M.Z. 및 K.S.F.와이 작품은 피츠버그 대학의 임상 및 번역 과학 연구소를 통해 피트 혁신 챌린지 (PInCh)에 따라 수여 된 보조금에 의해 지원되었으며, NHLBI R01 교부금 HL153407, M.Z. 수여.

피츠버그 대학의 기관 동물 관리 및 사용 위원회는 이러한 동물 실험을 착수하기 전에이 간행물에 지정된 모든 동물 프로토콜을 승인했습니다.
참고: 이 프로토콜은 이중 양식 SPECT/CT 스캐너를 사용하여 방사성 종종 이미징을 활용한 생체 점액 통관 연구에서 수행하는 방법을 자세히 설명합니다. 입증 된 기술은 시스템 교정, 마취 마우스, 쥐의 기관 삽관, 폐에 동위원소 주입, 이중 양식 이미징, 이러한 이미지의 공동 등록 및 분석입니다.
1. SPECT/CT 시스템 설정
<ol><li>살아있는 동물을 사용하여 실험을 실행하기 전에 적절한 워크플로우를 설계하고 설정합니다.<ol>
<li>회전 반경 40cm의 투영 사이에6o의 스텝 크기로 구성된 SPECT 인수를 사용합니다. CT 획득은 프로젝션 사이에 1.6o 각도로 220개의 프로젝션으로 구성됩니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>시스템에 마우스 및 SPECT 이미징에 대한 올바른 MWB 콜리메이터가 있는지 확인합니다. 부적절한 콜리메이터가 설치된 경우 콜리메이터 마법사를 사용하여 올바른 콜리메이터를 설치합니다.</li>
	<li>필요한 시스템 교정을 실행하여 시스템을 사용할 수 있도록 준비합니다. 참고: 스캐너의 SPECT 및 CT 구성 요소는 교정이 필요합니다. 소스 컨디셔닝및 다크/라이트(D/L) 보정을 사용하여 CT 구성요소를 교정하고, 2주마다 COS(Center Offset) 교정을 하고, 매달 X-ray 하드웨어를 평가합니다. SPECT 구성 요소는 일년에 한 번 보정해야 합니다.<ol>
<li>X-ray 하드웨어를 평가하려면 CT 교정 중 X선 하드웨어 평가(추가 CT 교정 메뉴)를선택합니다.</li>
		<li>소스 컨디셔닝을 수행하려면 CT 교정 중 소스 컨디셔닝 상자 수행(추가 CT 교정 메뉴)을선택합니다.</li>
		<li>D/L 교정을 수행하려면 CT 교정 중에 실험 중에 사용되는 CT 획득 프로토콜 옆에 있는 D/L 상자를 선택합니다. 다른 모든프로토콜(추가 CT 교정 메뉴)을선택 취소합니다.</li>
		<li>COS 교정을 수행하려면 침대를 교정 링 도구로 교체하고, 침대 유형 설정을 모션 제어 설정에 맞게 조정하고, CT 교정 중에 실험 중에 사용되는 CT 획득 프로토콜 옆에 있는 COS 상자를 확인합니다. 다른 모든프로토콜(추가 CT 교정 메뉴, 보충보정 링)을 선택 취소합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. 마우스 삽관 및 주입
<ol><li>스캔할 마우스의 무게. 여러 마우스를 스캔하는 경우, 귀 펀칭 또는 꼬리의 표시와 같은 방법을 사용하여 식별 목적을 위해 마우스를 표시주의하십시오.</li>
	<li>1.5%의 이소플루란을 사용하여 가스실에서 2L/min O2의 가스 흐름을 사용하여 마우스를 마취하여 ~5분 동안 충분한 깊이의 마취를 생성하고, 호흡이 분당 ~55-65호흡이 16(그림 1A)로느려질 때까지 충분한 깊이의 마취를 생성한다.</li>
	<li>챔버에서 마우스를 제거하고 45o 경사에서 삽관 스탠드에 전면 절개에 의해 일시 중단. 삽관 스탠드에 코 콘을 장착하여 마우스가 삽관 중에 마취되도록하십시오(도 1B).</li>
	<li>50 μm 광섬유 와이어의 한쪽 끝을 광원에 연결하고 와이어를 사용하여 20 게이지 캐뉼라를 연결하여가이드(도 1C)로작용합니다.</li>
	<li>마우스의 입을 열고 무딘 집게를 사용하여 혀를 앞으로 당깁니다. 가이드 와이어를 비추고 성대(도1D)를시각화하는 데 사용합니다.</li>
	<li>와이어가 성대를 넘어 상부 기관지에서 쉬도록 안내선을 성대를 통과하십시오. 1 인치 캐뉼라를 와이어를 따라 앞으로 밀어 마우스를 삽관하고 캐뉼라를 충분히 깊이 전달하여 허브가 동물의 절개(그림 1E)에위배되도록합니다. 캐뉼라를 제자리에 두고 와이어를 제거합니다.</li>
	<li>손가락으로 캐뉼라를 간단히 연결하고 호흡의 변화를 확인하여 삽관을 테스트합니다. 방출 시 호흡을 막거나 호흡을 긴장시키는 것은 적절한 기관 삽관의 징후입니다. 캐뉼라를 연결하면 호흡기 패턴에 변화가 없는 경우 후자는 식도에서 발생할 수 있습니다.</li>
	<li>99m테크네튬 유황콜로이드(99mTc-Sc)의 0.2mC를 10μL의 부피로 준비하고, 피펫을 캐뉼라안으로 준비한다. 마우스가 1-2분 이상 폐로 자발적으로 흡입하도록 허용합니다(그림1F). 스캐너팔레트로 마우스를 전송하기 전에 캐뉼라를 제거합니다. 참고: 방사성 종종은 추기경 건강에 의해 준비되고 여과되었습니다.</li>
</ol>3. SPECT/CT 이미징
<ol><li>마우스를 코 콘으로 25mm 팔레트로 옮기고 테이프로 고정하여 가슴과 복부를 너무 단단히 테이프로 테이프로 테이프로 고정하여 호흡을 손상시키지 않도록 하십시오. 마우스에 부착된 금속 귀 태그를 제거하십시오.</li>
	<li>200 μL에서 0.05 mCi로 구성된 방사성 팬텀을 준비하고 이 양을 0.2mL PCR 튜브에 배치합니다. 마우스의 하부 복부 아래에 팔레트에 테이핑하여 튜브를 배치하여 폐와 겹치지 않도록하십시오. 참고: 팬텀은 CT 및 SPECT 이미지를 공동 등록하고 클리어런스에 대한 부정적인 제어를 목적으로 사용됩니다.</li>
	<li>SPECT/CT 시스템에 마우스를 삽입하고 이미징 워크플로를 선택하고 설정을 실행합니다.</li>
	<li>마우스에서 검출기의 위치를 설정하고 이미징 워크플로우를 실행합니다.</li>
	<li>방사능 후 시술을 받은 마우스를 위한 케이지를 준비하고, 음식과 물에 무제한으로 접근할 수 있으며, 방사선 안전 스티커를 사용하여 선명한 라벨을 부착합니다.</li>
	<li>워크플로가 완료되면 이미징 팔레트에서 마우스를 제거하고 음식과 물에 대한 광고 리비툼 액세스와 함께 스캔(스캔 1-시작 2)사이의 6시간 동안 준비된 케이지에서 복구할 수 있도록 합니다. 6 h는 섬모 기능에 따라 선형 클리어런스가 거의 폐포 클리어런스로 이루어지는 기간에 해당하는 기간에 따라 선택되었다.</li>
	<li>6시간 후, 마우스를 다시 마취하고 팬텀과 함께 스캔하여 동일한 워크플로우를 사용하여 기도에서 지워진 동위원소의 양을 측정합니다. 참고: 6시간 동안 이소플루란을 가진 중단없는 마취로 마우스가 회복되도록 하는 것이 중요하며, 이는 심혼우울제 효과가 있어 점도 가관이 거의 0에 가깝습니다.</li>
</ol>4. 분석
<ol><li>이미징 후 후 처리를 수행하여 완전한 3D 스택 이미지를 재구성합니다.<ol>
<li>99mTc에 대한 공장 표준 설정을 사용하여 SPECT 이미지를 히스토그램한 다음 MAP3D 알고리즘 및 포인트 스프레드 함수(PSF) 재구성을 사용하여 재구성합니다. 참고: 재구성은 8회 반복과 6개의 하위 집합을 사용하여 수행되었습니다. 효과적인 재건은 1:10에서 투영에 대한 하위 집합의 비율이 필요하거나 투영 수로 균등하게 분할되므로 60개의 프로젝션을 사용하여 인수로 인해 6개의 하위 집합이 사용되었습니다.</li>
		<li>Feldkamp 알고리즘과 셰프 로건 필터를 사용하여 CT 이미지를 재구성합니다. 참고: 4회 반복을 사용하여 재구성이 수행되었습니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>피지 이미지J21에서 CT 및 SPECT 이미지를 다시 슬라이스 도구를 사용하여 기본 축 이미지에서 관상 뷰 이미지를 생성합니다. 그런 다음 SPECT 이미지에서 z 스택 합계 투영을 수행하여 각 조각의 개수 데이터를 추가하고 단일 이미지를 생성하여 분석의 용이성을 제공합니다.</li>
	<li>반사애 에펜도르프 튜브를 사용하여 CT 및 SPECT 이미지를 크기 조정 및 공동등록(그림 2A, B). 모든 샘플에서 일관된 크기 조정 측정을 추적하고 사용합니다.</li>
	<li>자동 임계값을 사용하여 CT 이미지를 바이아리화한 다음 스택을 반전시키고 z-stack 합계 투영을 수행하여 분석을 위한 폐의 윤곽을 생성합니다(그림2C).</li>
	<li>CT 및 SPECT 이미지를 회전하고 채널 도구를 사용하여 이미지를 병합합니다. 오른쪽 폐 주위에 ROI를 그리고 측정하여 MCC를 계산합니다(그림2D). 참고: 이 측정은 0 및 6시간 시간 지점에 대한 오른쪽 폐의 총 카운트이며, 6시간 이미지는 포뮬러를 사용하여 방사성 부패를 보정합니다: N(t)= N0e-t. 99m Tc-Sc는 ~6 시간의 반감기와 초당 3.21e-5의 부패 상수를 가지고 있습니다. 그런 다음 이러한 값을 사용하여 백분율 클리어런스를 계산할 수 있습니다. 참고: 오른쪽 폐는 ROI 도면 및 측정 수에 선택되며 점막 간격으로 방사성 동위 원소톱을 폐에서 인두로 이송하여 삼켜서 위장에 끝납니다. 아주 빈번하게, 수는 좌측 폐와 겹치고 그러므로 잘못된 수를 생성하는 위장에서 볼 수 있습니다. 이 혼란은 오른쪽 폐에서만 수를 측정하여 피할 수 있습니다.</li>
</ol>

<ol>
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질병과 발달 모두에서 motile 호흡 섬모의 역할은 계속 진화하고 더 잘 평가됩니다. 동기, 기관지나무안감에 안감세포의 정면에서 다중 모틸옥 의 메타크로날 박동은 점도 클리어런스 또는 MCC를 생성하는 세팔라드 흐름을 생성한다. MCC는 PCD22,COPD18과 같은 취득한 질병과 같은 교만증에서 손상되며, 그 중요성은 전통적으로 교향액으로 간주되지 않는 CHDs에서 인식되고 있습니다. 최근 데이터는이종택시(23)와 이성구(7)없이 CHD 모두에서 호흡섬모 장애를 보였다. 이러한 motile cilia 기능 장애는 더 큰 호흡 현상으로 번역하는 것을 보여주었다9 뿐만 아니라 더 큰 수술 후 이환율8. 대부분의 경우, 이러한 질병의, 사용할 수 있는 마우스 모델 및 마우스에서 MCC를 측정 하기 위한 우리의 프로토콜은 잠재적인 치료 를 테스트 하는 데 사용할 수 있는 귀중 한 도구.
동물 모델은 질병을 이해하고 치료 개발을위한 유틸리티를 제공합니다. 생체 내 동물 이미징은 동물을 희생할 필요 없이 동일한 동물로부터 여러 데이터 포인트를 획득할 수 있는 기능을 추가로 유용하게 제공하므로 조사관이 치료 효과의 종방향 과정을 따를 수 있습니다. MCC의 마우스 모델은 여러 조사자에 의해 수십 년 동안 개발되었으며, 처음에는 2 차원 핵 이미징 기술 인 planar scintigraphy를 사용하여 비글 개에서 수행되고있습니다(24). 이 기술은 10 년 후에 마우스에서 사용하기 위하여 적응되었습니다, 그25,26후에 SPECT 화상 진찰에 적응에 선행되었습니다. 마우스 모델에서 이 기술의 개발은 섬모 기능이 현저히 변경되는 PCD와 같은 인간 질환의 여러 마우스 모델의 가용성으로 인해 이 기술의 관련성에 큰 발전이었다. MCC는 폐 기질 및 면역 억제의 마우스 모델에서 평가되었으며, 다른모델(19,26)과함께 사용될 가능성이 있다. CF, 천식, PCD 및 CHD와 관련된 공수 질환이 있는 인간 환자에서 MCC 측정 연구가 수행되었으며, 이 기술이 폐 생리학 및 치료 효능13의두 연구를 모두 도울 수 있는 결과를 산출하였다.
이 프로토콜의 중요한 부분은 올바른 이미징 매개 변수로 인수를 설정하여 정량화를 위한 정확한 이미지를 획득하는 것입니다. 어떤 콜리메이터가 사용되는지, 회전당 획득할 투영 횟수, 회전 단계 크기를 포함하여 SPECT 획득 설정을 디자인할 때 여러 가지 요인이 중요합니다. 콜리메이터 선택은 인수의 민감도 및 해결의 주요 요소이며, 획득 설정은 사용되는콜리메이터(27)에맞게 조정되어야 할 수 있다. 또는 쥐와 같은 더 큰 동물을 사용할 때 콜리메이터를 조정해야합니다. 예를 들어 여러 핀홀 콜리메이터는 더 민감하지만, 겹치는 프로젝션을 피하기 위해 단계 크기를 선택하고 원치 않는 멀티플렉싱을 유발할 때주의를 기울여야 하며, 이는 재건아티팩트(25)를유발할 수 있는 일부 이미지 모호성을 희생하여 획득의 감도를 더욱 높일 수 있다. 재구성 설정은 정량화 가능한 이미지를 생성하는 열쇠이기도 합니다. MAP3D는 일반적으로 사용되는 반복 재구성 알고리즘이며 PSF는 일반적인 재구성 모델입니다. 둘 다 이미지를 재구성할 수 있지만 반복 및 하위 집합 수를 설정할 때주의해야 합니다. 반복 횟수가 많을수록 재건에 필요한 계산 시간이 증가하고, 추가 증가에 따른 수익 감소로 재건의 질이 높아집니다.
ImageJ에서 이미지를 정량화하기 위해 사용하기에 이상적인 측정 도구는 선택 에서 픽셀의 합계 값을 출력하는 RawIntDen입니다. 다른 크기의 폐 ROI에 걸쳐 SPECT 데이터를 정량화 할 때, RawIntDen의 사용은 카운트의 절대 측정을 제공하고 평균 측정이21과 같이 ROI의 영역에 측정을 조정하지 않습니다.
이 기술은 이 기술을 적용할 때 구도자가 인식해야 하는 여러 관련 오류 소스를 가지고 있습니다. 주목할만한 창립자는 마취제의 사용입니다. 이소플루란은 빠른 작용, 흡입 된 마취제로 마우스가 인수 완료 후 빠르게 회복됩니다. 그러나, 그들의 케이지에서 복구하는 충분한 시간을 마우스를 제공하기 위하여 주의해야 하고, 필요 이상으로 더 이상 마취를 유지하지 않아야 합니다. 0과 6시간 사이의 흡입 된 이소플루란을 사용하여 지속적으로 마취된 채 보관된 개인 경험(미공개 데이터) 마우스에서 무시할 수 없는 클리어런스를 보였습니다. 마찬가지로, 마취의 통제 된 복용량은 또한 급속한 회복을 보장 하기 위해 필요. 영상을 위해 팔레트에 동물을 고정할 때, 공동 등록에 사용되는 팬텀 튜브는 폐와 겹치는 유물을 피하기 위해 위장에 낮게 유지되어야 합니다. 마찬가지로, 품질의 CT 이미지를 보장하기 위해, 엑스레이 산란에서 아티팩트를 방지하기 위해 마우스에서 금속 태그를 제거하는 주의.
현재 MCC 프로토콜은 무수한 동물 모델에 적용할 수 있습니다. 이 기술은 스캔된 동물의 건강에 무시할 수 있는 영향을 미치며, 마우스에 의해 잘 용납되며, 이 때문에 이미 섬세한 마우스의 건강을 위험에 빠뜨리지 않고 질병 모델과 함께 사용될 수 있다. 이 방법론의 강도는 비디오 현미경 검사법을 위해 기관을 소비하기 위해 동물의 희생없이 기도 기능의 일관되고 반복 가능한 측정을 획득 할 수있는 생체 내 기술인 생체 내 기술에서 비롯되며, 전 생체 모델에게는26이필요합니다. 동일한 동물의 여러 스캔에 걸쳐 반복 측정을 생산하는 이 기술의 일관성은 동일한 동물을 다른 제제 또는 잠재적 치료제로 치료할 수 있게 해주며, 동일한 동물 간의 통계적 비교를 통해 모든 동물 모델에 내재된 생물학적 가변성을 감소시켜 통계적으로 유의한 차이를 보이는 데 필요한 샘플 크기를 줄입니다.
MCC 기술을 이용한 기도 기능의 평가는 다양한 동물 모델에 맞게 조정되고 다양한 기도 건강 모델에 적용될 뿐만 아니라 새로운 치료법을 테스트할 수 있습니다. PCD의 마우스 모델의 기도는 COPD의 모델뿐만 아니라이 기술을 사용하여 평가 할 수 있습니다. 우리의 방법은 또한 일반적인 임상 사용에 있는 MCC에 각종 마취제의 차동 효력을 공부하기 위하여 이용될 수 있습니다. 마지막으로, 기도에 대한 치료제의 효과도 이 모델을 사용하여 평가될 수 있다. 이전에 언급되었지만 반복을 부담하는 것처럼, 그것은 질병의 과정을 통해 반복 MCC 평가를 허용 생체 내 측정이기 때문에, 뿐만 아니라 시간이 지남에 따라 치료 개입의 테스트 혜택을 할 수 있습니다. 추가적으로, 마우스는 인간 질병을 모방/ 연구하는 데 사용되는 가장 흔한 실험실 동물이며, 어떤 경우에는 인간 질환의 여러 형질전환 마우스 모델중에서 선택할 수 있습니다.

Cilia는 조류에서 인간에 이르는 진화 역사를 통해 보존되는 마이크로투블러 기반 세포 세포기관입니다. 그(것)들은 세포 표면에서 방출하고 기능1의다수를 가지고 있습니다, 지역 환경 감각 신호의 인식에서 운동성, 초기 단세포 진핵생물에인간에서 다시 추적할 수 있는 기능에 구역 수색할 수 있는 기능2,3. Cilia는 환경 신호를 처리하기 위해 세포의 특수 안테나로서 비 motile 및 단일 역할을 할 수 있습니다. 또는 다중, 동기화된, 메타크로날파에서 구타하여 나팔관의 안대기와 알베올리1,2로이어지는 말단 기관지들을 제외한 상부 및 하부 기도의 안대기와 같은 유체 흐름을 생성한다.
호흡기의 광범위한 상피 표면은 잠재적으로 위험한 흡입 된 오염 물질과 병원균의 다양한 형태로 지속적인 오염 에 노출되어 방어를 필요로합니다. 하나의 주요 방어 메커니즘은 기관지수나무의 점막 장치로, 분비된 점액의 연속흐름이 기관지-기관지 상피 세포의 정표면을 일렬로 세우는 다중 motile cilia의 구타에 의해 기도 밖으로 기계적으로 수송된다. 이러한 기능은 흡입 된 오염 물질을 포획하고, 연속적 동시 적 박동을 통해 세팔라드4,5를수송합니다.
Cilia는 배아 노드에서 모틸아 섬교가 대칭6을깨는 배아 개발에서 좌우 패터닝의 개발과 같은 중요한 역할을 갖는 것으로 입증되었습니다. 섬모 관련 유전자의 돌연변이는 심장6의비대칭 구조로 인해 선천성 심장 질환 (CHD)과 같은 질병에 연결되었습니다. 최근 연구에 따르면 CHD 환자의 호흡기 내 의 고부적 기능 장애 발생률뿐만 아니라 수술 후 호흡기 합병증및 만성 호흡기 증상의 보급률이 증가하고 상부 및하부기도7,8,9,10이보고되었다. CHD 및 ciliary 기능 장애를 가진 환자, 또는 이종세 없이, 수술 후 호흡 합병증 및 부정적인 호흡 결과의 위험이 증가 하는 것으로 입증 되었습니다5,8,10. 시그널링 및 개발에서그들의 역할을 넘어, 기도 섬모의 중요성은 주요 예가 주요 섬모 성 안증 (PCD)인 ciliopathies에 의해 입증되었습니다. PCD는 연동호흡기 섬모에 영향을 미치는 다수의 돌연변이로 인한 선천성 질환으로 재발성 폐 감염, 기관지염 및 잠재적으로 폐 이식의필요성(11)이다. 추가적으로, 섬모가 낭포성 섬유증에서 정상임에도 불구하고 (CF), 백인 인구에서 가장 흔한 선천성 장애, MCC는 CFTR 유전자(12)의돌연변이로 인한 두꺼운 점성 점액으로 인해 손상된다. PCD 및 CF의 여러 마우스 모델뿐만 아니라 CHD의 모델의 계속 증가가 있다. 궁극적으로 섬모는 많은 주요 역할을 가진 다재다능한 구조이며, 생체 내에서 몰틸호흡기 의 기능을 평가하는 방법은 전임상 연구에 유용할 수 있으며, 돌연변이의 효과뿐만 아니라 점도 클리어런시(MCC)13에대한 약물의 효과를 평가한다. 이 방법은 또한 이 마우스 모형에 있는 MCC에 새로운 약, 유전자 치료 또는 내정간섭의 효력을 평가에 귀중한 것입니다.
MCC를 평가하는 데 사용 된 많은 다른 모델이 있습니다. 한 가지 주목할 만한 방법은 기관지에 주입된 메틸렌 블루 염료의 사용을 포함하며, 염료운동(14)의광섬유 측정에 의해 측정된 클리어런스와 함께 한다. 이 방법은 전임상 마우스 모델보다 인간에서 더 일상적인 염료의 움직임을 관찰하는 능력에 의해 제한됩니다. 또 다른 주목할만한 방법은 기도에서 개별 입자를 추적하는 데 사용할 수있는 싱크로트론 위상 대조 X 선 이미징 (PCXI)입니다. 이 방법은 비교적 새롭고 널리 액세스할 수 없는15. 비디오 현미경 검사법에 대한 기관체를 절제하여 기도를 평가하는 수많은 전 생체 내 방법이 있지만, 이러한 모델은 인간환자(16)에거의 유용성을 제공하지 않습니다. 광학 일관성 단층 촬영과 같은 섬모 이미징을 위한 고해상도 기술은 동일한 방식으로제한됩니다(17).
본 기사에서는 무수한 동물 모델에서 폐 클리어런스를 측정하는 데 사용되어 온 생체 내 MCC를 측정하는 재현 가능한 방법을 제시하고, 만성 폐쇄성 폐 질환에서 MCC를 연구하고 면역 억제 약물18,19의효과를 평가한다. 이 방법은 폐에 주입 한 후 용해성 미립자 방사성 추적기 인 방사성 제약 99m테크네튬 유황 콜로이드(99mTc-Sc)의 통관을 추적합니다. 그런 다음 방사성 핵종은 단일 광자 방출 계산 단층 촬영(SPECT)18,20을사용하여 추적할 수 있다. 우리는 폐에 방사성 동위원소 카운트의 공동 국소화와 듀얼 양식 SPECT 및 컴퓨터 단층 촬영 (CT) 영상을 사용하고 6 시간 이상이 수의 감소를 측정하여 MCC를 측정하기위한이 기술을 더욱 정제했습니다. CT 및 SPECT 이미지의 공동 등록을 통해 이중 양식 이미징을 통해 당사의 관심 지역인 폐에 방사선 수를 정확하게 국소화할 수 있습니다. 우리는 마우스에서 MCC 측정을위한 방법을 자세히 설명하지만, 프로토콜은 쥐에서 MCC를 공부하도록 조정할 수 있습니다. 콜리메이터는 방사선 량뿐만 아니라 조정될 필요가 있습니다. 우리의 관점에서, 마우스 MCC 검사는 작은 동물 크기 때문에 기술적으로 더 도전적이지만, 때문에 인간의 장애의 수의 설립 된 마우스 모델의 많은 수로 쥐보다 더 유용. 또한, 동물 식민지에서 그들의 낮은 비용과 유지 보수의 비용으로 인해, 더 큰 샘플 크기는 마우스에서 더 실현 가능하다.

<table><tbody><tr><td>500 &amp;micro;m Unjacketed Fiber Optic Wire</td><td>Edmund Optics</td><td>02-532</td><td></td></tr><tr><td>99mTechnecium-Sulfur Colloid</td><td>Cardinal Health</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anesthesia Vaporizer</td><td>Vetland Medical</td><td>A13480</td><td></td></tr><tr><td>Durmont #5 Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>99150-20</td><td></td></tr><tr><td>FIJI ImageJ 2.0.0-rc-65/1.52p Software</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Introcan Safety Catheters 20G 1inch</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC1534477</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Henry Schein</td><td>118-2097</td><td></td></tr><tr><td>Mouse Intubation Stand</td><td>Kent Scientific</td><td>ETI-MSE-01</td><td></td></tr><tr><td>Siemens Inveon dual-modality SPECT/CT</td><td>Siemens</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Single Channel Anesthesia Stand</td><td>Summit Anesthesia Solutions</td><td>22860</td><td></td></tr></tbody></table>

in vivo evaluation of mucociliary clearance in mice

세포의 특수 세포인 호흡기 는 호흡기를 일렬로 세우는 상피 세포의 정표면을 일렬로 세입니다. 메타 크로네아, 동시적 방식으로 구타함으로써, 이러한 다중, motile, 액틴 기반 세포기관은 흡입된 오염물질및 병원균의 호흡기를 지우는 세팔라드 유체 흐름을 생성합니다. 환경 오염이 증가함에 따라 새로운 바이러스 병원균 및 신흥 다중 약물 내성 박테리아로 인해 cilia 생성 점액 통관(MCC)은 폐 건강을 유지하는 데 필수적입니다. MCC는 또한 1 차적인 ciliary dyskinesia 같이 다중 선천성 무질서에서 우울합니다, 낭포성 섬유증 은 만성 폐쇄성 폐 질병 같이 취득한 무질서. 이러한 모든 장애는 어떤 경우에는 여러 마우스 모델을 확립했습니다. 본 간행물에서는, 당사는 생체내 마우스에 있는 MCC를 정확하고 재현적으로 측정하기 위하여 방사능 및 이중 양식 SPECT/CT 화상 진찰의 소량을 사용하여 방법을 상세히 설명합니다. 이 방법은 이미징 후 마우스를 복구하고, 직렬 측정을 가능하게 하고, 시간이 지남에 따라 잠재적인 치료법을 세로로 테스트할 수 있게 해줍니다. 야생형 마우스의 데이터는 세부 사항에 대한 적절한 주의가 지급되는 한 MCC 측정의 재현성을 입증하고 프로토콜을 엄격하게 준수한다.

이 프로토콜을 사용하여, 우리는 이소플루란 챔버(도 1A)에서마우스를 마취시켰다. 적절한 수준의 마취를 달성한 후, 마우스는 수직 지지체(도1B)에배치되었고 성대는 조명 가이드와이어(도 1C-1D)를사용하여 시각화하였다. 마우스는 0.2mCi 99mTc-Sc로 삽화되어 캐뉼라와 마우스를 통해 10 μL의 부피로 폐로 자발적으로 흡입할 수있었다(도 1E-1F). 이미지 수집 및 처리 후, CT 및 SPECT 이미지는 가상튜브를랜드마크(도 2B)로사용하여 지역화되었다. 폐의 마스크는 CT영상(도 2C)에서생성되었으며 0(도2D)및 6시간(도2E-2F)에서분석을 위해 오른쪽 폐 주위로 ROI를 그리는 데 사용하였다. 프로토콜의 재현성을 테스트하기 위해, 총 8마리의 마우스가 동일한 실험 조건으로 다른 날에 두 번 스캔되었으며, 쌍별 t-테스트를 사용하여 반복 스캔(p-value=0.9904)(그림 3A)의큰 차이를 나타내지 않았다. 추가 2 마우스는 동일한 실험 조건으로 다른 날에 세 번 스캔되었고, 단방향 ANOVA를 사용하여 분석하여 반복 스캔(0.0041의 p-값)(도 3B)과상당한 일치를 나타냈다. 총 8마리의 마우스를 스캔하고 2개의 대표적인 이미지가 표시되었다(그림4).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61929/61929fig01.jpg"> 그림 1: 마우스 삽관 및 동위원소 주입. 동위원소를 관하하고 기도에 주입하는 데 필요한 단계의 이미지입니다. A)마우스는 챔버에서 마취된다. B)마취 된 마우스는 전면 절개에 의해 중단 된 수직 지지에 배치됩니다. C)가이드 와이어역할을 하는 조명0.5mm 광섬유 와이어는 20G 캐뉼라를 통해 이를 실행하여 제조한다. D)마우스의 입이 포셉을 사용하여 열고 발광 가이드와이어를 사용하여 발광하여 성대를 시각화합니다. E)캐뉼라가 성대를 가로질러 밀려나고 가이드와이어가 제거됩니다. F)수용성 동위원소는 파이펫을 사용하여 캐뉼라에 주입되고 마우스는 자발적으로 동위원소를 폐로 흡입할 수 있게 한다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61929/61929fig01large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61929/61929fig02v2.jpg"> 그림 2: MCC 스캔의 SPECT/CT 이미지입니다. A)CT 이미지와 공동 으로 현지화된 SPECT 이미지입니다. B)공동 국소화에 사용된 눈에 보이는 팬텀 튜브가 있는 CT 이미지입니다. C)CT 이미지를 비나화하고 z-스택 합계 투영을 수행하여 파생된 기도의 마스크. D)SPECT 이미지와 공동 으로 조정된 CT 마스크입니다. 분석을 위한 ROI는 오른쪽 폐 의 주위에 그려졌습니다. E)6 시간 에서 기도의 마스크. F)분석을 위한 ROI를 통해 6시간 만에 기도의 CT 및 SPECT 의 공동 국소화된 이미지. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61929/61929fig02large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61929/61929fig03.jpg"> 그림 3: 여러 검사에서 동일한 마우스의 클리어런스 측정. A)실험 조건에 변화가 없는 8마리의 마우스를 위해 2개의 개별 반복 클리어런스를 측정하였다. 쌍t 테스트는 0.9904의 p 값으로 반복 스캔 사이에 유의한 차이가 없는 것으로 나타났습니다. B)실험 조건에 변화가 없는 2마리의 마우스에 대해 3개의 개별 반복 클리어런스를 측정하였다. 단방향 ANOVA는 0.0041의 p 값과 반복 스캔 사이에 상당한 일치가 있음을 보여주었습니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61929/61929fig03large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61929/61929fig04.jpg"> 그림 4: ROI가 0 및 6시간 동안 올바른 폐를 요약한 2개의 마우스에서 0 및 6시간 기도의 공동 국소화된 SPECT/CT 영상. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61929/61929fig04large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
보충 도 1 : 시각화 호흡의 효과와 광섬유 와이어에 의해 조명 보컬 코드의 비디오. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/61929/61929supfig01.jpg" target="_blank">이 그림을 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.</a>
추가 파일. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/61929/Supplemental_Files.zip" target="_blank">이 파일을 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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In vivo Evaluation of Mucociliary Clearance in Mice

이 간행물에서는, 우리는 이중 양식 방사성 핵종 화상 진찰을 이용하는 생체내 마우스에 있는 기도 점원 클리어런스 (MCC)를 평가하기 위한 프로토콜을 기술합니다. 이 프로토콜은 이중 SPECT/CT 시스템에서 마우스 전신(MWB) 콜리메이터를 사용하여 단일 광자 방출 컴퓨팅 단층 촬영(SPECT) 및 컴퓨터 단층 촬영(CT) 획득 프로토콜을 위해 설계되었습니다.

마우스의 점도 클리어런스의 생체 내 평가

Respiratory motile cilia, specialized organelles of the cell, line the apical surface of epithelial cells lining the respiratory tract. By beating in a ...

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Research

JoVE Journal

Biology

4.3K 조회수.  University of Pittsburgh School of Medicine. 이 간행물에서는, 우리는 이중 양식 방사성 핵종 화상 진찰을 이용하는 생체내 마우스에 있는 기도 점원 클리어런스 (MCC)를 평가하기 위한 프로토콜을 기술합니다. 이 프로토콜은 이중 SPECT/CT 시스템에서 마우스 전신(MWB) 콜리메이터를 사용하여 단일 광자 방출 컴퓨팅 단층 촬영(SPECT) 및 컴퓨터 단층 촬영(CT) 획득 프로토콜을 위해 설계되었습니다.

비디오: In vivo Evaluation of Mucociliary Clearance in Mice

Murine Model of Allergen Induced Asthma

Asthma is a major cause of morbidity and mortality, affecting some 300 million people throughout the world.1 More than 8% of the US population has asthma, with the prevalence increasing.2 As with other diseases, animal models of allergic airway disease greatly facilitate understanding of the underlying pathophysiology, help identify potential therapeutic targets, and allow preclinical testing of possible new therapies. Models of allergic airway disease have been developed in several animal species, but murine models are particularly attractive due to the low cost, ready availability, and well-characterized immune systems of these animals.3 Availability of a variety of transgenic strains further increases the attractiveness of these models.4 Here we describe two murine models of allergic airway disease, both employing ovalbumin as the antigen. Following initial sensitization by intraperitoneal injection, one model delivers the antigen challenge by nebulization, the other by intratracheal delivery. These two models offer complementary advantages, with each mimicking the major features of human asthma.5
The major features of acute asthma include an exaggerated airway response to stimuli such as methacholine (airway hyperresponsiveness; AHR) and eosinophil-rich airway inflammation. These are also prominent effects of allergen challenge in our murine models,5,6 and we describe techniques for measuring them and thus evaluating the effects of experimental manipulation. Specifically, we describe both invasive7 and non-invasive8 techniques for measuring airway hyperresponsiveness as well as methods for assessing infiltration of inflammatory cells into the airways and the lung. Airway inflammatory cells are collected by bronchoalveolar lavage while lung histopathology is used to assess markers of inflammation throughout the organ. These techniques provide powerful tools for studying asthma in ways that would not be possible in humans.

Experimental mouse models of allergic asthma offer new possibilities for studying disease pathogenesis and developing new therapeutics. These models are well suited to measuring factors governing the allergic immune response, airway inflammation, and pulmonary pathophysiology.

알레르기 항원 유도 천식의 Murine 모델

Asthma is a major cause of morbidity and mortality, affecting some 300 million people throughout the world.1 More than 8% of the US population has asthma, ...

연구

면역학 및 감염병학

In vivo Measurement of the Mouse Pulmonary Endothelial Surface Layer

The endothelial glycocalyx is a layer of proteoglycans and associated glycosaminoglycans lining the vascular lumen. In vivo, the glycocalyx is highly hydrated, forming a substantial endothelial surface layer (ESL) that contributes to the maintenance of endothelial function. As the endothelial glycocalyx is often aberrant in vitro and is lost during standard tissue fixation techniques, study of the ESL requires use of intravital microscopy. To best approximate the complex physiology of the alveolar microvasculature, pulmonary intravital imaging is ideally performed on a freely-moving lung. These preparations, however, typically suffer from extensive motion artifact. We demonstrate how closed-chest intravital microscopy of a freely-moving mouse lung can be used to measure glycocalyx integrity via ESL exclusion of fluorescently-labeled high molecular weight dextrans from the endothelial surface. This non-recovery surgical technique, which requires simultaneous brightfield and fluorescent imaging of the mouse lung, allows for longitudinal observation of the subpleural microvasculature without evidence of inducing confounding lung injury.

In vivo Measurement of the Mouse Pulmonary Endothelial Surface Layer

The endothelial glycocalyx/endothelial surface layer is ideally studied using intravital microscopy. Intravital microscopy is technically challenging in a moving organ such as the lung. We demonstrate how simultaneous brightfield and fluorescent microscopy may be used to estimate endothelial surface layer thickness in a freely-moving in vivo mouse lung.

마우스 폐 내피 표면 층의 생체 측정

The endothelial glycocalyx is a layer of proteoglycans and associated glycosaminoglycans lining the vascular lumen. In vivo, the glycocalyx is highly ...

의학

The Utilization of Oropharyngeal Intratracheal PAMP Administration and Bronchoalveolar Lavage to Evaluate the Host Immune Response in Mice

The host immune response to pathogens is a complex biological process. The majority of in vivo studies classically employed to characterize host-pathogen interactions take advantage of intraperitoneal injections of select bacteria or pathogen associated molecular patterns (PAMPs) in mice. While these techniques have yielded tremendous data associated with infectious disease pathobiology, intraperitoneal injection models are not always appropriate for host-pathogen interaction studies in the lung. Utilizing an acute lung inflammation model in mice, it is possible to conduct a high resolution analysis of the host innate immune response utilizing lipopolysaccharide (LPS). Here, we describe the methods to administer LPS using nonsurgical oropharyngeal intratracheal administration, monitor clinical parameters associated with disease pathogenesis, and utilize bronchoalveolar lavage fluid to evaluate the host immune response. The techniques that are described are widely applicable for studying the host innate immune response to a diverse range of PAMPs and pathogens. Likewise, with minor modifications, these techniques can also be applied in studies evaluating allergic airway inflammation and in pharmacological applications.

The host immune response to pathogen infection is a tightly regulated process. Utilizing a lipopolysaccharide lung exposure model in mice, it is possible to conduct high resolution evaluations of the complex mechanisms associated with disease pathogenesis.

마우스의 호스트 면역 반응을 평가하기 위해 구인두 기관 내 PAMP 관리 및 폐포의 활용

The host immune response to pathogens is a complex biological process. The majority of in vivo studies classically employed to characterize host-pathogen ...

A Reversible, Non-invasive Method for Airway Resistance Measurements and Bronchoalveolar Lavage Fluid Sampling in Mice

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated procedures to obtain such measurements in the same animal are generally not feasible.  Here, we demonstrate protocols for obtaining from mice repeated measurements of AHR and bronchoalveolar lavage fluid samples.  Mice were challenged intranasally seven times over 14 days with a potent allergen or sham treated.  Prior to the initial challenge, and within 24 hours following each intranasal challenge, the same animals were anesthetized, orally intubated and mechanically ventilated.  AHR, assessed by comparing dose response curves of respiratory system resistance (RRS) induced by increasing intravenous doses of acetylcholine (Ach) chloride between sham and allergen-challenged animals, were determined.  Afterwards, and via the same intubation, the left lung was lavaged so that differential enumeration of airway cells could be performed.  These studies reveal that repeated measurements of AHR and BAL fluid collection are possible from the same animals and that maximal airway hyperresponsiveness and airway eosinophilia are achieved within 7-10 days of initiating allergen challenge.  This novel technique significantly reduces the number of mice required for longitudinal experimentation and is applicable to diverse rodent species, disease models and airway physiology instruments.  

Repeated measurements of rodent respiratory physiology and sampling of airway inflammatory cells are desirable, but generally not feasible. Here we describe a repeatable method for orally intubating mice that permits repeated measurements of airway hyperreactivity and sampling of airway inflammatory cells.

에어웨이 저항 측정 및 마우스에 Bronchoalveolar 세척 유체 샘플링에 대한 가역, 비침습 방법

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated ...

생물학

Studying Microbial Communities In Vivo: A Model of Host-mediated Interaction Between Candida Albicans and Pseudomonas Aeruginosa in the Airways

Studying host-pathogen interaction enables us to understand the underlying mechanisms of the pathogenicity during microbial infection. The prognosis of the host depends on the involvement of an adapted immune response against the pathogen1. Immune response is complex and results from interaction of the pathogens and several immune or non-immune cellular types2. In vitro studies cannot characterise these interactions and focus on cell-pathogen interactions. Moreover, in the airway3, particularly in patients with suppurative chronic lung disease or in mechanically ventilated patients, polymicrobial communities are present and complicate host-pathogen interaction. Pseudomonas aeruginosa and Candida albicans are both problem pathogens4, frequently isolated from tracheobronchial samples, and associated to severe infections, especially in intensive care unit5. Microbial interactions have been reported between these pathogens in vitro but the clinical impact of these interactions remains unclear6. To study the interactions between C. albicans and P. aeruginosa, a murine model of C. albicans airways colonization, followed by a P. aeruginosa-mediated acute lung infection was performed.

Studying Microbial Communities In Vivo: A Model of Host-mediated Interaction Between Candida Albicans and Pseudomonas Aeruginosa in the Airways

While in vitro study of host-pathogen interactions allow the characterization of specific immune responses, in vivo models are required to observe the effects of complex responses. Using Candida albicans exposure followed by Pseudomonas aeruginosa-mediated lung infection, we established a murine model of microbial interactions involved in ventilator-associated pneumonia pathogenicity.

미생물 커뮤니티를 공부<em&gt; 생체</em&gt; 사이에 호스트 매개 상호 작용의 모델<em&gt; 칸디다 알비 칸스</em&gt; 및<em&gt; 녹농균</em&gt; 항공에

Studying host-pathogen interaction enables us to understand the underlying mechanisms of the pathogenicity during microbial infection. The prognosis of ...

Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique

The forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational tool permitting the experimental assessment of lung function in mice in a comprehensive, detailed, precise and reproducible manner. It provides measurements of respiratory system mechanics through the analysis of pressure and volume signals acquired in reaction to predefined, small amplitude, oscillatory airflow waveforms, which are typically applied at the subject's airway opening. The present protocol details the steps required to adequately execute forced oscillation measurements in mice using a computer-controlled piston ventilator (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada). The description is divided into four parts: preparatory steps, mechanical ventilation, lung function measurements, and data analysis. It also includes details of how to assess airway responsiveness to inhaled methacholine in anesthetized mice, a common application of this technique which also extends to other outcomes and various lung pathologies. Measurements obtained in na&iuml;ve mice as well as from an oxidative-stress driven model of airway damage are presented to illustrate how this tool can contribute to a better characterization and understanding of studied physiological changes or disease models as well as to applications in new research areas.

The present protocol provides a detailed step-by-step description of the procedures required to execute measurements of respiratory system mechanics as well as the assessment of airway responsiveness to inhaled methacholine in mice using the forced oscillation technique (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada).

강제 진동 기술을 사용하여 마우스의 호흡기 시스템 역학의 평가

The  forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational  tool permitting the experimental assessment of lung function in mice ...

Assessment of Respiratory Function in Conscious Mice by Double-chamber Plethysmography

Air volume changes created by a conscious subject breathing spontaneously within a body box are at the basis of plethysmography, a technique used to non-invasively assess some features of the respiratory function in humans as well as in laboratory animals. The present article focuses on the application of the double-chamber plethysmography (DCP) in small animals. It provides background information on the methodology as well as a detailed step-by-step procedure to successfully assess respiratory function in conscious, spontaneously breathing animals in a non-invasive manner. The DCP can be used to monitor the respiratory function of multiple animals in parallel, as well as to identify changes induced by aerosolized substances over a chosen time period and in a repeated manner. Experiments on control and allergic mice are used herein to demonstrate the utility of the technique, explain the associated outcome parameters, as well as to discuss the related advantages and shortcomings. Overall, the DCP provides valid and theoretically sound readouts that can be trusted to evaluate the respiratory function of conscious small animals both at baseline and after challenges with aerosolized substances.

The objective of the present article is to provide a detailed description of the recommended procedures to evaluate respiratory function in conscious mice by double-chamber plethysmography.

더블 챔버 Plethysmography 여 의식 생쥐에 호흡기 기능의 평가

Air volume changes created by a conscious subject breathing spontaneously within a body box are at the basis of plethysmography, a technique used to ...

Ex vivo Method for High Resolution Imaging of Cilia Motility in Rodent Airway Epithelia

An ex vivo technique for imaging mouse airway epithelia for quantitative analysis of motile cilia function important for insight into mucociliary clearance function has been established. Freshly harvested mouse trachea is cut longitudinally through the trachealis muscle and mounted in a shallow walled chamber on a glass-bottomed dish. The trachea sample is positioned along its long axis to take advantage of the trachealis muscle to curl longitudinally. This allows imaging of ciliary motion in the profile view along the entire tracheal length. Videos at 200 frames/sec are obtained using differential interference contrast microscopy and a high speed digital camera to allow quantitative analysis of cilia beat frequency and ciliary waveform. With the addition of fluorescent beads during imaging, cilia generated fluid flow also can be determined. The protocol time spans approximately 30 min, with 5 min for chamber preparation, 5-10 min for sample mounting, and 10-15 min for videomicroscopy.

Ex vivo Method for High Resolution Imaging of Cilia Motility in Rodent Airway Epithelia

An easy and reliable technique for visualizing and quantifying airway cilia motility and cilia generated flow using mouse trachea is described. This technique can be modified to determine how a wide range of factors influence cilia motility, including pharmacological agents, genetic factors, environmental exposures, and/or mechanical factors such as mucus load.

설치류기도 상피의 섬모 운동성의 높은 해상도 이미지를위한 생체 방법

An ex vivo technique for imaging mouse airway epithelia for quantitative  analysis of motile cilia function important for insight into mucociliary  ...

Nasal Potential Difference to Quantify Trans-epithelial Ion Transport in Mice

The nasal potential difference test has been used for almost three decades to assist in the diagnosis of cystic fibrosis (CF). It has proven to be helpful in cases of attenuated, oligo- or mono-symptomatic forms of CF usually diagnosed later in life, and of CF-related disorders such as congenital bilateral absence of vas deferens, idiopathic chronic pancreatitis, allergic bronchopulmonary aspergillosis, and bronchiectasis. In both clinical and preclinical settings, the test has been used as a biomarker to quantify responses to targeted therapeutic strategies for CF. Adapting the test to a mouse is challenging and can entail an associated mortality. This paper describes the adequate depth of anesthesia required to maintain a nasal catheter in situ for continuous perfusion. It lists measures to avoid broncho-aspiration of solutions perfused in the nose. It also describes the animal care at the end of the test, including administration of a combination of antidotes of the anesthetic drugs, leading to rapidly reversing the anesthesia with full recovery of the animals. Representative data obtained from a CF and a wild-type mouse show that the test discriminates between CF and non-CF. Altogether, the protocol described here allows reliable measurements of the functional status of trans-epithelial chloride and sodium transporters in spontaneously breathing mice, as well as multiple tests in the same animal while reducing test-related mortality.

Here, we present a protocol to measure nasal potential difference in mice. The test quantifies the function of transmembrane ion transporters such as the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator and the epithelial sodium channel. It is valuable to evaluate the efficacy of novel therapies for cystic fibrosis.

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The nasal potential difference test has been used for almost three decades to assist in the diagnosis of cystic fibrosis (CF). It has proven to be helpful ...

마우스의 기침 민감도를 위한 비침습적 실시간 전신 혈류측정법

Methods for Detecting Cough and Airway Inflammation in Mice

Chronic cough, which lasts for more than 8 weeks, is one of the most common complaints requiring medical attention, and patients suffer from a huge socioeconomic burden and a marked decrement in quality of life. Animal models can mimic the complex pathophysiology of the cough and are important tools for cough research. The detection of cough sensitivity and airway inflammation is of great significance for studying the complex pathological mechanism of cough. This article describes the measurement of cough using a noninvasive and real-time whole-body plethysmography (WBP) system and the normative procedures for harvesting tissue samples (including blood, lung, spleen, and trachea) of mice. It introduces some methods to assess airway inflammation, including pathological changes in hematoxylin and eosin (HE)-stained lung and trachea sections, the total protein concentration, the uric acid concentration, and the lactate dehydrogenase (LDH) activity in the supernatant of bronchoalveolar lavage fluid (BALF), and the leukocytes and differential cell counts of BALF. These methods are reproducible and serve as valuable tools to study the complex pathophysiology of cough.

저자 스포트라이트: 만성 기침의 병태생리학 조사

Here, we describe the measurement of cough using a noninvasive and real-time whole-body plethysmography (WBP) system and the normative procedures for harvesting tissue samples of mice and introduce some methods to assess airway inflammation.

마우스에서 기침 및 기도 염증을 감지하는 방법

Chronic cough, which lasts for more than 8 weeks, is one of the most common complaints requiring medical attention, and patients suffer from a huge ...