Le principal avantage de cet essai est la simplicité et la précision, car il ne nécessite pas un rinçage embryonnaire pour transférer à la fiole alimentaire et qui évite les pertes d’erreurs techniques. Ce protocole ne nécessite pas de compétences techniques expertes. Cependant, le bon moment et le transfert d’eau soignable sont importants pour sa précision et sa reproductibilité.
Antonio Rockwell, un doctorant récemment diplômé de mon laboratoire, démontrera cette procédure. Avant de commencer la procédure, verser la sagar de raisin dans une boîte de Pétri de 35 millimètres à moitié pleine et laisser l’agar se solidifier pendant une heure. Lorsque l’agar s’est solidifié, utilisez un petit couteau en plastique pour gratter doucement la surface de l’agar autour de l’extérieur de la plaque, laissant le milieu de la plaque exempt d’égratignures.
Ensuite, placez une petite quantité de pâte de levure fraîchement préparée au centre du plat et placez le plat dans une mini cage de collecte d’embryons. Pour la collecte d’embryons, placez d’abord deux femelles vierges de Drosophile et un jeune mâle à l’intérieur de la cage de collecte pendant 24 heures. Le lendemain, inspectez le fond de la plaque d’agar à la recherche d’embryons.
Si des embryons ont été posés, transférer la plaque d’agar dans une chambre humide et couvrir la plaque avec le couvercle pour éviter la déshydratation. Si plusieurs jours de pose doivent être marqués, placez une nouvelle plaque d’agar dans la cage de collecte. Utilisez le microscope pour déterminer le nombre d’embryons éclos et de larves de L1, et retournez les embryons dans la chambre humide à température ambiante jusqu’à ce que tous les embryons aient éclos et se soient développés en larves L1.
Après 48 heures, compter le nombre d’embryons éclos et de larves de L1 et utiliser une spatule pour enlever soigneusement le disque d’agar de raisin de la boîte de Petri, en plaçant le disque L1 côté vers le bas sur la nourriture dans un flacon alimentaire assez grand pour accueillir le disque. Inspectez ensuite soigneusement la boîte de Pétri pour les larves restantes. Surveillez le flacon alimentaire quotidiennement à peu près à la même heure chaque jour pour confirmer que les larves de L2 et de L3 peuvent être observées se rendant à la nourriture.
Enregistrez le nombre de pupes et de Drosophile adulte, en continuant à compter jusqu’à ce qu’il n’y ait plus d’adultes observés et en évitant de compter la génération suivante. Ensuite, effectuez une analyse chi-carrée. L’hypothèse nulle suppose une viabilité à 100 %, de sorte que le nombre d’adultes sera égal au nombre d’embryons éclos et l1 initialement enregistré et transféré aux flacons alimentaires.
Lorsque l’agar est placé sur le côté du flacon, bon nombre des embryons et des larves ne mûrissent pas chez les adultes, probablement en raison de la déshydratation du disque d’agar du raisin. Lorsque l’agar de raisin est placé face contre terre à l’intérieur du flacon en contact direct avec la surface des aliments, moins de 6 % de la descendance est généralement perdue, car l’agar reste hydraté pendant qu’il est en contact avec l’humidité des aliments instantanés à l’intérieur du flacon. Dans cette expérience représentative comparant le développement de la descendance sauvage et mutante, environ 91 % de la descendance mutante a mûri jusqu’à l’âge adulte en utilisant cette méthode, comparativement à 94 % de la descendance des mouches de type sauvage.
N’oubliez pas de transférer le disque d’agar côté embryon vers le bas dans le flacon alimentaire, puis, pour vérifier la boîte de Petri vide pour toutes les larves restantes qui n’ont pas été transférés. Une autre étape cruciale consiste à transférer le disque d’agar sur un flacon alimentaire au plus tard 48 heures après avoir retiré la plaque d’agar de raisin des mini cages de collecte d’embryons pour prévenir la déshydratation.
