이 작품은 AMD에 대한 NIH / NHGRI 게놈 학술 / 학부 전환 수상 (K22 HG002908) 및 시스템 생물학 연구소와 룩셈부르크의 대학 간의 전략적 제휴에 의해 지원되었다. 변종 또는 플라스미드에 대한 요청은 아미 더들리 (aimee.dudley @ gmail.com)로 지정해야합니다.

1. 변형 건설 및 특성 <ol><li> 반수체 균주 짝짓기와 diploids 2를 선택 또는 자연적으로 발생하는 이형 균주를 사용하여 크로스에 사용되는 이형 이배체 균주를 구축. 변종 GFP 항구는 안된다. </li><li> 변형이 YPD 2 + 200 ㎍ / ㎖의의 G418에 성장 할 수 없음을 확인합니다. </li><li> 변형이 포자를 형성 할 수 있는지 확인합니다. BEST 낮은 포자 효율 십자가와 호환되지만 낮은 포자 주파수 증가의 FACS 정렬 시간이 필요합니다. <ol><li> 5 ㎖ YPD에 긴장의 O / N 문화를 설정하고 30 ℃에서 교반과 함께 성장 </li><li> PBS (산도 7.4)와 O / N 문화 0.5 ㎖를 세 번 씻으십시오. </li><li> 세척 세포 펠렛, 2 ㎖ 포자 매체 7의 상층 액과에 resuspend를 제거합니다. </li><li> RT에서 세포를 교반 및 40X의 목적으로 위상차 광학 현미경을 사용하여 테트라 형성을 위해 매일 확인합니다. </li> &lt;/ OL&gt; </li><li> tetrads 적은 수의 (~ 20) 종래의 해부 2,3에 의해 십자가의 포자 가능성을 예상하고있다. 다른 변형 배경 사이의 십자가의 포자 가능성은 넓게 예측할 다릅니다. 그러나, 포자 생존을 선험적 기대 전에 균주를 저장 및 유전형의 노동력 및 비용 집약적 단계에 BEST 실험의 효율성을 평가하는 데 사용될 수있다. 따라서이 단계는 것이 좋습니다. </li></ol> 바코드 플라스미드의 도서관과 Diploids 2. 변환 <ol><li> 다음 수정을 Gietz 우즈 8에 설명 된 변환 프로토콜을 사용하여 이형 이배체 변형에 pCL2_BC 바코드 플라스미드를 삽입합니다. <ol><li> 세포는 20 분 동안 30 ° C에서 변형 혼합물을 배양 한 후, 변형 믹스의 볼륨의 8 %에 DMSO를 추가합니다. DMSO를 첨가 변환 효율을 향상 제가 밝혀졌다N 일부 변형 배경 9. </li><li> 열 충격 단계 후, 간단한 원심 분리로 세포 펠렛 변환 혼합물을 가만히 따르다 및 YPD 부드럽게 세포를 씻어. 이어서, 1 ml의 YPD에서 세포를 재현 탁하고이를 교반없이 3 시간 동안 RT에서 회수 할 수있다. </li></ol></li><li> 판 한천 YPD + G418 (200 ㎍ / ㎖)에 도금에 의해 형질 전환을 선택합니다. 플라스미드 바코드의 복잡한 수영장을 보장하기 위해, 식민지의 많은 수의, 플레이트 당 ~ 2,500 식민지와 예를 들어, 5 판을 수확. </li><li> 식민지 (30 ° C에서 성장 2 ~ 3 일간) 볼 수 있습니다되면, 조심스럽게 액체 YPD + G418 (200 ㎍ / ㎖) + 15 % 글리세롤로 판을들을 긁어하여 형질 전환 체를 풀. 와동이 세포 현탁액은, 냉동 보존 유리 병에 전송하고, C. 각 플레이트에 대해 별도의 냉동 재고를 확인 -80 ° 동결. 이러한 냉동 재고품 단계 3.1 출발 균주로서 역할을하고 또한 원하는 경우, 나중에 더 tetrads를 생성하는데 사용될 수있다. </리&gt; </ol> 3. 바코드 Tetrads을 구하는 형질 전환 세포의 라이브러리 포자 형성된 <ol><li> 교반하면서 30 ° C에서 5 ㎖ YPD + G418 (200 ㎍ / ml)에 O / N의 성장에 2.3에서 만든 냉동 주식 세포를 부활. </li><li> O에서 세포를 세척 / N 배양 PBS (산도 7.4)의 3 배 후 포자 형성 매체 7 플러스 200 ㎍ / ㎖의의 G418에있는 세포를 재현 탁. </li><li> RT에서 포자의 문화를 선동하고 새로운 tetrads 형성 중지 할 때까지 매일 포자의 진행 상황을 모니터링 할 수 있습니다. </li><li> 문화가 잘 형성 tetrads과 상대적으로 적은 산모와 아기를 포함하면, 교반에서 문화를 제거하고 최소 7 일 동안 실온에서 둡니다. 일부 십자가가 (7.3에 설명 된대로 평가) 즉시 tetrads가 형성로 판 소화 장애에 대한 의무가있을 수 있지만, 추가 배양 (실험 7-10 일) 다른 십자가에 필수적입니다. 따라서이 단계는 것이 좋습니다. </li></ol> 4. 설립테트라 정렬을위한 FACS 게이츠 meiotically는 pCL2_BC 플라스미드에 SPS2-GFP 융합은 포자 문화 tetrads가 감지 형광하여 문화로부터 격리 될 수 있도록 표현했다. 다음 프로토콜 FACSAria II 개발되었다. <img alt="그림 2" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/51401/51401fig2highres.jpg" width="500" /> 네 순차적 게이트의 그림 2. FACS 게이트. 시리즈는 tetrads을 분리하는 데 사용됩니다. (A)에 도시 게이트와 (B)는 대단히 짧은 시간의 수를 줄일 수 있습니다. 형광 이벤트는 (C)의 게이트에 선정된다. (D)의 막대 그래프는 두 개의 봉우리가 있습니다. 왼쪽 피크의 이벤트는 주로 tetrads (왼쪽 삽입 된 이미지), 그리고 오른쪽 피크 이벤트는 일반적으로 연결된 새싹 (오른쪽 삽입 된 이미지)와 tetrads 있습니다. 마지막 문은대부분 tetrads (빨간색 막대) 이벤트를 선택하려면이 막대 그래프에 적용. 이 수치는 등 1, 러들로에서 수정되었습니다. <ol><li> FACS 분류기에 포자 문화를 넣고 파편, 응집 세포 및 방울 당 여러 개의 세포를 제외 할 두 앞으로 산란 및 측면 산란 게이트를 설정 (그림 2A와 2B). </li><li> SPS2-GFP 기자 구문을 사용하는 경우 댓구 및 tetrads (10)를 포함 형광 세포의 인구가 있어야합니다. 문이 형광 이벤트 (그림 2C)를 포함하는 FSC 대 GFP. </li><li> 스트레인 배경에 따라서는 tetrads 및 다른 셀을 포함 덩어리를 제거하기 위해 추가 게이트를 포함 할 필요가있다. 이 필요한 경우, 형광 이벤트 FSC 히스토그램을 검사하고 낮은 FSC (그림 2D, 게이트 이벤트가 빨간색입니다) 이벤트를 포함하는 게이트를 지정합니다. </li><li> t의 효율성을 점검<html> 그는 현미경 슬라이드 상 ~ 1500 tetrads 정렬 및 400X 배율에서 위상차 현미경을 사용하여 비 tetrads에 tetrads의 비율을 계산하여 정권 게이팅. tetrads의 %가 정확하게 만 ~ 200 정렬 이벤트를 계산하여 추정 만 ~ 1,500 시간의 양을 줄일 수 정렬하면 현미경 슬라이드에 세포를 찾고 소비 할 수 있습니다. 대안 적으로, 비 tetrads 행 tetrads의 비율은 4.5 단계 동안 평가 될 수있다. </li><li> 주기적 분류기 정확하게 현미경 슬라이드 상 25 tetrads 정렬 및 400X 배율에서 위상차 현미경을 이용하여 액체 방울에 포함 된 세포를 검사함으로써 이벤트의 수를보고하는 것을 확인하세요. 물방울의 25 tetrads이 있어야합니다. FACS 악기의 분산을 평가하기 위해 3 배를 반복합니다. </li></ol> 한천 판에 5. 정렬 Tetrads p_upload/51401/51401fig3highres.jpg &quot;폭 =&quot;500 &quot;/&gt; FACS 분류기에 한천 플레이트의 그림 3. 배치. 표준 (원형) 한천 플레이트, 표준 (100mm 직사각형)의 중간에 배치 zymolyase 솔루션의 작은 방울로 tetrads를 정렬하는 96 - 웰 플레이트는 처음이다 셀 분류기의 스테이지에 배치하고 분류기는 (이 경우 D5에) 특정 우물에 tetrads을 입금하도록 프로그램되어있다. 그리고, 원형 한천 플레이트를 96 - 웰 플레이트 위에 놓이며 zymolyase의 저하가 지정된 잘 위에 중심되도록 정렬된다. <ol><li> FACS 분류기 근처에 위치 37 ° C 배양기에서 적어도 1.5 시간 동안 YPD + G418 (200 ㎍ / ㎖) 판의 원하는 번호를 따뜻하게. </li><li> 정렬 프로토콜의 주요 기능은 정확하게 FACS는 zymolyase 솔루션의 풀을 포함하는 한천 플레이트의 특정 위치에 tetrads 정렬 대상으로하는 기능입니다. t에이 작업을 수행하려면, &quot;랜드 마크&quot;를 배치 96 웰 플레이트그는 분류기의 셀 증착 장치 (ACDU)를 자동화. 96 - 웰 형식 잘 하나에 25 tetrads을 정렬하는 정렬 레이아웃을 준비합니다. 선택 잘 플레이트의 중앙 근처에, 예를 들면 잘 D5. 그림 3은 셀 분류기에로드 페트리 접시 96 - 웰 플레이트를 보여줍니다. 접시 당 25 tetrads를 정렬하면 잘 분리 된 콜로니를 얻을​​ 수 있습니다. </li><li> 분류기에 37 ° C 배양기에서 10 한천 플레이트의 스택을 가지고. </li><li> 접시의 중앙 부근에 한천에 zymolyase 솔루션 중 하나 한천 플레이트와 피펫 25 μL (0.7 M 소르비톨 1 ㎎ / ㎖)을 가져 가라. 그런 다음, 단계 5.2, 예를 들면 잘 D5에서 잘 대상에 zymolyase 방울을 정렬, 랜드 마크 96 - 웰 플레이트에 플레이트를 배치합니다. </li><li> 정렬을 시작하고 한천 플레이트에 zymolyase 방울의 중간에 25 tetrads을 입금. 그런 다음, 제거하고 플레이트를 커버한다. </li><li> 반복 5.4 단계 5.5 25까지 tetrads는 스택의 각 접시에 zymolyase 방울로 분류되었다. </li&gt; <li> 37 ° C의 배양기에 테트라 함유 플레이트의 스택을 반환합니다. </li><li> 모든 플레이트 tetrads가 될 때까지 5.7을 통해 5.3 단계를 반복합니다. </li></ol> 6.을 분리 포자 <ol><li> 1.5 시간 동안 37 ° C에서 테트라 함유 한천 플레이트의 각 스택을 품어. </li><li> , 인큐베이터에서 접시를 제거 접시 당 15-25 멸균 3mm 유리 구슬을 추가하고, 3 ~ 5 분 동안 스택 (또는 5 판의 두 스택 등)로 판을 흔들. 가장 포자 분리는 뒷면에 측면 또는 전면 좌우로 견고하게 판을 이동함으로써 달성된다. 이러한 판의 바깥 쪽 가장자리 주위에 구슬 &quot;소용돌이&quot;가 판을 이동하지 마십시오. 완료되면 접시에 구슬을 남겨주세요. </li><li> 구슬이 30 ° C 배양기에서 얼굴 플레이트의 스택을 놓습니다. 37 ° C 배양기에서 다음 스택 플레이트를 검색하고, 6.2 단계를 반복합니다. </li><li> 30 ° C에서 접시 O / N을 품어 </li></ol> 7. 수확 식민지 <ol><li> 후30 ° C에서 O / N 배양, 작은 식민지가 판을 형성해야합니다. 조심스럽게 유리 구슬을 방해하지 않고 인큐베이터에서 접시를 제거합니다. </li><li> 정중하게 유리 구슬을 제거하고 신속하게 깊은 용기에 번호판을 반전. 컨테이너는 그들을 위로 반사하여 한천 판을 칠 허용하지 않고 구슬을 잡을 수있을만큼 깊이해야한다. 이 반전되는 동안 접시의 바닥을 두드리는 것은 플레이트에 붙어있는 구슬을 제거하는 데 도움이 될 수 있습니다. 이 구슬은 탈 물로 잘 세척 및 고압 증기 멸균에 의해 살균 비누로 철저히 세척하여 재사용 할 수 있습니다. </li><li> 각 접시에 콜로니의 수를 계산하고 포자 분리 및 복구의 효율성을 추정하기 위해 식민지의 번호를 사용합니다. 예를 들어, 근처에 100 % 생존과 크로스 플레이트 당 25 tetrads 접시 당 100 콜로니의 총을 얻을 수 있습니다. </li><li> 각 콜로에서 충분한 식민지의 숫자 (높은 생존 능력의 십자가에 대한&gt; 65), 전송 세포와 플레이트에서+ G418 YPD 액체를 함유하는 96 - 웰 플레이트의 분리에 잘 NY. 또한, 우물이 같은 한천 플레이트에서 식민지를 포함하는 주목을; 이 정보는 테트라 할당 소프트웨어를 돕기 위해 사용될 것이다. </li><li> 유전자형과 냉동 글리세롤 주식 등의 변종을 절약 문화를 배정하는 96 - 웰 액체 접시를 사용합니다. RAD 태그 서열 및 서열 분석에 대한 세부 사항은 러들로 등의 알 1에서 찾을 수 있습니다. </li></ol>

<ol>
	<li>Ludlow, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+tetrad+analysis.">High-throughput tetrad analysis.</a> Nat Methods. 10, 671-675 (2013).</li><li>Rose, M., Winston, F., Hieter, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Methods in Yeast Genetics A Laboratory Course Manual. , (1990).</li><li>Morin, A., Moores, A. W., Sacher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissection+of+Saccharomyces+cerevisiae+asci.">Dissection of Saccharomyces cerevisiae asci.</a> J Vis Exp. 27, (2009).</li><li>Winge, O., Laustsen, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=On+two+types+of+spore+germination,+and+on+genetic+segregations+in+Saccharomyces+demonstrated+through+single+spore+cultures.">On two types of spore germination, and on genetic segregations in Saccharomyces demonstrated through single spore cultures.</a> C.R. Trav. Lab. Carlsberg Ser. Physiol. 24, 263-315 (1937).</li><li>Coluccio, A., Neiman, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interspore+bridges:+a+new+feature+of+the+Saccharomyces+cerevisiae+spore+wall.">Interspore bridges: a new feature of the Saccharomyces cerevisiae spore wall.</a> Microbiology. 150, 3189-3196 (2004).</li><li>Baird, N. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+SNP+discovery+and+genetic+mapping+using+sequenced+RAD+markers.">Rapid SNP discovery and genetic mapping using sequenced RAD markers.</a> PLoS One. 3, (2008).</li><li>Tong, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systematic+genetic+analysis+with+ordered+arrays+of+yeast+deletion+mutants.">Systematic genetic analysis with ordered arrays of yeast deletion mutants.</a> Science. 294, 2364-2368 (2001).</li><li>Gietz, R. D., Woods, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transformation+of+yeast+by+lithium+acetate/single-stranded+carrier+DNA/polyethylene+glycol+method.">Transformation of yeast by lithium acetate/single-stranded carrier DNA/polyethylene glycol method.</a> Methods Enzymol. 350, 87-96 (2002).</li><li>Hill, J., Donald, K. A., Griffiths, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DMSO-enhanced+whole+cell+yeast+transformation.">DMSO-enhanced whole cell yeast transformation.</a> Nucleic Acids Res. 19, 5791-57 (1991).</li><li>Gerke, J. P., Chen, C. T., Cohen, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Natural+isolates+of+Saccharomyces+cerevisiae+display+complex+genetic+variation+in+sporulation+efficiency.">Natural isolates of Saccharomyces cerevisiae display complex genetic variation in sporulation efficiency.</a> Genetics. 174, 985-997 (2006).</li><li>Bloom, J. S., Ehrenreich, I. M., Loo, W. T., Lite, T. L., Kruglyak, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Finding+the+sources+of+missing+heritability+in+a+yeast+cross.">Finding the sources of missing heritability in a yeast cross.</a> Nature. 494, 234-237 (2013).</li><li>Fogel, S., Mortimer, R., Lusnak, K., Tavares, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Meiotic+gene+conversion:+a+signal+of+the+basic+recombination+event+in+yeast.">Meiotic gene conversion: a signal of the basic recombination event in yeast.</a> Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 43 Pt 2, 1325-1341 (1979).</li></ol>

저자가 공개하는 게 없다.

복잡한 특성 매핑 (11)로부터 DNA 재조합 (12)를 기본 메커니즘의 연구에 이르기까지 유전학 연구의 많은 지역은 자손의 매우 큰 숫자와 DNA 염기 서열의 높은 볼륨을 필요로합니다. 높은 처리량의 DNA 시퀀싱의 용량을 기존의 접근 방식의 힘 결혼 기술 이전에 다루기 힘든이었다 연구를 가능하게 할 가능성이있다. 여러 높은 처리량 효모 유전학 방법은 특정 문제에 효과적으로 적용되어 있지만, 각각의 기존 테트라 분석의 광범위한 응용에 미치지 제한 사항이 있습니다. 테트라 해부를 결합 높은 처리량 접근 방식을 채택하고 효모 십자가의 자손 유전형에 의한 BEST 주소 이러한 과제. 멀티 플렉스 RAD 태그의 순서와 함께, BEST 고유 테트라 바코드에 의해 테트라 관계를 유지하면서 각각의 자손 균주의 유전자형 정보를 수집합니다하는 저렴한 방법을 제공합니다.0; 모든 현재 높은 처리 방법을 사용 BEST 가장 가깝게 수동 해부 효모 교차에 의해 제공된 정보가 되풀이되었습니다. BEST는 두 가지 주요 기능을 가지고 있습니다. 첫 번째는 빠르게 (프로토콜 5-6 단계) 거리 문화 unsporulated 세포 tetrads을 분리하는 FACS를 사용하는 것입니다. 형광 이벤트 (tetrads)의 수천을 분리 할 수​​있는 능력은 BEST에게 처리량이 가장 큰 이득을 제공합니다. 이 자동화로 인해 시각적으로 희귀 한 이벤트를 식별하는 데 필요한 시간이 증가로, 낮은 포자 효율 십자가 수동 해부를 통해 더 큰 이점을 제공한다. 두 번째 중요한 특징은 테트라 각각 자매 포자로 송신된다 고도로 복잡한 분자 바코드 (프로토콜 단계 2)의 사용이다. 이러한 바코드는 무작위 필요성 수동 정렬 격자의 배열 셀이 완화되는, 한천 플레이트에 분산 된 테트라 드 포자 간의 관계를 재구성 계산하는데 사용될 수 있기 때문이다. 마지막으로,분자 바코드와 포자 특정 GFP 리포터 유전자가 물리적으로 (같은 플라스미드에) 연결되어 있기 때문에, 분자 바코드를 유지 만 tetrads는 FACS 정렬에 의해 선택된다. 문화 포자 매체에 배양해야하는 시간을 제어하는​​ 두 가지 고려 사항이 있습니다. 포자 특정 기자 (SPS2-GFP)이 초기의 감수 분열로 표현되기 때문에 첫째, 혼자 GFP는 감수 분열 (즉, 산모와 아기를) 완료하지 않은 세포에서 완전한 4 - 포자 tetrads를 구분하지 않습니다. 추가 FACS 게이팅 형광, 불완전 tetrads의 수를 줄일 수 있지만, 원치 않는 사건을 줄일 수있는 가장 쉬운 방법은 단순히 포자 문화를 모니터링 (3.3 단계) 한 번 새로운 tetrads 형성 중지 진행되고있다. 우리의 실험에서는, 우선 댓구의 빈도는 1 % 미만이다. 둘째, 동요하지 않고 실온에서 포자 형성 매체에서 보낸 일부 십자가 추가 시간에 시그 (3.4 단계)촉진 시켜서 사실,이 단계는 약간의 십자가의 중단을 위해 절대적으로 필요하다 도금 동안 유리 구슬로 tetrads의 분리 ((프로토콜 6 단계). 향상시킵니다. 모두 높은 처리량 방법과 마찬가지로, BEST는 대응하는 기존의 방법보다 &quot;시끄럽다&quot;입니다. 기존 테트라 절제술에 비해 최고 효율의 겸손한 감소는 여러 가지 요인의 조합에서 발생할 수 있습니다. 한 가지 요인으로 인해 공정의 기계적 스트레스에 포자 사멸을 확산하거나 증가하는 동안 유리 비드의 접착에서 발생할 수있는, 달리 실행 가능한 포자의 증가 된 손실이다. 두 번째 요인은 세포의 감수 분열시 간단한 플라스미드 손실 될 수 있습니다. 세 번째 요인은 혼합 유전자형을 가진 식민지에서 발생 가능한 식민지에서 효과적인 감소 될 수있다, 우리의 파일럿 식민지의 추정 ~ 5 % 1을 교차. 이들 식민지 자매 포자 분리의 실패를 나타내는 것으로 보인다. 때문에 빠른 불소escence 정렬 및 포자 분리 tetrads 엄청난 숫자의 컬렉션을 허용, BEST는 잘 규모의 효율 감소를 극복하기 위해 장착되어 있습니다. BEST 미래의 반복 수동 절개의 접근 효율성을 증가시킬 수 있지만, 그것은 DNA 시퀀싱 용량의 현재 지수 궤적이 빠르게 사용할 변형 손실이 수준을 보상 할 것을 아마 가능성이 높습니다. 어쨌든, BEST는 적용 할 수있는 규모가 원소 분석을 수행 할 수있는 능력은 현재 설명서의 방법에 의해 실행할 수 없게되어 연구를 가능하게 할 것이다.

일반적으로가 원소 분석으로 알려진 감수 유전자 매핑, 효모 유전학의 중심이다. 간단히, 각 각 염색체의 단일 복사본을 포함하는 두 개의 반수체 균주, 각 염색체의 두 개의 사본, 각 부모로부터 하나 이형 이배체 긴장을 형성하기 위해 결합됩니다. 질소 이배체 세포를 굶주리는 것은 염색체 복제, 재 배열을 받아야하고, 각각의 부모로부터 대립 유전자의 새로운 조합으로 네 개의 반수체 세포 (포자 또는 segregants)로 나누어 (포자)하는 감수 분열을 유도한다. 단일 감수 분열로 인한 사 포자 테트라 박리라는 수동 프로세스에 의해 단리 될 수있다. 1937 4에 해당 출판물 때문에 상대적으로 조금 변경되었습니다 기존 테트라 해부 2,3 세 가지 목표를 가지고 있습니다. 첫째, 감수 분열 (tetrads)을받은 세포는 식물 세포의 배경에서 멀리 격리해야합니다. 기존의 분석에서, 이것은 사용하는 사람의 연구원에 의해 수행된다현미경은 시각적으로 agar 접시에 tetrads을 식별하고 미세 조작기 장치는 시각적으로 agar 접시에 tetrads을 식별하고 플레이트의 세포가없는 지역에 테트라를 이동하는 미세 조작기를 이용하여 사용합니다. 다음으로, 테트라에서 4 개의 포자는 물리적으로 interspore 연결을 방지하기 위해 구분해야합니다. 테트라 내에서 포자는 자낭, 원래 배체 세포의 세포벽의 남은 및 interspore 교량 5 세트 모두 함께 개최된다. 기존 테트라 분석에서 자낭은 소화 효소에 의해 제거하고, 연구원은 interspore 교량을 파괴하고 포자를 떨어져 애타게 미세 조작기를 사용합니다. 마지막으로, 개개의 포자는 포자의 관계를 유지 그리드 화 패턴으로 배열되어, 네 개의 행 즉, 모든 자손은 동일한 일본어 테트라 여동생 포자이다. 경험이 풍부한 효모 연구원은 10 tetrads (일반적으로 허용되는 최소 수를 해부하는 과정을 완료 할 수 있습니다약 15 분에) 간 당. 우리는 우리가 1 (BEST) T의 etrads의 nabled S의 equencing B의 arcode의 E 전화를 새로운 높은 처리량가 원소의 유전자형 방법을 개발했습니다. BEST는 절연되어 자손 많은 수의 유전자형, 그리고 네 감수 제품의 자매 포자의 관계를 복구 할 수 있도록하는 방식으로 개인과 유지의 생성 및 유전자형을 가능하게하여 높은 처리량 유전학 현재의 방법에 따라 확장합니다. 이 세 가지 주요 전략 (그림 1)를 사용하여 수행됩니다. 첫 번째는 GFP와 세포의 감수 분열을받은 셀 라벨과 그들이 (FACS)를 정렬 형광 활성화 된 셀에 의해 분리 할 수​​ 기자 구문의 소개입니다. 제가 원소의 네 포자에 송신하고 Progen는 재조합 DNA의 염기 서열에 의해 판독 될 수있는 형태로 매우 복잡한 DNA 바코드의 내장 (15 무작위 뉴클레오티드 문자열)이며따라서 Y와 같은 테트라에서 자매 포자를 식별합니다. 세 번째는 유전자형 단계이며, BEST 포착하는 게놈 마커 세트뿐만 아니라 테트라 특정 바코드를 모두 다수의 유전자형 플랫폼과 호환됩니다. 우리는 이에 일관된 2-3 자손 균주의 게놈의 %뿐만 아니라 캡처, 제한 사이트 관련 DNA 태그 시퀀싱 (RAD-서열) 특정 제한 사이트 1 게놈 시퀀싱을 지시 6 방법을 사용 플라스미드 매개 바코드 . 십자가에서 경험적으로 파생 된 유전자형 데이터와 함께 테트라 관계의 회복은 낮은 순서의 범위와 마커의 상태와 inviable (따라서 복구 할 수없는) 개인의 전체 유전자형을 포함하여 누락 된 정보의 정확한 추론을 할 수 있습니다. 여기서, 우리는 감수 매핑을 위해 가장 일반적으로 사용되는 미생물, 효모 S.보기에서 방법의 응용을 설명 사카로 마이 세스 세레 비시 애. 그러나 유기체 특정 정말이에요의 사소한 대체와신사는, GFP 융합 예를 들어, 다른 포자 특정 단백질이 방법은 감수 매핑이 집중 또는 현재 어려운 훨씬 더 노동하는 생물 등 다른 미생물에 쉽게 양도해야한다. <img alt="그림 1" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/51401/51401fig1highres.jpg" width="400" /> 그림 1. 가장 좋은 방법. (A) pCL2_BC 플라스미드는 포자 특정 GFP 융합, G418에 대한 저항, 그리고 15 메르 임의의 바코드와 함께 2 마이크론 플라스미드이다. 플라스미드 라이브러리의 건설은 러들로 등의 알 1에 설명되어 있습니다. (B) 바코드 플라스미드의 풀은 십자가에서 이배체 균주로 변환됩니다. (C) 형질 전환 한 다음 선택에서 재배되고 ~ 10,000 변형 식민지 풀링 및 포자됩니다. 감수 분열시가 원소의 각 포자가 공동 상속바코드 플라스미드의 평. (D) Tetrads는 FACS로 unsporulated 세포를 분리하고 소화 각 포자가 식민지를 형성 할 수 있도록 중단되는 한천 플레이트에 수집됩니다. (E) 콜로니는 그 다음 96 웰 플레이트에 고른 phenotyped 및 유전자형된다. 유전형 동안 플라스미드 바코드 판독하고 각각의 테트라 개의 멤버를 식별하기 위해 사용된다. 이 그림은 러들 외 여러분 1에서 수정되었습니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51401/51401fig1highres.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

<table><tbody><tr><td>FACSAria II (Special order unit)</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td>Other cell sorters should work for this procedure. The key factors are: (1) a laser/detection system for the fluorescent reporter being used (488 nm laser to excite EGFP in our case), (2) the ability to sort single events, (3) the ability to sort onto microscope slides for assessing the sort quality and (4) the ability to sort onto Petri dishes</td></tr><tr><td>Automated Cell Deposition Unit (for FACSAria II)</td><td>BD Biosciences</td><td>643155 (if purchased separately from the FACSAria instrument)</td><td></td></tr><tr><td>Zymolyase 100T</td><td>Seikagaku Biobusiness</td><td></td><td></td></tr><tr><td>G418</td><td>A.G. Scientific</td><td></td><td>http://www.agscientific.com/molecular-biology/gene-expression/g-418-sulfate-solid.html</td></tr></tbody></table>

best: barcode enabled sequencing of tetrads

테트라 분석은 효모 유전학을위한 유용한 도구입니다,하지만 프로세스의 힘든 수동 성격은 큰 규모에 해당 응용 프로그램을 방해하고있다. 바코드 Tetrads의 시퀀싱 (BEST) 1, 분리 방해 및 tetrads 간격의 수동 프로세스를 대체 할 수있었습니다. BEST 직접 자낭이 효소 소화하고 포자가 중단되고, 무작위로 유리 구슬 도금에 의해 배열 한천 플레이트에 tetrads의 형광 활성화 된 셀 정렬을 허용하는 포자 특정 GFP 융합 단백질의 미덕으로 tetrads을 분리합니다. 포자 유전자형 동안 읽을 분자 바코드를 사용하여 동일한 테트라에서 유래, 즉 정보를하는지에 대한 반수체 식민지 다음, 자매 포자 관계가 할당됩니다. 수동 해부의 병목 현상을 제거함으로써, tetrads의 수백 또는 수천 분에 격리 할 수​​ 있습니다. 여기에서 우리는 효모에 최선을 수행하는 데 필요한 실험 절차에 대한 자세한 설명을 제공사카로 마이 세스 세레 비시 애, 반수체 감수 자손에서 파생 된 식민지의 분리를 통해 이형 이배체 변형으로 시작.

BEST 크게 tetrads 포자로부터 절연 될 수있는 속도를 향상시킬 수있다. 이 방법은 제공 할 수있는 처리량의 예를 들어, 한 연구원은 3 시간 1 149 한천 플레이트로 정렬 FACS 및 포자 분리 (단계 5.1 6.3을 통해) 한. 동등한 수익률 (약 3,725 tetrads)는 수동 해부의 90 시간을 필요로한다. 그러나, 많은 높은 처리량 방법과 마찬가지로, 방법의 현재 반복 수동 절개에 비해 효율의 일부 손실이있다. 콜로니 수가 감소 수동 해부 (단계 1.4)에 의해 결정 크로스 포자 생존 능력에 기초하여 계산 된 기대에 비해 회수로 이는 손실이 나타난다. 포자 손실 (토의)의 원인이 랜덤 포자에 영향을 가정하면, 추정 회수 콜로니가 1, 2, 3 또는 4 포자가 복구되고있는 tetrads의 부재 (도 4)이 얼마나 많이 만들어 질 수있다. 테트라 수준 성공적으로 (식민지로) 포자를 복구 할 수 있습니다. 실패의 방법 효율의 그림 4. 시뮬레이션 이항 분포가 사용 된 등 포자 inviability, 유리 구슬에 포자 부착, 서로 포자를 분리 실패가 원인 일 수 있습니다 성공적으로 회수 된 모든 포자의 비율에 기초하여 4, 3, 2 또는 1 콜로니를 생산하는 (적어도 하나의 성공적으로 회수 된 포자) tetrads의 예상 비율은 계산. 또는 - 4 - 포자 tetrads이 그래프는 궁극적으로 (3)에 조립합니다 균주의 수에 거친 가이드 역할을 할 수 있습니다. 플레이트 증가 당 콜로니 수가 있으므로 회수 완료 tetrads의 수는 않는다. 실험은 위의 설명에서 100 %로 포자 생존 가까이 함께 십자가에서 25 tetrads은 (DET로) 설명서를 해부하여 ermined 1 149 한천 플레이트에 도금했다. 이 실험에서 관찰 된 접시 당 콜로니의 최대 수는 20 포자 개별 콜로니를 형성하지 못했음을 나타내는, 80이었다. 접시 당 콜로니의 평균 수는 65 식민지 이상을 포함하는 61 판 수확 순서가되었다에서 62. 식민지였다. 또는 4 - - 시퀀싱 품질 관리를 통과 3700 균주, 72 %가 3 계산적으로 지정 될 수있는 포자를 tetrads.

Watch this Scientific Journal Video about BEST: Barcode Enabled Sequencing of Tetrads at JoVE.com

BEST: Barcode Enabled Sequencing of Tetrads

Tetrads의 바코드 사용 시퀀싱 (BEST)를 분리 방해 및 tetrads 간격의 수동 프로세스를 대체합니다. BEST는 한천 플레이트에 정렬 형광 활성화 된 셀에 의해 tetrads를 격리 유리 구슬로 교반하여 포자를 분리하고, 무작위로 배열 된 식민지는 분자 바코드를 사용하여 동일한 원본 테트라에서 파생 된 결정합니다.

BEST : Tetrads의 바코드 사용 시퀀싱

Tetrad analysis is a valuable tool for yeast genetics, but the laborious manual nature of the process has hindered its application on large scales. ...

best-barcode-enabled-sequencing-of-tetrads

Research

JoVE Journal

Biology

10.0K 조회수.  Pacific Northwest Diabetes Research Institute.  Tetrads의 바코드 사용 시퀀싱 (BEST)를 분리 방해 및 tetrads 간격의 수동 프로세스를 대체합니다. BEST는 한천 플레이트에 정렬 형광 활성화 된 셀에 의해 tetrads를 격리 유리 구슬로 교반하여 포자를 분리하고, 무작위로 배열 된 식민지는 분자 바코드를 사용하여 동일한 원본 테트라에서 파생 된 결정합니다. 

비디오: BEST: Barcode Enabled Sequencing of Tetrads

Mapping Genome-wide Accessible Chromatin in Primary Human T Lymphocytes by ATAC-Seq

Assay for Transposase-Accessible Chromatin with high-throughput sequencing (ATAC-seq) is a method used for the identification of open (accessible) regions of chromatin. These regions represent regulatory DNA elements (e.g., promoters, enhancers, locus control regions, insulators) to which transcription factors bind. Mapping the accessible chromatin landscape is a powerful approach for uncovering active regulatory elements across the genome. This information serves as an unbiased approach for discovering the network of relevant transcription factors and mechanisms of chromatin structure that govern gene expression programs. ATAC-seq is a robust and sensitive alternative to DNase I hypersensitivity analysis coupled with next-generation sequencing (DNase-seq) and formaldehyde-assisted isolation of regulatory elements (FAIRE-seq) for genome-wide analysis of chromatin accessibility and to the sequencing of micrococcal nuclease-sensitive sites (MNase-seq) to determine nucleosome positioning. We present a detailed ATAC-seq protocol optimized for human primary immune cells i.e. CD4+ lymphocytes (T helper 1 (Th1) and Th2 cells). This comprehensive protocol begins with cell harvest, then describes the molecular procedure of chromatin tagmentation, sample preparation for next-generation sequencing, and also includes methods and considerations for the computational analyses used to interpret the results. Moreover, to save time and money, we introduced quality control measures to assess the ATAC-seq library prior to sequencing. Importantly, the principles presented in this protocol allow its adaptation to other human immune and non-immune primary cells and cell lines. These guidelines will also be useful for laboratories which are not proficient with next-generation sequencing methods.

Assay for Transposase-Accessible Chromatin coupled with high-throughput sequencing (ATAC-seq) is a genome-wide method to uncover accessible chromatin. This is a step-by-step ATAC-seq protocol, from molecular to the final computational analysis, optimized for human lymphocytes (Th1/Th2). This protocol can be adopted by researchers without prior experience in next-generation sequencing methods.

ATAC Seq에 의해 기본 인간 T 림프 톨에 게놈 넓은 접근 Chromatin 매핑

Assay for Transposase-Accessible Chromatin with high-throughput sequencing (ATAC-seq) is a method used for the identification of open (accessible) regions ...

연구

유전학

Flow-pattern Guided Fabrication of High-density Barcode Antibody Microarray

Antibody microarray as a well-developed technology is currently challenged by a few other established or emerging high-throughput technologies. In this report, we renovate the antibody microarray technology by using a novel approach for manufacturing and by introducing new features. The fabrication of our high-density antibody microarray is accomplished through perpendicularly oriented flow-patterning of single stranded DNAs and subsequent conversion mediated by DNA-antibody conjugates. This protocol outlines the critical steps in flow-patterning DNA, producing and purifying DNA-antibody conjugates, and assessing the quality of the fabricated microarray. The uniformity and sensitivity are comparable with conventional microarrays, while our microarray fabrication does not require the assistance of an array printer and can be performed in most research laboratories. The other major advantage is that the size of our microarray units is 10 times smaller than that of printed arrays, offering the unique capability of analyzing functional proteins from single cells when interfacing with generic microchip designs. This barcode technology can be widely employed in biomarker detection, cell signaling studies, tissue engineering, and a variety of clinical applications.

This protocol outlines the fabrication of a large-scale, multiplexed two-dimensional DNA or antibody array, with potential applications in cell signaling studies and biomarker detection.

고밀도 바코드 항체 마이크로 어레이의 흐름 패턴 가이드 제작

Antibody microarray as a well-developed technology is currently challenged by a few other established or emerging high-throughput technologies. In this ...

화학

High-throughput Identification of Gene Regulatory Sequences Using Next-generation Sequencing of Circular Chromosome Conformation Capture (4C-seq)

The identification of regulatory elements for a given target gene poses a significant technical challenge owing to the variability in the positioning and effect sizes of regulatory elements to a target gene. Some progress has been made with the bioinformatic prediction of the existence and function of proximal epigenetic modifications associated with activated gene expression using conserved transcription factor binding sites. Chromatin conformation capture studies have revolutionized our ability to discover physical chromatin contacts between sequences and even within an entire genome. Circular chromatin conformation capture coupled with next-generation sequencing (4C-seq), in particular, is designed to discover all possible physical chromatin interactions for a given sequence of interest (viewpoint), such as a target gene or a regulatory enhancer. Current 4C-seq strategies directly sequence from within the viewpoint but require numerous and diverse viewpoints to be simultaneously sequenced to avoid the technical challenges of uniform base calling (imaging) with next generation sequencing platforms. This volume of experiments may not be practical for many laboratories. Here, we report a modified approach to the 4C-seq protocol that incorporates both an additional restriction enzyme digest and qPCR-based amplification steps that are designed to facilitate a greater capture of diverse sequence reads and mitigate the potential for PCR bias, respectively. Our modified 4C method is amenable to the standard molecular biology lab for assessing chromatin architecture.

High-throughput Identification of Gene Regulatory Sequences Using Next-generation Sequencing of Circular Chromosome Conformation Capture 4C-seq

The identification of physical interactions between genes and regulatory elements is challenging but has been facilitated by chromosome conformation capture methods. This modification to the 4C-seq protocol mitigates PCR bias by minimizing over-amplification of PCR templates and maximizes the mappability of reads by incorporating an addition restriction enzyme digest step.

차세대 시퀀싱의 원형 염색체 구조를 사용 하 여 유전자 규제 시퀀스의 높은 처리량 Id (4 C-seq)를 캡처

The identification of regulatory elements for a given target gene poses a significant technical challenge owing to the variability in the positioning and ...

Digital PCR-based Competitive Index for High-throughput Analysis of Fitness in Salmonella

A competitive index is a common method used to assess bacterial fitness and/or virulence. The utility of this approach is exemplified by its ease to perform and its ability to standardize the fitness of many strains to a wild-type organism. The technique is limited, however, by available phenotypic markers and the number of strains that can be assessed simultaneously, creating the need for a great number of replicate experiments. Concurrent with large numbers of experiments, the labor and material costs for quantifying bacteria based on phenotypic markers are not insignificant. To overcome these negative aspects while retaining the positive aspects, we have developed a molecular-based approach to directly quantify microorganisms after engineering genetic markers onto bacterial chromosomes. Unique, 25 base pair DNA barcodes were inserted at an innocuous locus on the chromosome of wild-type and mutant strains of Salmonella. In vitro competition experiments were performed using inocula consisting of pooled strains. Following the competition, the absolute numbers of each strain were quantified using digital PCR and the competitive indices for each strain were calculated from those values. Our data indicate that this approach to quantifying Salmonella is extremely sensitive, accurate, and precise for detecting both highly abundant (high fitness) and rare (low fitness) microorganisms. Additionally, this technique is easily adaptable to nearly any organism with chromosomes capable of modification, as well as to various experimental designs that require absolute quantification of microorganisms.

Digital PCR-based Competitive Index for High-throughput Analysis of Fitness in Salmonella

This molecular-based approach for determining bacterial fitness facilitates precise and accurate detection of microorganisms using unique genomic DNA barcodes that are quantified via digital PCR. The protocol describes calculating the competitive index for Salmonella strains; however, the technology is readily adaptable to protocols requiring absolute quantification of any genetically-malleable organism.

살모넬라에서 피트니스의 높은 처리량 분석을 위한 디지털 PCR 기반 경쟁 지수

A competitive index is a common method used to assess bacterial fitness and/or virulence. The utility of this approach is exemplified by its ease to ...

<meta charset="utf8"></head><body>CIRCLE-Seq를 사용한 off-target CRISPR-Cas9 분할 이벤트 검출

CIRCLE-Seq for Interrogation of Off-Target Gene Editing

Circularization for In Vitro Reporting of Cleavage Effects by Sequencing (CIRCLE-seq) is a novel technique developed for the impartial identification of unintended cleavage sites of CRISPR-Cas9 through targeted sequencing of CRISPR-Cas9 cleaved DNA. The protocol involves circularizing genomic DNA (gDNA), which is subsequently treated with the Cas9 protein and a guide RNA (gRNA) of interest. Following treatment, the cleaved DNA is purified and prepared as a library for Illumina sequencing. The sequencing process generates paired-end reads, offering comprehensive data on each cleavage site. CIRCLE-seq provides several advantages over other in vitro methods, including minimal sequencing depth requirements, low background, and high enrichment for Cas9-cleaved gDNA. These advantages enhance sensitivity in identifying both intended and unintended cleavage events. This study provides a comprehensive, step-by-step procedure for examining the off-target activity of CRISPR-Cas9 using CIRCLE-seq. As an example, this protocol is validated by mapping genome-wide unintended cleavage sites of CRISPR-Cas9 during the modification of the AAVS1 locus. The entire CIRCLE-seq process can be completed in two weeks, allowing sufficient time for cell growth, DNA purification, library preparation, and Illumina sequencing. The input of sequencing data into the CIRCLE-seq pipeline facilitates streamlined interpretation and analysis of cleavage sites.

<meta charset="utf8"></head><body>off-target 유전자 편집에 대한 조사를 위한 CIRCLE-Seq

A significant barrier to technologies like CRISPR is the off-target events that can disrupt vital genes. 'Circularization for In Vitro Reporting of Cleavage Effects by Sequencing' (CIRCLE-seq) is a technique designed to identify unintended cleavage sites. This method maps the genome-wide activity of CRISPR-Cas9 with high sensitivity and without bias.

off-target 유전자 편집에 대한 조사를 위한 CIRCLE-Seq

Circularization for In Vitro Reporting of Cleavage Effects by Sequencing (CIRCLE-seq) is a novel technique developed for the impartial identification of ...

Competitive Genomic Screens of Barcoded Yeast Libraries

By virtue of advances in next generation sequencing technologies, we have access to new genome sequences almost daily. The tempo of these advances is accelerating, promising greater depth and breadth. In light of these extraordinary advances, the need for fast, parallel methods to define gene function becomes ever more important. Collections of genome-wide deletion mutants in yeasts and E. coli have served as workhorses for functional characterization of gene function, but this approach is not scalable, current gene-deletion approaches require each of the thousands of genes that comprise a genome to be deleted and verified. Only after this work is complete can we pursue high-throughput phenotyping. Over the past decade, our laboratory has refined a portfolio of competitive, miniaturized, high-throughput genome-wide assays that can be performed in parallel. This parallelization is possible because of the inclusion of DNA 'tags', or 'barcodes,' into each mutant, with the barcode serving as a proxy for the mutation and one can measure the barcode abundance to assess mutant fitness. In this study, we seek to fill the gap between DNA sequence and barcoded mutant collections. To accomplish this we introduce a combined transposon disruption-barcoding approach that opens up parallel barcode assays to newly sequenced, but poorly characterized microbes. To illustrate this approach we present a new Candida albicans barcoded disruption collection and describe how both microarray-based and next generation sequencing-based platforms can be used to collect 10,000 - 1,000,000 gene-gene and drug-gene interactions in a single experiment.

We have developed comprehensive, unbiased genome-wide screens to understand gene-drug and gene-environment interactions. Methods for screening these mutant collections are presented.

Barcoded 효모 게놈 라이브러리의 경쟁력 화면

By virtue of advances in next generation sequencing technologies, we have access to new genome sequences almost daily.  The tempo of these advances is ...

생물학

T and B Cell Receptor Immune Repertoire Analysis using Next-generation Sequencing

Immunological memory, the hallmark of adaptive immunity, is orchestrated by T and B lymphocytes. In circulation and different organs, there are billions of unique T and B cell clones, and each one can bind a specific antigen, leading to proliferation, differentiation and/or cytokine secretion. The vast heterogeneity in T and B cells is generated by random recombination of different genetic segments. Next-generation sequencing (NGS) technologies, developed in the last decade, enable an unprecedented in-depth view of the T and B cell receptor immune repertoire. Studies in various inflammatory conditions, immunodeficiencies, infections and malignancies demonstrated marked changes in clonality, gene usage, and biophysical properties of immune repertoire, providing important insights about the role of adaptive immune responses in different disorders.
Here, we provide a detailed protocol for NGS of immune repertoire of T and B cells from blood and tissue. We present a pipeline starting from DNA isolation through library preparation, sequencing on NGS sequencer and ending with basic analyses. This method enables exploration of specific T and B cells at the nucleotide or amino-acid level, and thus can identify dynamic changes in lymphocyte populations and diversity parameters in different diseases. This technique is slowly entering clinical practice and has the potential for identification of novel biomarkers, risk stratification and precision medicine.

The current protocol describes a method for DNA isolation from blood samples and intestinal biopsies, generation of TCR&#946; and IGH PCR libraries for next-generation sequencing, performance of a NGS run and basic data analysis.

Immunological memory, the hallmark of adaptive immunity, is orchestrated by T and B lymphocytes. In circulation and different organs, there are billions ...

면역학 및 감염병학

Infinium Assay for Large-scale SNP Genotyping Applications

Genotyping variants in the human genome has proven to be an efficient method to identify genetic associations with phenotypes. The distribution of variants within families or populations can facilitate identification of the genetic factors of disease. Illumina&#39;s panel of genotyping BeadChips allows investigators to genotype thousands or millions of single nucleotide polymorphisms (SNPs) or to analyze other genomic variants, such as copy number, across a large number of DNA samples. These SNPs can be spread throughout the genome or targeted in specific regions in order to maximize potential discovery. The Infinium assay has been optimized to yield high-quality, accurate results quickly. With proper setup, a single technician can process from a few hundred to over a thousand DNA samples per week, depending on the type of array. This assay guides users through every step, starting with genomic DNA and ending with the scanning of the array. Using propriety reagents, samples are amplified, fragmented, precipitated, resuspended, hybridized to the chip, extended by a single base, stained, and scanned on either an iScan or Hi Scan high-resolution optical imaging system. One overnight step is required to amplify the DNA. The DNA is denatured and isothermally amplified by whole-genome amplification; therefore, no PCR is required. Samples are hybridized to the arrays during a second overnight step. By the third day, the samples are ready to be scanned and analyzed. Amplified DNA may be stockpiled in large quantities, allowing bead arrays to be processed every day of the week, thereby maximizing throughput.

A protocol is described that uses Illumina&#39;s Infinium assays to perform large-scale genotyping. These assays can reliably genotype millions of SNPs across hundreds of individual DNA samples in three days. Once generated, these genotypes can be used to check for associations with a variety of different diseases or phenotypes.

BEST : Tetrads의 바코드 사용 시퀀싱

요약

더 많은 비디오 탐색

이 비디오의 챕터

ATAC Seq에 의해 기본 인간 T 림프 톨에 게놈 넓은 접근 Chromatin 매핑

고밀도 바코드 항체 마이크로 어레이의 흐름 패턴 가이드 제작

차세대 시퀀싱의 원형 염색체 구조를 사용 하 여 유전자 규제 시퀀스의 높은 처리량 Id (4 C-seq)를 캡처

살모넬라에서 피트니스의 높은 처리량 분석을 위한 디지털 PCR 기반 경쟁 지수

off-target 유전자 편집에 대한 조사를 위한 CIRCLE-Seq

off-target 유전자 편집에 대한 조사를 위한 CIRCLE-Seq

off-target 유전자 편집에 대한 조사를 위한 CIRCLE-Seq

Barcoded 효모 게놈 라이브러리의 경쟁력 화면

T and B Cell Receptor Immune Repertoire Analysis using Next-generation Sequencing

대규모 SNP 유전자형 응용 프로그램에 대한 Infinium 분석