Diese Arbeit wurde vom NIH 1R21NS064412, NSF Zuschuss 1052048 und Jeffress Memorial Trust Stipendium J-908 unterstützt.

1. Probenvorbereitung Hinweis: In vielen Fällen Perfusionsexperimenten abzuwaschen einen erheblichen Teil der Zellen, welche eine frustrierende Problem werden kann. Obwohl es nicht notwendig für alle Zelllinien, Deckbeschichtung Glasflächen mit Poly-L-Lysin (1,0 ml/25 hinzufügen cm 2 von 0,01% Lösung auf die Oberfläche, Inkubation&gt; 5 min, zweimal waschen mit Zellkultur-Wasser und trocken in die Biosicherheitswerkbank) fördert die Zellhaftung. Beachten Sie außerdem, der Biosicherheitsstufe (BSL) der Zelllinie verwendet, und folgen Sie dem von der örtlichen Umwelt-und Sicherheitsbüro genehmigt Standardverfahren. In diesem Experiment wurden COS-7-Zellen aufgrund der niedrigen endogenen Glutamin Transportaktivität (siehe Abbildung 4). <ol><li> Samen COS7-Zellen bei ~ 70-80% Konfluenz in Dulbeccos modifiziertem Eagle Medium (DMEM) + 10% Kälberserum und kosmische 100 U / ml Penicillin / Streptomycin, entweder auf sterile 25-mm-Glasdeckgläschen in 6-Well-Kultur platziertGericht oder 8-Well-Glasboden-Rutschen. Bei 37 ° C, 5% CO 2, 100% Feuchtigkeit für 24 Stunden. </li><li> Tauschen das Wachstumsmedium DMEM + 10% Kälberserum kosmischen (keine Antibiotika), entsprechend dem Protokoll des Herstellers. Wachsen O / N bei 37 ° C, 5% CO 2 bei 100% Feuchtigkeit. </li><li> In jeweils 0,4 mg von Plasmid-DNA, die Glutamin-Sensor (pcDNA3.1, Trage FLIPQTV3.0 Sensor unter CMV-Promotor 10) und der mCherry-markierten ASCT2 10 bis 50 ml Serum-freien Medien (OPTI-MEM) kodiert und vorsichtig mischen. </li><li> 1 ml Transfektionsreagenz auf 50 ml Serum-freien Medien. Inkubieren bei Raumtemperatur für 5 min. </li><li> Die beiden Lösungen mischen DNA (Schritt 1.3) und Transfektionsreagenz (Schritt 1.4) enthält und Inkubation für 20 min. </li><li> Fügen Sie vorsichtig das Transfektionsreagenz auf der Oberseite der Zellen und vorsichtig durch Schwenken der Kammer. Inkubation für 24 Stunden bei 37 ° C, 5% CO 2, 100% Feuchtigkeit. </li><li> Nach 24 Stunden tauschen die mittel-bis DMEM + 10% Cosmic Kälberserum(CCS) + 100 Einheiten Penicillin / Streptomycin. </li><li> Die Zellen werden abgebildet 48-72 Stunden nach der Transfektion. </li></ol> 2. Perfusion Experiment Anmerkung: Für COS7-Zellen in diesem Experiment verwendet wurden Perfusionsmedien und Kammer bei RT gehalten und Umgebungs CO 2-Konzentration. Allerdings, wenn die Zellen verwendet werden, erfordern eine höhere Temperatur-und CO 2-Konzentrationssteuerung für das Überleben, erhitzt Mikroskoptisch und / oder eine Umgebungskammer verwendet werden. <ol><li> Bereiten Perfusionspuffer AF (Siehe Liste der Materialien). Bringen Hähne zu 50 ml Spritzen, schließen Sie die Hähne dann füllen sie mit den Perfusionslösungen. Öffnen Sie den Hahn für eine kurze Zeit, um den Kopfraum in den Hahn mit dem Puffer zu füllen. </li><li> Schalten Sie den 8-Kanal-, Schwerkraft-Feed Perfusion System mit einer Perfusion Bleistift, und wählen Sie dann &quot;Manual Mode&quot; unter Funktion Option Wählen. Stellen Sie einen Abfallbehälter unter die Perfusion Bleistift. </li><li> Manuellaktivieren Sie die Ports, indem Sie die entsprechenden Zahlen und füllen Sie die Schläuche mit 10-ml-Spritze, die Wasser, und schließen Sie dann den Hafen. Sobald die Anschlüsse mit Wasser gefüllt sind, stellen Sie die Spritzen mit Puffer AF auf dem Port 1-6 von Perfusions-System, und öffnen Sie dann die Hähne. Die Ports öffnen wieder, um das Wasser in der Rohrleitung mit den Puffern zu ersetzen. Die Strömungsgeschwindigkeit sollte etwa 0,8 ml / min. </li><li> Drücken Sie einmal auf die Abbrechen-Perfusion-Controller, um wieder in das Menü &quot;Select Function&quot; zu gehen. Umschalten zur Option &quot;Programm bearbeiten&quot;, geben Sie dann die Perfusion Protokoll in Tabelle 1 angegeben. Speichern Sie die Perfusion-Programm. </li><li> Nehmen Sie die Zellen aus dem Inkubator. Zweimal waschen mit der Perfusions-Puffer und dann die Zellen gesetzt auf der Bühne. Schließen Sie das System, um die Perfusion der Kammer. Wenn eine offene Kammer verwendet wird, der Aufbau einer weiteren Pumpe, die Perfusionslösung aus der Kammer entfernt. </li><li> Öffnen Slidebook Software. Starten Sie eine neue Folie. Hinweis: DerFolgende Vorgehensweise nur auf Slidebook Software, andere Software wie MetaFluor und Nis-Element kann auch für die Art der hier beschriebenen Abbildungs ​​verwendet werden. Theoretisch Experimente durchgeführt mit jeder Software, die zeit natürlich Bildgebung ermöglicht werden, und die Bildsequenzen post-experimentell mit einer Software wie ImageJ (http://rsbweb.nih.gov/ij/) oder Fidschi analysiert werden (http:/ / fiji.sc / Fidschi). Allerdings ist Software, die Echtzeit-Überwachung von Akzeptor / Donor-Verhältnis ermöglicht sehr nützlich. </li><li> Befestigen Sie die Folie auf dem Fluoreszenzmikroskop Bühne. Finden Sie die Zellen co-exprimieren den Sensor und ASCT-mCherry unter Verwendung geeigneter Filtersätze (siehe Liste der Materialien) unter der Funktion &quot;FOCUS&quot;. Passen Gewinn, indem Sie auf Registerkarte &quot;Camera&quot; und schieben Sie die Schieberegler unter &quot;Gewinn&quot;. Auch, stellen Sie die Neutraldichtefilter Einstellung von neutral Dropdown-Menü Dichtefilter. Hinweis: Wenn die Filterwürfel enthält nicht ein Auge Filter, verwenden Sie nicht die Augen Stücke seit Short-Anregungslichtwellenlänge ist schädlich für die Augen. Verwenden Sie den Computer-Bildschirm, um die Zellen statt finden. </li><li> Erwerben Sie Bilder von Zellen with donor ( mTFP1) ex donor(mTFP1) em , donor ( mTFP1) ex acceptor(venus) em and acceptor ( mTFP1) ex acceptor(venus) em m channels (Filter werden in der Materialliste angegeben). Klicken Sie auf &quot;Bilder&quot; und dann in den Erwerb Fenster legen Sie die Filter, die gehen, verwendet werden. Klicken Sie auf &quot;TEST&quot;-Taste, um die Belichtungszeit, indem Sie die gewünschte Belichtungszeit in das Feld neben den Filtereinstellungen anpassen. Anmerkung: Alle drei Kanäle müssen für die gleiche Länge freigelegt werden. Beim Einstellen der Bildparameter, die voraussichtliche Änderung FRET-Effizienz zu erhöhen und falten berücksichtigen: zum Beispiel, wenn die FRET-Effizienz wird erwartet, dass während des Experiments bis 2-fache zu gehen, sollten Abbildungsparameter eingestellt werdenso daß die Intensität der Donor-Akzeptor ab em im Ruhezustand sollten 50% des Maximalwertes, der vom Instrument aufgenommen werden kann &lt;, so daß der Kanal nicht während des Experiments gesättigt. Signal aus den markierten Zellen sollten mindestens drei-mal höher als die in dem Hintergrundbereich ist. </li><li> Zeichnen Sie eine Region von Interesse mit Regionen Werkzeug in der Software. Alternativ kann auch eine Software-Funktion, um Pixel oberhalb bestimmter Intensität wählen verwendet werden, und dann in Regionen umgewandelt. Um dies zu tun, klicken Sie auf Maske - Segment, dann bewegen Sie den Schieberegler, um die gewünschten Bereiche zu markieren. </li><li> Wählen Sie &quot;Zeitablauf&quot; in der Capture-Typ Box, geben Sie dann das Intervall (10 sec in diesem Experiment) und Zeitpunkte für das Experiment. </li><li> Zeichnen Sie eine Region in einem Gebiet ohne fluoreszierenden Zellen. Dieser Bereich ist für die Hintergrund Subtraktion verwendet. Rechtsklick auf die Region gezogen, und setzen Sie ihn dann als Hintergrund. Hinweis: Idealerweise sind Zellen, die keinet exprimieren die Sensoren als dem Hintergrundbereich verwendet werden, um sowohl die Autofluoreszenz und dem von der Kamera erfassten Fluoreszenz Hintergrund zu berücksichtigen. Wenn keine solchen Zellen sind in dem Sichtfeld zur Verfügung, zumindest ein Bereich ohne die Zellen zu verwenden, um für die Hintergrundfluoreszenz zu berücksichtigen. </li><li> Wählen Sie das gewünschte Programm unter &quot;Select Function - Ausführen von Programmen&quot;-Option. Schalten Sie auf die gespeicherte Programm (siehe Schritt 2.3), und drücken Sie ENTER auf der Perfusions-Controller dann. Jetzt wird das Programm geladen ist, und schlagen Sie eine beliebige Taste wird die Durchblutung zu starten. </li><li> Stellen Sie sicher, Perfusion und der Abbildungs ​​Experiment zu starten in der gleichen Zeit, indem Sie auf &quot;Start&quot; im Aufnahmefenster in der gleichen Zeit wie das Drücken einer Taste auf der Perfusions-Controller. Hinweis: Es wird empfohlen, den Zeitpunkt, wo die Lösungen ausgetauscht wurden (dies kann über &quot;NOTES&quot;-Funktion auf der Registerkarte Erwerb gefunden geführt werden) aufzeichnen. </li><li> Führen Sie den gleichen Perfusion Protokoll using Zellen einen Sensor, der erwartet wird, um entweder gesättigt oder ungebundenen unter der experimentellen Bedingung ausdrückt. Anmerkung: Hier FLIPQTV3.0_1.5μ, die unter der experimentellen Bedingung gesättigt ist, wird als Kontrolle verwendet, Fig. 6 Solche Kontrollversuche sind notwendig, um zu bestätigen, dass die FRET-Effizienz Änderung ist auf die tatsächliche Änderung in dem Substrat nicht. aufgrund der Änderung anderer Parameter, wie zelluläre pH. </li></ol> 3. Post-Experiment Analyse <ol><li> Untersuchen Sie, wenn Probendrift während des Experiments aufgetreten. Zeichnen Regions Of Interest (ROI) ist auf der am Zeitpunkt 0 aufgenommene Bild, bewegen Sie den Schieberegler an der Oberseite der Imaging-Fenster und überprüfen, ob die Zellen fallen aus der ROIs in Bilder später im Experiment gemacht. </li><li> Wenn ja, dann verwenden Sie die Tracking-Funktion für die Drift durch erste korrigieren, Erstellen von Masken um die Zellen durch Auswahl Mask - Segment, schieben Sie die Zeile, die den Cutoff auf hig gibthlight die Regionen mit Zellen. Verfolgen Sie die Regionen durch Klicken Mask - Particle Tracking - Grundpartikelverfolgung. </li><li> Neu zeichnen die ROIs und Hintergrundbereich, wenn notwendig. </li><li> Exportieren der Durchschnittsintensität der ROIs im Laufe des Experiments. Klicken Sie auf Statistiken - Export - Ratio / Timelapse-Daten. </li><li> Wenn FRET-Effizienz und Quantifizierung der Substratkonzentration ist nicht notwendig, den Zeitverlauf des Grundstückes des Intensitätsverhältnisses (Donor-Akzeptor Ex em, / Donor Donor ex em) als Proxy für die Dynamik des Substrats. Um das cytosolische Konzentration zu bestimmen, die Berechnung der maximalen und minimalen Verhältnisänderung (dh an der Sättigungs und Abwesenheit des Substrats bezeichnet), &amp;Dgr; r max - &amp;Dgr; min, durch nicht-lineare Regression der Δratio (&amp;Dgr; r) mit der folgenden Gleichung: ∂ r = [S] / (K d + [S]) x (&amp;Dgr; <sub&gt; max - &amp;Dgr; min) + &amp;Dgr; min wobei [S] die Substratkonzentration im Cytosol. Verwendung der &amp;Dgr; r max - &amp;Dgr; r min-Werte erhalten, Sättigung (S) des Sensors bei einer bestimmten &amp;Dgr; r wird wie folgt berechnet S = (&amp;Dgr; - &amp;Dgr; min) / (&amp;Dgr; r max - &amp;Dgr; min) S weiter in die Substratkonzentration [S] mittels der folgenden Gleichung umgewandelt werden: S = [S] / (K d + [S]) Hinweis: die Intensität der Akzeptor-Akzeptor ex em Kanal sollte auch aufgetragen zu prüfen, ob die experimentelle Bedingung beeinflusst die Fluoreszenz des Akzeptor-direkt. </li><li> Wenn eine Basisliniendrift durch Fotobleichen beobachtet wird, führen Sie eine Basislinienkorrektur. Um dies zu tun, zeichnen die Intensitäten von Donor und Akzeptor mit der Zeit (Fig. 5A). Dann identifizieren die für th verwendet Zeitpunktene Grundlinie nach der Verzögerung im Perfusionssystem und der Transportaktivität des bestimmten Zelle (Fig. 5B). </li><li> Berechnen Sie ein Polynom Armatur, die am besten beschreibt die Grundlinie. Dann normalisieren die rohe Intensität von jedem Zeitpunkt auf die Grundlinie (Abbildung 5C). Berechnen Sie die Intensitätsverhältnis (Donor-Akzeptor Ex em, / Donor Donor ex em) aus den normierten Donor-und Akzeptor-Intensitäten. </li></ol>

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M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live-cell+fluorescence+microscopy+with+molecular+biosensors:+what+are+we+really+measuring.">Live-cell fluorescence microscopy with molecular biosensors: what are we really measuring.</a> Biophys J. 102, 2003-2011 (2012).</li><li>San Martin, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+genetically+encoded+FRET+lactate+sensor+and+its+use+to+detect+the+Warburg+effect+in+single+cancer+cells.">A genetically encoded FRET lactate sensor and its use to detect the Warburg effect in single cancer cells.</a> PLoS One. 8, e57712 (2013).</li><li>Palmer, A. E., Tsien, R. 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E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+examination+of+fluorescence+resonance+energy+transfer-detected+metal-ion+response+in+mammalian+cells.">High-throughput examination of fluorescence resonance energy transfer-detected metal-ion response in mammalian cells.</a> J Am Chem Soc. 134, 2488-2491 (2012).</li></ol>

Es gibt nichts zu offenbaren.

Der Erfolg der Imaging-Experimenten hängt von ein paar kritische Faktoren. Einer dieser Faktoren ist die Affinität von Sensoren verwendet wird, wie oben diskutiert. Absolute Konzentration des Substrats in dem subzellulären Kompartiment von Interesse ist jedoch oft unbekannt. Deshalb empfehlen wir versuchen mehrere Sensoren mit versetzten Affinitäten, die, die unter der gewünschten Versuchsbedingung am besten funktioniert. Zum Beispiel, in unserem Fall mit 1.5μ transfizierten COS7-Zellen mit Glutamin Sensoren, 100?...

Aufgrund der bemerkenswerten Fortschritte in Technologien, die Untersuchung des Transkriptoms und des Proteoms auf zellulärer Ebene ermöglicht, ist es jetzt klar geworden, dass die Biochemie und die daraus resultierende Fluss von Metaboliten und Ionen sind hochZellTyp-spezifische. Beispielsweise in der Leber von Säugetieren, Glutamin sequentiellen Abbau und die Synthese gleichzeitig durch periportal Zellen und perivenösen Zellen jeweils durchgeführt, wobei Ammonium zur Harnstoffzyklus im ersten Zelltyp beim Verbrauchen von überschüssigem Ammoniak in der zweiten 1-3. In einigen Fällen wird eine signifikante biochemische Heterogenität auch in einem &quot;Zelltyp&quot; 4, 5 nachgewiesen. Zusätzlich zu einer solchen räumlichen Spezifität sind die Ebenen der zellulären Metaboliten und Ionen hoch dynamischen (z. B. Signalmoleküle, wie Ca 2 + und zyklische Nukleotide). Die räumlich-zeitliche Muster von Metaboliten und Ionen spielen oft eine entscheidende Rolle bei der Signalübertragung. MONITORING zellulären Dynamik von Metaboliten und Ionen, jedoch stellen einzigartige Herausforderung. In vielen Fällen ist die Änderung der Konzentrationen rasche und vorübergehende, durch den Fall von Signalmolekülen, wie Ca 2 +, die innerhalb von ~ 20 ms in dendritischen Dornen 6 beispielhaft abfällt. Zusätzlich Kompartimentierung biochemische Wege in und zwischen den Zellen macht es schwierig, die Dynamik von Metaboliten und Ionen-Extraktion und Quantifizierung mittels Säulenchromatographie / Massenspektrometrie-Techniken. (8 in 7 prüft) Genetisch kodierte Sensoren für biologische Moleküle sind heute weitgehend durch die hohe Raum-Zeit-Auflösung, die der Experimentator zu kurzlebig und / oder compartmentalized Molekulardynamik untersucht werden können verwendet. Diese genetisch codierten Sensoren können grob in zwei Kategorien unterteilt werden; intensitätsbasierten Sensoren und ratiometic Sensoren. Intensitätsbasierten Sensoren bestehen typischerweise aus einer Bindungsdomäne und einer Grippeorescent Protein (FP), und der gelöste Stoff der Bindung an die Bindungsdomäne verändert die Fluoreszenzintensität. Ratiometic Sensoren, auf der anderen Seite, oft nutzen Förster Resonance Energy Transfer (FRET) zwischen zwei Rahmenprogramme, die als FRET-Paar funktionieren. Diese Sensoren bestehen aus einer Bindungsdomäne und zwei RP und der gelöste Bindung induziert die Änderung in der FRET-Effizienz zwischen den beiden Rahmenprogramme. Eine große Anzahl von Sensoren für biologisch wichtige Metaboliten und Ionen wurden in den letzten zehn Jahren 8, 9 entwickelt. Einer der aufregende Möglichkeit durch solche genetisch kodierte Sensoren angeboten wird, ist ihre Verwendung bei der hochauflösende Analyse von Membrantransportprozessen, die zuvor war nicht leicht, auf der zellulären Ebene zu erkennen. Genetisch kodierte Sensoren ermöglichen die Analyse von Transportmechanismen wie die Substratspezifität und die pH-Abhängigkeit 10, 11. Darüber hinaus wird in Kombination mit den genetischen resUELLEN wie die Bibliothek von RNAi-Konstrukten zur Modellorganismen, ist es nun möglich, genomweite Suche nach neuen Transportprozesse mit genetisch codierten Sensoren durchzuführen. In der Tat, die Verwendung von genetisch codierten Sensor führen zu der Entdeckung von bisher nicht charakterisierte Transporter in mehreren Fällen 12, 13. Kürzlich wurde unserem Labor eine Reihe von FRET-Sensor für Glutamin entwickelt. Wir haben gezeigt, dass zelluläre Glutamin können unter Verwendung derartiger FRET-Glutamin Sensoren 10 visualisiert werden. Diese Sensoren bestehen aus einer FRET-Donor (mTFP1) in einen bakteriellen Glutamin Bindungsprotein glnH eingesetzt und ein FRET-Akzeptor (Venus) am C-Terminus von glnH (Abbildung 1). Effizienz dieser Sensoren FRET verringern bei Bindung an Glutamin, was zur Abnahme der Akzeptor / Donor-Intensitätsverhältnis. Feinregulierung von Glutamin Transportprozesse wichtig in biologischen Prozessen wie neurotransmission 14, 15 und die Aufrechterhaltung der Harnstoffzyklus in der Leber 1, 16, 17. Hier zeigen wir die Methodik der Analyse von Verkehrsaktivitäten mit FRET-Sensoren für Glutamin, mit einem Weitfeld-Fluoreszenzmikroskop Set-up. Das Ziel der Experimente hier dargestellt sind, um Transporttätigkeiten in einer einzigen Zelle zu detektieren und Substratspezifität eines transient exprimierten Transporter zu untersuchen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1129">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Inverted fluorescent microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>IX81F-3-5</td>
			<td>An equivalent inverted fluorescent microscope from other suppliers would also appropriate.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Exitation filter (mTFP1)</td>
			<td>Omega Optical</td>
			<td>3RD450-460</td>
			<td>band width 450-460 nm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Exitation filter (Venus)</td>
			<td>Chroma</td>
			<td>ET500/20</td>
			<td>band width 490-510 nm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Emission filter (mTFP1)</td>
			<td>Chroma</td>
			<td>HQ495/30m</td>
			<td>band width 475-505nm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Emission filter (Venus)</td>
			<td>Chroma</td>
			<td>ET535/30m</td>
			<td>band width 520-550nm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dichroic mirror (FRET channels)</td>
			<td>Chroma</td>
			<td>470dcxr</td>
			<td>long pass, 470nm cut off</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dichroic mirror (YFP channel)</td>
			<td>Chroma</td>
			<td>89002bs</td>
			<td>passes 445-490nm, 510-560nm, 590-680nm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>mCherry filter set</td>
			<td>Chroma</td>
			<td>49008</td>
			<td>excitation 540-580nm, long pass dichroic with 585nm cut off, emission filter 595-695nm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light source</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>U-LH100L-3-5</td>
			<td>LED- or halogen light source that produces stable light intensity, mercury lamps are not recommended</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CCD camera</td>
			<td>Qimaging</td>
			<td>Rolera-MGi EMCCD</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>apochromatic fluorescence objective</td>
			<td>Olympus</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>perfusion system, ValveBank II</td>
			<td>AutoMate Scientific</td>
			<td>[01-08]</td>
			<td>Other perfusion systems that allow fast solution exchange would also work</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laminar-flow chambers</td>
			<td>C&#38;L Instruments</td>
			<td>VC-MPC-TW</td>
			<td>Other larminar-flow chambers would also work</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chambered slide</td>
			<td>Lab-Tek</td>
			<td>154534</td>
			<td>For open-chamber experiments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>perfusion pump</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>74-046-12131</td>
			<td>For open-chamber experiments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Software supporting ratiometric measurements</td>
			<td>Intellegenent Imaging Innovation</td>
			<td>Slidebook 5.5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laminar flow biosafety cabinet</td>
			<td>ESCO</td>
			<td>LA-3A2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isotemp CO2 Incubator</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>13-255-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#39;s MEM (DMEM)</td>
			<td>Hyclone</td>
			<td>SH30243.01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cosmic Calf Serum</td>
			<td>Hyclone</td>
			<td>SH3008703</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>penicillin/streptomycin</td>
			<td>Hyclone</td>
			<td>SV30010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Serum-free medium for transfection (OPTI-MEM I)</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>31985</td>
			<td>Used with Lipofectamine 2000</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poly-L-Lysine solution</td>
			<td>sigma</td>
			<td>P4707</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25mm circular glass cover slips</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>12-545-102</td>
			<td>in case VC-MPC-TW is used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lipofectamine 2000</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>11668027</td>
			<td>Other transfection reagents can also be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solution A (Hank&#39;s buffer)</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>9.7g HANK salt (Sigma H1387), 0.35g NaHCO3, 5.96g HEPES to 1L, pH adjusted to 7.35 with NaOH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solution B</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Solution A + 0.04mM Gln</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solution C</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Solution A + 0.2mM Gln</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solution D</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Solution A + 1mM Gln</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solution E</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Solution A + 5mM Gln</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solution F</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Solution A + 5mM Ala</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

glutamine flux imaging using genetically encoded sensors

Genetisch kodierte Sensoren ermöglichen die Echtzeitüberwachung von biologischen Molekülen auf subzellulärer Auflösung. Eine enorme Vielzahl solcher Sensoren für biologische Moleküle wurde in den letzten 15 Jahren zur Verfügung, von denen einige unverzichtbare Werkzeuge geworden, die routinemäßig in vielen Labors verwendet werden. Eine der spannenden Anwendungen der genetisch codierten Sensoren ist die Verwendung dieser Sensoren bei der Untersuchung zellulärer Transportprozesse. Eigenschaften von Transportern wie Kinetik und Substratspezifität kann auf zellulärer Ebene untersucht werden, was Möglichkeiten für die Zelltyp-spezifische Analysen der Transportaktivitäten. In diesem Artikel werden wir zeigen, wie Transporter Dynamik kann mit genetisch kodierten Glutamin Sensor als Beispiel beobachtet werden. Experimentelles Design, technischen Details der experimentellen Einstellungen und Überlegungen für die Post-experimentelle Untersuchungen diskutiert werden.

Typische Zeitverlaufsexperimente sind in Fig. 2 dargestellt. In diesen Experimenten FRET Glutamin Sensoren mit Affinitäten von 8 mm (FLIPQTV3.0_8m, 2A und 2B) und 100 &amp;mgr; M (μ FlipQTV3.0_100 C und D) wurden mit coexprimiert eine Pflicht Aminosäure Tauscher ASCT2 18 in COS-7 Zellen 10. Zustrom von Glutamin als die Änderung in der Fluoreszenzintensitätsverhältnisse zwischen dem Spender (mTFP1) und dem Akzeptor (Venus) (2A...

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Glutamine Flux Imaging Using Genetically Encoded Sensors

Dieser Artikel soll zeigen, wie Glutamin Dynamik in lebenden Zellen mit FRET überwachen. Genetisch kodierte Sensoren ermöglichen die Echtzeitüberwachung von biologischen Molekülen auf subzellulärer Auflösung. Experimentelles Design, technischen Details der experimentellen Einstellungen und Überlegungen für die post-experimentellen Analysen werden für genetisch kodierte Glutamin Sensoren diskutiert werden.

Glutamin Flux Imaging Verwendung genetisch codierten Sensoren

Genetically encoded sensors allow real-time monitoring of biological molecules at a subcellular resolution. A tremendous variety of such sensors for ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

9.5K Aufrufe.  Virginia Tech.  Dieser Artikel soll zeigen, wie Glutamin Dynamik in lebenden Zellen mit FRET überwachen. Genetisch kodierte Sensoren ermöglichen die Echtzeitüberwachung von biologischen Molekülen auf subzellulärer Auflösung. Experimentelles Design, technischen Details der experimentellen Einstellungen und Überlegungen für die post-experimentellen Analysen werden für genetisch kodierte Glutamin Sensoren diskutiert werden. 

Serie: Glutamine Flux Imaging Using Genetically Encoded Sensors

Bacterial Detection &amp; Identification Using Electrochemical Sensors

Electrochemical sensors are widely used for rapid and accurate measurement of blood glucose and can be adapted for detection of a wide variety of analytes. Electrochemical sensors operate by transducing a biological recognition event into a useful electrical signal. Signal transduction occurs by coupling the activity of a redox enzyme to an amperometric electrode. Sensor specificity is either an inherent characteristic of the enzyme, glucose oxidase in the case of a glucose sensor, or a product of linkage between the enzyme and an antibody or probe.
Here, we describe an electrochemical sensor assay method to directly detect and identify bacteria. In every case, the probes described here are DNA oligonucleotides. This method is based on sandwich hybridization of capture and detector probes with target ribosomal RNA (rRNA). The capture probe is anchored to the sensor surface, while the detector probe is linked to horseradish peroxidase (HRP). When a substrate such as 3,3',5,5'-tetramethylbenzidine (TMB) is added to an electrode with capture-target-detector complexes bound to its surface, the substrate is oxidized by HRP and reduced by the working electrode. This redox cycle results in shuttling of electrons by the substrate from the electrode to HRP, producing current flow in the electrode.

We describe an electrochemical sensor assay method for rapid bacterial detection and identification. The assay involves a sensor array functionalized with DNA oligonucleotide capture probes for ribosomal RNA (rRNA) species-specific sequences. Sandwich hybridization of target rRNA with the capture probe and a horseradish peroxidase-linked DNA oligonucleotide detector probe produces a measurable amperometric current.

Bakterielle Erkennung und Identifizierung mit elektrochemischen Sensoren

Electrochemical  sensors are widely used for rapid and accurate measurement of blood glucose and  can be adapted for detection of a wide variety of ...

Forschung

Biotechnik

A Microfluidic-based Electrochemical Biochip for Label-free DNA Hybridization Analysis

Miniaturization of analytical benchtop procedures into the micro-scale provides significant advantages in regards to reaction time, cost, and integration of pre-processing steps. Utilizing these devices towards the analysis of DNA hybridization events is important because it offers a technology for real time assessment of biomarkers at the point-of-care for various diseases. However, when the device footprint decreases the dominance of various physical phenomena increases. These phenomena influence the fabrication precision and operation reliability of the device. Therefore, there is a great need to accurately fabricate and operate these devices in a reproducible manner in order to improve the overall performance. Here, we describe the protocols and the methods used for the fabrication and the operation of a microfluidic-based electrochemical biochip for accurate analysis of DNA hybridization events. The biochip is composed of two parts: a microfluidic chip with three parallel micro-channels made of polydimethylsiloxane (PDMS), and a 3 x 3 arrayed electrochemical micro-chip. The DNA hybridization events are detected using electrochemical impedance spectroscopy (EIS) analysis. The EIS analysis enables monitoring variations of the properties of the electrochemical system that are dominant at these length scales. With the ability to monitor changes of both charge transfer and diffusional resistance with the biosensor, we demonstrate the selectivity to complementary ssDNA targets, a calculated detection limit of 3.8 nM, and a 13% cross-reactivity with other non-complementary ssDNA following 20 min&#160;of incubation. This methodology can improve the performance of miniaturized devices by elucidating on the behavior of diffusion at the micro-scale regime and by enabling the study of DNA hybridization events.

We present a microfluidic-based electrochemical biochip for DNA hybridization detection. Following ssDNA probe functionalization, the specificity, sensitivity, and detection limit are studied with complementary and non-complementary ssDNA targets. Results illustrate the influence of the DNA hybridization events on the electrochemical system, with a detection limit of 3.8 nM.

Einem mikrofluidischen Biochip-basierte Elektrochemische für Markierungsfreie DNA-Hybridisierungsanalyse

Miniaturization of analytical benchtop procedures into the micro-scale provides significant advantages in regards to reaction time, cost, and integration ...

Flying Insect Detection and Classification with Inexpensive Sensors

An inexpensive, noninvasive system that could accurately classify flying insects would have important implications for entomological research, and allow for the development of many useful applications in vector and pest control for both medical and agricultural entomology. Given this, the last sixty years have seen many research efforts devoted to this task. To date, however, none of this research has had a lasting impact. In this work, we show that pseudo-acoustic optical sensors can produce superior data; that additional features, both intrinsic and extrinsic to the insect&#8217;s flight behavior, can be exploited to improve insect classification; that a Bayesian classification approach allows to efficiently learn classification models that are very robust to over-fitting, and a general classification framework allows to easily incorporate arbitrary number of features. We demonstrate the findings with large-scale experiments that dwarf all previous works combined, as measured by the number of insects and the number of species considered.

We proposed a system that uses inexpensive, noninvasive pseudo-acoustic optical sensors to automatically and accurately detect, count, and classify flying insects based on their flying sound.

Fliegen-Insekt Erkennung und Klassifizierung mit preiswerten Sensoren

An inexpensive, noninvasive system that could accurately classify flying insects would have important implications for entomological research, and allow ...

Electrotaxis Studies of Lung Cancer Cells using a Multichannel Dual-electric-field Microfluidic Chip

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of physiological dcEF in guiding cell movement during embryo development, cell differentiation, and wound healing has been demonstrated in many studies. By applying microfluidic chips to an electrotaxis assay, the investigation process is shortened and experimental errors are minimized. In recent years, microfluidic devices made of polymeric substances (e.g., polymethylmethacrylate, PMMA, or acrylic) or polydimethylsiloxane (PDMS) have been widely used in studying the responses of cells to electrical stimulation. However, unlike the numerous steps required to fabricate a PDMS device, the simple and rapid construction of the acrylic micro&#64258;uidic chip makes it suitable for both device prototyping and production. Yet none of the reported devices facilitate the efficient study of the simultaneous chemical and dcEF effects on cells. In this report, we describe our design and fabrication of an acrylic-based multichannel dual-electric-field (MDF) chip to investigate the concurrent effect of chemical and electrical stimulation on lung cancer cells. The MDF chip provides eight combinations of electrical/chemical stimulations in a single test. The chip not only greatly shortens the required experimental time but also increases accuracy in electrotaxis studies.

Many microfluidic devices have been developed for use in the study of electrotaxis. Yet, none of these chips allows the efficient study of the simultaneous chemical and electric-field (EF) effects on cells. We developed a polymethylmethacrylate-based device that offers better-controlled coexisting EF and chemical stimulation for use in electrotaxis research.

Electro Studium der Lungenkrebszellen unter Verwendung eines Mehrkanal-Zwei elektrischen Feldes Mikrofluidik-Chip

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of ...

Selective Cell Elimination from Mixed 3D Culture Using a Near Infrared Photoimmunotherapy Technique

Recent developments in tissue engineering offer innovative solutions for many diseases. For example, tissue engineering using induced pluripotent stem cell (iPS) emerged as a new method in regenerative medicine. Although this tissue regeneration is promising, contamination with unwanted cells during tissue cultures is a major concern. Moreover, there is a safety concern regarding tumorigenicity after transplantation. Therefore, there is an urgent need for eliminating specific cells without damaging other cells that need to be protected, especially in established tissue. Here, we present a method for specific cell elimination from a mixed 3D cell culture in vitro with near infrared photoimmunotherapy (NIR-PIT) without damaging non-targeted cells. This technique enables the elimination of specific cells from mixed cell cultures or tissues.

Eliminating specific cells without damaging other cells is extremely difficult, especially in established tissue, yet there is an urgent need for a cell elimination method in the tissue engineering field. Here, we present a method for specific cell elimination from a mixed 3D cell culture using near infrared photoimmunotherapy (NIR-PIT).

Selektive Zellelimination aus Mixed 3D Culture Mit einem Nah-Infrarot-Technik Photoimmunotherapy

Recent developments in tissue engineering offer innovative solutions for many diseases. For example, tissue engineering using induced pluripotent stem ...

Real Time Monitoring of Intracellular Bile Acid Dynamics Using a Genetically Encoded FRET-based Bile Acid Sensor

F&#246;rster Resonance Energy Transfer (FRET) has become a powerful tool for monitoring protein folding, interaction and localization in single cells. Biosensors relying on the principle of FRET have enabled real-time visualization of subcellular signaling events in live cells with high temporal and spatial resolution. Here, we describe the application of a genetically encoded Bile Acid Sensor (BAS) that consists of two fluorophores fused to the farnesoid X receptor ligand binding domain (FXR-LBD), thereby forming a bile acid sensor that can be activated by a large number of bile acids species and other (synthetic) FXR ligands. This sensor can be targeted to different cellular compartments including the nucleus (NucleoBAS) and cytosol (CytoBAS) to measure bile acid concentrations locally. It allows rapid and simple quantitation of cellular bile acid influx, efflux and subcellular distribution of endogenous bile acids without the need for labeling with fluorescent tags or radionuclei. Furthermore, the BAS FRET sensors can be useful for monitoring FXR ligand binding. Finally, we show that this FRET biosensor can be combined with imaging of other spectrally distinct fluorophores. This allows for combined analysis of intracellular bile acid dynamics and i) localization and/or abundance of proteins of interest, or ii) intracellular signaling in a single cell.

We provide a detailed protocol to study bile acid dynamics in living cells using a genetically encoded BAS FRET sensor. This Bile Acid Sensor represents a unique tool to study (regulation of) bile acid transport and FXR activation in a wide range of cell types.

Echtzeit-Überwachung von intrazellulären Gallensäure Dynamics Mit Hilfe eines genetisch kodierte FRET-Gallensäure-Sensor

F&#246;rster Resonance Energy Transfer (FRET) has become a powerful tool for monitoring protein folding, interaction and localization in single cells. ...

Visualizing Angiogenesis by Multiphoton Microscopy In Vivo in Genetically Modified 3D-PLGA/nHAp Scaffold for Calvarial Critical Bone Defect Repair

The reconstruction of critically sized bone defects remains a serious clinical problem because of poor angiogenesis within tissue-engineered scaffolds during repair, which gives rise to a lack of sufficient blood supply and causes necrosis of the new tissues. Rapid vascularization is a vital prerequisite for new tissue survival and integration with existing host tissue. The de novo generation of vasculature in scaffolds is one of the most important steps in making bone regeneration more efficient, allowing repairing tissue to grow into a scaffold. To tackle this problem, the genetic modification of a biomaterial scaffold is used to accelerate angiogenesis and osteogenesis. However, visualizing and tracking in vivo blood vessel formation in real-time and in three-dimensional (3D) scaffolds or new bone tissue is still an obstacle for bone tissue engineering. Multiphoton microscopy (MPM) is a novel bio-imaging modality that can acquire volumetric data from biological structures in a high-resolution and minimally-invasive manner. The objective of this study was to visualize angiogenesis with multiphoton microscopy in vivo in a genetically modified 3D-PLGA/nHAp scaffold for calvarial critical bone defect repair. PLGA/nHAp scaffolds were functionalized for the sustained delivery of a growth factor pdgf-b gene carrying lentiviral vectors (LV-pdgfb) in order to facilitate angiogenesis and to enhance bone regeneration. In a scaffold-implanted calvarial critical bone defect mouse model, the blood vessel areas (BVAs) in PHp scaffolds were significantly higher than in PH scaffolds. Additionally, the expression of pdgf-b and angiogenesis-related genes, vWF and VEGFR2, increased correspondingly. MicroCT analysis indicated that the new bone formation in the PHp group dramatically improved compared to the other groups. To our knowledge, this is the first time multiphoton microscopy was used in bone tissue-engineering to investigate angiogenesis in a 3D bio-degradable scaffold in vivo and in real-time.

Visualizing Angiogenesis by Multiphoton Microscopy In Vivo in Genetically Modified 3D-PLGA/nHAp Scaffold for Calvarial Critical Bone Defect Repair

Here, we present a protocol to visualize blood vessel formation in vivo and in real-time in 3D scaffolds by multiphoton microscopy. Angiogenesis in genetically modified scaffolds was studied in a murine calvarial critical bone defect model. More new blood vessels were detected in the treatment group than in controls.

Visualisierung von Angiogenese durch Multiphoton Mikroskopie In Vivo in gentechnisch veränderten 3D-PLGA/nHAp Gerüst für Calvarial kritische Knochen defekt Reparatur

The reconstruction of critically sized bone defects remains a serious clinical problem because of poor angiogenesis within tissue-engineered scaffolds ...

Production of Genetically Engineered Golden Syrian Hamsters by Pronuclear Injection of the CRISPR/Cas9 Complex

The pronuclear (PN) injection technique was first established in mice to introduce foreign genetic materials into the pronuclei of one-cell stage embryos. The introduced genetic material may integrate into the embryonic genome and generate transgenic animals with foreign genetic information following transfer of the injected embryos to foster mothers. Following the success in mice, PN injection has been applied successfully in many other animal species. Recently, PN injection has been successfully employed to introduce reagents with gene-modifying activities, such as the CRISPR/Cas9 system, to achieve site-specific genetic modifications in several laboratory and farm animal species. In addition to mastering the special set of microinjection skills to produce genetically modified animals by PN injection, researchers must understand the reproduction physiology and behavior of the target species, because each species presents unique challenges. For example, golden Syrian hamster embryos have unique handling requirements in vitro such that PN injection techniques were not possible in this species until recent breakthroughs by our group. With our species-modified PN injection protocol, we have succeeded in producing several gene knockout (KO) and knockin (KI) hamsters, which have been used successfully to model human diseases. Here we describe the PN injection procedure for delivering the CRISPR/Cas9 complex to the zygotes of the hamster, the embryo handling conditions, embryo transfer procedures, and husbandry required to produce genetically modified hamsters.

Pronuclear (PN) injection of the clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR) and CRISPR-associated protein-9 nuclease (CRISPR/Cas9) system is a highly efficient method for producing genetically engineered golden Syrian hamsters. Herein, we describe the detailed PN injection protocol for the production of gene knockout hamsters with the CRISPR/Cas9 system.

Produktion von gentechnisch syrischen Goldhamster durch man Injektion des Komplexes CRISPR/Cas9

The pronuclear (PN) injection technique was first established in mice to introduce foreign genetic materials into the pronuclei of one-cell stage embryos. ...

Targeting Neuronal Fiber Tracts for Deep Brain Stimulation Therapy Using Interactive, Patient-Specific Models

Deep brain stimulation (DBS), which involves insertion of an electrode to deliver stimulation to a localized brain region, is an established therapy for movement disorders and is being applied to a growing number of disorders. Computational modeling has been successfully used to predict the clinical effects of DBS; however, there is a need for novel modeling techniques to keep pace with the growing complexity of DBS devices. These models also need to generate predictions quickly and accurately. The goal of this project is to develop an image processing pipeline to incorporate structural magnetic resonance imaging (MRI) and diffusion weighted imaging (DWI) into an interactive, patient specific model to simulate the effects of DBS. A virtual DBS lead can be placed inside of the patient model, along with active contacts and stimulation settings, where changes in lead position or orientation generate a new finite element mesh and solution of the bioelectric field problem in near real-time, a timespan of approximately 10 seconds. This system also enables the simulation of multiple leads in close proximity to allow for current steering by varying anodes and cathodes on different leads. The techniques presented in this paper reduce the burden of generating and using computational models while providing meaningful feedback about the effects of electrode position, electrode design, and stimulation configurations to researchers or clinicians who may not be modeling experts.

The goal of this project is to develop an interactive, patient-specific modeling pipeline to simulate the effects of deep brain stimulation in near real-time and provide meaningful feedback as to how these devices influence neural activity in the brain.

Targeting neuronalen Faser Traktate für Deep Brain Stimulationstherapie mit interaktiven, patientenspezifische Modelle

Deep brain stimulation (DBS), which involves insertion of an electrode to deliver stimulation to a localized brain region, is an established therapy for ...

In Vivo Two-Color 2-Photon Imaging of Genetically-Tagged Reporter Cells in the Skin

Fibroblasts are mesenchymal cells that change their morphology upon activation, ultimately influencing the microenvironment of the tissue they are located in. Although traditional imaging techniques are useful in identifying protein interactions and morphology in fixed tissue, they are not able to give insight as to how quickly cells are able to bind and uptake proteins, and once activated how their morphology changes in vivo. In the present study, we ask 2 major questions: 1) what is the time-course of fibroblast activation via toll-like receptor-4 (TLR4) and lipopolysaccharide (LPS) interaction and 2) how do these cells behave once activated? Using 2-photon imaging, we have developed a novel technique to assess the ability of LPS-FITC to bind to its cognate receptor, TLR4, expressed on peripheral fibroblasts in the genetic reporter mouse line; FSP1cre; tdTomatolox-stop-lox&#160;in vivo. This unique approach allows researchers to create in-depth, time-lapse videos and/or pictures of proteins interacting with live cells that allows one to have an increased level of granularity in understanding how proteins can alter cellular behavior.

Morphological changes occur in immune responsive fibroblast cells following activation and promote alterations in cellular recruitment. Utilizing 2-photon imaging in conjunction with a genetically engineered Fibroblast-specific protein 1 (FSP1)-cre; tdTomato floxed-stop-floxed (TB/TB) mouse line and green fluorescently tagged lipopolysaccharide-FITC, we can illustrate highly specific uptake of lipopolysaccharide in dermal fibroblasts and morphological changes in vivo.

In Vivo Zwei-Farben 2-Photon Enzgebung von genetisch markierten Reporterzellen in der Haut

Fibroblasts are mesenchymal cells that change their morphology upon activation, ultimately influencing the microenvironment of the tissue they are located ...