article we outline a valid and reliable technique to prepare and test permeabilized skeletal muscle fibers in vitro.

Meting van de maximale isometrische kracht die door gepermeabiliseerd Skeletal Muscle Vezels

Analysis of the contractile properties of chemically skinned, or permeabilized, skeletal muscle fibers offers a powerful means by which to assess muscle ...

Atomic Force Microscopy Imaging and Force Spectroscopy of Supported Lipid Bilayers

Atomic force microscopy (AFM) is a versatile, high-resolution imaging technique that allows visualization of biological membranes. It has sufficient magnification to examine membrane substructures and even individual molecules. AFM can act as a force probe to measure interactions and mechanical properties of membranes. Supported lipid bilayers are conventionally used as membrane models in AFM studies. In this protocol, we demonstrate how to prepare supported bilayers and characterize their structure and mechanical properties using AFM. These include bilayer thickness and breakthrough force. 
The information provided by AFM imaging and force spectroscopy help define mechanical and chemical properties of membranes. These properties play an important role in cellular processes such as maintaining cell hemostasis from environmental stress, bringing membrane proteins together, and stabilizing protein complexes.

We describe a protocol for preparation of supported lipid bilayers and its characterization using atomic force microscopy and force spectroscopy.

Atomic Force Microscopy Imaging en Force Spectroscopie van Ondersteunde lipidendubbellagen

Atomic force microscopy (AFM) is a versatile, high-resolution imaging technique that allows visualization of biological membranes. It has sufficient ...

A Protocol for Using F&#246;rster Resonance Energy Transfer (FRET)-force Biosensors to Measure Mechanical Forces across the Nuclear LINC Complex

The LINC complex has been hypothesized to be the critical structure that mediates the transfer of mechanical forces from the cytoskeleton to the nucleus. Nesprin-2G is a key component of the LINC complex that connects the actin cytoskeleton to membrane proteins (SUN domain proteins) in the perinuclear space. These membrane proteins connect to lamins inside the nucleus. Recently, a F&#246;rster Resonance Energy Transfer (FRET)-force probe was cloned into mini-Nesprin-2G (Nesprin-TS (tension sensor)) and used to measure tension across Nesprin-2G in live NIH3T3 fibroblasts. This paper describes the process of using Nesprin-TS to measure LINC complex forces in NIH3T3 fibroblasts. To extract FRET information from Nesprin-TS, an outline of how to spectrally unmix raw spectral images into acceptor and donor fluorescent channels is also presented. Using open-source software (ImageJ), images are pre-processed and transformed into ratiometric images. Finally, FRET data of Nesprin-TS is presented, along with strategies for how to compare data across different experimental groups.

A Protocol for Using F&amp;#246;rster Resonance Energy Transfer (FRET)-force Biosensors to Measure Mechanical Forces across the Nuclear LINC Complex

A number of FRET-based force biosensors have recently been developed, enabling the protein-specific resolution of intracellular force. In this protocol, we demonstrate how one of these sensors, designed for the linker of the nucleoskeleton-cytoskeleton (LINC) complex protein Nesprin-2G can be used to measure actomyosin forces on the nuclear LINC complex.

Een protocol voor het gebruik van Förster Resonance Energy Transfer (FRET) -force Biosensors te meten mechanische krachten over de Nuclear LINC Complex

The LINC complex has been hypothesized to be the critical structure that mediates the transfer of mechanical forces from the cytoskeleton to the nucleus. ...

Detection of Endotoxin in Nano-formulations Using Limulus Amoebocyte Lysate (LAL) Assays

When present in pharmaceutical products, a Gram-negative bacterial cell wall component endotoxin (often also called lipopolysaccharide) can cause inflammation, fever, hypo- or hypertension, and, in extreme cases, can lead to tissue and organ damage that may become fatal. The amounts of endotoxin in pharmaceutical products, therefore, are strictly regulated. Among the methods available for endotoxin detection and quantification, the Limulus Amoebocyte Lysate (LAL) assay is commonly used worldwide. While any pharmaceutical product can interfere with the LAL assay, nano-formulations represent a particular challenge due to their complexity. The purpose of this paper is to provide a practical guide to researchers inexperienced in estimating endotoxins in engineered nanomaterials and nanoparticle-formulated drugs. Herein, practical recommendations for performing three LAL formats including turbidity, chromogenic and gel-clot assays are discussed. These assays can be used to determine endotoxin contamination in nanotechnology-based drug products, vaccines, and adjuvants.

Detection of Endotoxin in Nano-formulations Using Limulus Amoebocyte Lysate LAL Assays

Detection of endotoxins in engineered nanomaterials represents one of the grand challenges in the field of nanomedicine. Here, we present a case study that describes the framework composed of three different LAL formats to estimate potential endotoxin contamination in nanoparticles.

Detectie van endotoxinen in Nano-formuleringen gebruiken Limulus Amoebocyte Lysate (LAL) testen

When present in pharmaceutical products, a Gram-negative bacterial cell wall component endotoxin (often also called lipopolysaccharide) can cause ...

3D Printing of In Vitro Hydrogel Microcarriers by Alternating Viscous-Inertial Force Jetting

Microcarriers are beads with a diameter of 60-250 &#181;m and a large specific surface area, which are commonly used as carriers for large-scale cell cultures. Microcarrier culture technology has become one of the main techniques in cytological research and is commonly used in the field of large-scale cell expansion. Microcarriers have also been shown to play an increasingly important role in in vitro tissue engineering construction and clinical drug screening. Current methods for preparing microcarriers include microfluidic chips and inkjet printing, which often rely on complex flow channel design, an incompatible two-phase interface, and a fixed nozzle shape. These methods face the challenges of complex nozzle processing, inconvenient nozzle changes, and excessive extrusion forces when applied to multiple bioink. In this study, a 3D printing technique, called alternating viscous-inertial force jetting, was applied to enable the construction of hydrogel microcarriers with a diameter of 100-300 &#181;m. Cells were subsequently seeded on microcarriers to form tissue engineering modules. Compared to existing methods, this method offers a free nozzle tip diameter, flexible nozzle switching, free control of printing parameters, and mild printing conditions for a wide range of bioactive materials.

3D Printing of In Vitro Hydrogel Microcarriers by Alternating Viscous-Inertial Force Jetting

Presented here is a mild 3D printing technique driven by alternating viscous-inertial forces to enable the construction of hydrogel microcarriers. Homemade nozzles offer flexibility, allowing easy replacement for different materials and diameters. Cell binding microcarriers with a diameter of 50-500 &#181;m can be obtained and collected for further culturing.

3D-printen van in vitro hydrogel microdragers door afwisselend viskeuze-traagheidskracht jetting

Microcarriers are beads with a diameter of 60-250 &#181;m and a large specific surface area, which are commonly used as carriers for large-scale cell ...